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DE69029018T2 - Verfahren zum Nachweis von benachbarten und entfernt lokalisierten Allelen als Haplotypen mittels Intronsequenzanalyse - Google Patents

Verfahren zum Nachweis von benachbarten und entfernt lokalisierten Allelen als Haplotypen mittels Intronsequenzanalyse

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DE69029018T2
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DE
Germany
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locus
sequence
dna sequence
hla
amplified dna
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DE69029018T
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Malcolm J Simons
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Genetic Technologies Ltd
Original Assignee
Genetype AG
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Publication date
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Description

  • Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur Detektion von Allelen und Haplotypen sowie Reagenzien dafür.
  • Teilweise aufgrund einer Anzahl neuer Analysetechniken ist es zu einer beträchtlichen Vergrößerung des Wissens über genetische Informationen, insbesondere beim Menschen, gekommen. Allelvarianten von Gen-Loci sind mit malignen und nichtmalignen monogenen und multigenen Erkrankungen in Korrelation gesetzt worden. Zu monogenen Erkrankungen, für die das defekte Gen identifiziert worden ist, gehören beispielsweise Duchenne-Muskeldystrophie, Sichelzellenanämie, Lesch-Nyhan- Syndrom, Hämophilie, β-Thalassämie, zystische Fibrose, polyzystische Nierenerkrankungen, ADA-Mangel, α-1-Antitrypsin-Mangel, Wilms-Tumor und Retinoblastom. Andere vermutlich monogene Erkrankungen, für die das Gen nicht identifiziert worden ist, umfassen geistige Retardierung durch vererbbare X-Inaktivierung ("fragile X syndrom") und Huntington-Chorea.
  • Es sind auch Gene identifiziert worden, die mit multigenen Erkrankungen, wie Diabetes, Dickdarmkrebs und vorzeitige Koronaratherosklerose, in Zusammenhang stehen.
  • Neben der Identifizierung von Individuen, bei denen das Risiko für genetische Erkrankungen besteht oder die diese aufweisen, ist die Detektion von Allelvarianten eines Gen-Locus zur Organtransplantation, in der Gerichtsmedizin, für Vaterschaffstests und eine Vielzahl anderer Zwecke beim Menschen eingesetzt worden. Bei kommerziell wichtigen Pflanzen und Tieren sind Gene nicht nur analysiert, sondern auch genetisch verändert und in andere Organismen übertragen worden.
  • Es ist eine Anzahl von Techniken eingesetzt worden, um Allelvarianten von Gen-Loci zu detektieren, einschließlich der Analyse polymorpher Restriktionsfragmentlängen- (RFLP)-Muster, der Verwendung von Oligonukleotidsonden und DNA- Amplifikationsverfahren. Eine der kompliziertesten Gruppen von Allelvarianten, der Haupthistokompatibilitätskomplex (MHC), ist eingehend untersucht worden. Die Probleme, denen man beim Versuch, den HLA-Typ eines Individuums zu bestimmen, begegnet, sind exemplarisch für Probleme, wie sie bei der Charakterisierung anderer Gen-Loci auftreten.
  • Der Haupthistokompatibilitätskomplex ist eine Gruppe von Genen, die einen Bereich am kurzen Arm von Chromosom 6 besetzen. Dieser Komplex, der als Humanleukozytenantigen(HLA)-Komplex bezeichnet wird, umfaßt zumindest 50 Loci. Zum Zweck der HLA-Gewebstypisierung werden zwei Hauptklassen von Loci erkannt. Die Klasse I- Loci kodieren für Transplantationsantigene, und sie werden als A, B und C bezeichnet. Die Klasse II-Loci (DRA, DRB, DQA1, DQB, DPA und DPB) kodieren für Produkte, die die Immunreaktionsfähigkeit steuern. Von den Klasse II-Loci sind alle mit Ausnahme des DRA-Locus polymorph. Das heißt, die DRα-Antigenpolypeptidsequenz ist invariant.
  • HLA-Bestimmungen werden für Vaterschaftstests, Transplantatsverträglichkeitstests, in der Gerichtsmedizin, zur Blutkomponententherapie, bei anthropologischen Untersuchungen und bei Erkrankungsassoziations-Korrelationen zur Diagnose von Erkrankungen oder Vorhersage von Anfälligkeit für eine Krankheit verwendet. Aufgrund der Fähigkeit von HLA zur Unterscheidung von Individuen und der Notwendigkeit, den HLA-Typ zur Transplantation abzustimmen, sind Analyseverfahren angestrebt worden, um die Allele des Gen-Locus, der mit dem Komplex in Zusammenhang steht, unzweifelhaft zu charakterisieren. Bisher ist DNA-Typisierung unter Einsatz von RFLP und Oligonukleotidsonden eingesetzt worden, um Klasse II-Locus-Allele zu typisieren. Allele von Klasse I-Loci und Klasse II-DR- und DQ-Loci werden typischerweise durch serologische Verfahren bestimmt. Die Allele des Klasse II-DP-Locus werden durch geprimte Lymphozytentypisierung (PLT) ermittelt.
  • Jedes der HLA-Analyseverfahren weist Nachteile auf. Serologische Verfahren erfordern Standard-Seren, die nicht leicht erhältlich sind und ständig ergänzt werden müssen. Außerdem basiert die Serotypisierung auf der Reaktion der HLA-Genprodukte in der Probe mit den Antikörpern in den Reagensseren. Die Antikörper erkennen die Expressionsprodukte der HLA-Gene an der Oberfläche von Zeilen mit Kern. Die Bestimmung des fötalen HLA-Typs durch serologische Verfahren kann aufgrund der mangelnden Reifung der Expression der Antigene in fötalen Blutzellen schwierig sein.
  • Oligonukleotidsondentypisierung kann innerhalb von zwei Tagen durchgeführt werden und ist durch die jüngste Verwendung von Polymerasekettenreaktion(PCR)- Amplifikation weiter verbessert worden. Oligosondentypisierung auf PCR-Basis ist an Klasse II-Loci durchgeführt worden. Es dauert 5 bis 10 Tage, bis geprimte Lymphozytentypisierung abgeschlossen ist, und sie umfaßt Zellkultivierung mit den ihr eigenen Schwierigkeiten und Schwankungen.
  • RFLP-Analyse ist ist mit einer Dauer von 5 bis 7 Tagen zeitaufwendig. Die Analyse der Fragmentmuster ist komplex. Außerdem erfordert die Technik die Verwendung markierter Sonden. Die am häufigsten verwendete Markierung, ³²P, weist wohlbekannte Nachteile auf, wie sie mit der Verwendung von Radionukliden in Verbindung stehen.
  • Ein rasches, zuverlässiges Verfahren zur Gen-Locus-Analyse ist in hohem Maße wünschenswert.
  • Die US-PS-4.683.195 (an Mullis et al. veröffentlicht am 28. Juli 1987) beschreibt ein Verfahren zum Amplifizieren, Detektieren und/oder Klonieren von Nukleinsäuresequenzen. Das Verfahren umfaßt die Behandlung getrennter komplementärer DNA- Stränge mit zwei Oligonukleotidprimern, das Verlängern der Primer zur Bildung komplementärer Extensionsprodukte, die als Template zum Synthetisieren der gewünschten Nukleinsäuresequenz wirken, und das Detektieren der amplifizierten Sequenz. Das Verfahren wird allgemein als Polymerasekettenreaktionssequenzamplifikationsverfahren oder PCR bezeichnet. Abwandlungen des Verfahrens werden in der US-PS-4.683.194 (an Saiki et al., veröffentlicht am 28. Juli 1987) beschrieben. Das Polymerasekettenreaktionssequenzamplifikationsverfahren wird auch von Saiki et al., Science, 230.1350-1354 (1985) und Scharf et al., Science, 324:163-166 (1986) beschrieben.
  • Die US-PS-4.582.788 (an Erich, veröffentlicht am 15. April 1986) beschreibt ein HLA- Typisierungsverfahren auf Basis von Restriktionslängenpolymorphismus (RFLP) und dabei verwendeten cDNA-Sonden. Das Verfahren wird durch das Spalten der HLA-DNA eines Individuums mit einer Restriktionsendonuklease, die ein polymorphes Spaltungmuster erzeugt, Durchführung von Genom-Blotting des Digests unter Verwendung einer markierten cDNA-Sonde, die zu einer am Polymorphismus beteiligten HLA-DNA-Sequenz komplementär ist, sowie das Vergleichen des resultierenden genomischen Blottingmusters mit einem Standard durchgeführt. Locusspezifische Sonden für Klasse II-Loci (DQ) werden ebenfalls beschrieben.
  • Kogan et al., "New Engl. J.Med." 317:985-990 (1987) beschreibt ein verbessertes PCR- Sequenzamplifikationsverfahren, bei dem eine wärmestabile Polymerase (Taq- Polymerase) und Hochtemperaturamplifikation eingesetzt werden. Die beim Verfahren eingesetzen strengen Bedingungen sorgen für ausreichende Replikationstreue, damit die Analyse der amplifizierten DNA durch Ermitteln der DNA-Sequenzlängen durch visuelle Untersuchung eines mit Ethidiumbromid gefärbten Gels ermöglicht wird. Das Verfahren wurde eingesetzt, um mit Hämophilie A assoziierte DNA zu analysieren, in der zusätzliche Tandem-Wiederholungen einer DNA-Sequenz mit der Erkrankung assoziiert sind und die amplifizierten Sequenzen wesentlich länger als nicht mit der Erkrankung in Verbindung stehende Sequenzen waren.
  • Simons und Erlich, S.952-958, in:"Immunology of HLA" Band 1: Springer-Verlag, New York (1989) geben eine Zusammenfassung der RFLP-Sequenz-Interrelationen an den DPA- und DPB-Locin. Durch Southern-Blotting mit Sonden analysierte RFLP- Fragmentmuster lieferten unterschiedliche Muster für DPw1-5-Allele und die entsprechenden DPB1-Allelsequenzen, charakterisierten zwei subtypische Muster für DPw2 und DPw4 und identifizierten neue DPw-Allele.
  • Simons et al., S.959-1023, in: "Immunology of HLA", Band 1: Springer-Verlag, New York (1989) gibt eine Zusammenfassung der Restriktionslängenpolymorphismen von HLA-Sequenzen für Klasse II-Loci, wie durch den 10. Internationalen Workshop für Southern-Blot-Analyse ermittelt. Es wurde gezeigt, daß die Southern-blot-Analyse zur Typisierung der Hauptklassen an HLA-Loci geeignet ist.
  • Eine Serie aus drei Artikeln [Rommens et al., Science 245:1059-1065 (1989), Riordan et al., Science 245:1066-1072 (1989) und Kerem et al., Science 245:1073-1079 (1989) berichten über ein neues als "Jumping" bezeichnetes Genanalyseverfahren, das verwendet wird, um die Position des CF-Gens, die Sequenz des CF-Gens und den Defekt im Gen bzw. seinen Prozentsatz in der Erkrankungspopulation zu identifizieren.
  • DiLelia et al., The Lancet i: 497-499 (1988) beschreibt ein Screening-Verfahren zum Detektieren der beiden Hauptallele, die für Phenylketonurie bei Kaukasiern mit nordeuropäischer Abstammung verantwortlich sind. Die Mutationen, die sich in etwa in der Mitte von Exon 12 und an der Exon 12-Verbindungsstelle mit der intervenierenden Sequenz 12 befinden, werden durch PCR-Amplifikation eines 245 bp-Bereichs von Exon 12 und der flankierenden intervenierenden Sequenzen detektiert. Die amplifizierte Sequenz umfaßt beide Mutationen und wird unter Verwendung von Sonden analysiert, die für jedes der Allele spezifisch sind (ohne vorherige elektrophoretische Trennung).
  • Dicker et al., BioTechniques 7:830-837 (1989) und Mardis et al., Biotechniques 7:840- 850 (1989) berichten von automatisierten Techniken zum Sequenzieren von DNA- Sequenzen, insbesondere durch PCR hergestellten Sequenzen.
  • Jeder der oben beschriebenen Literaturverweise ist hierin vollständig durch Verweis eingeschlossen.
  • Die vorliegende Erfindung stellt ein Verfahren zur Detektion von zumindest einem Allel eines Gen-Locus bereit und kann zur direkten Bestimmung des Haplotyps verwendet werden. Das Verfahren umfaßt das Amplifizieren von genomischer DNA mit einem Primerpaar, das eine Intronsequenz umspannt und eine DNA-Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit einem zu detektierenden Allel befindet. Die primerdefinierte DNA-Sequenz enthält eine ausreichende Anzahl an Intronsequenznukleotiden, um das Allel zu charakterisieren. Die genomische DNA wird amplifiziert, um eine für das Allel charakteristische amplifizierte DNA-Sequenz zu erzeugen. Die amplifizierte DNA-Sequenz wird analysiert, um das Vorhandensein einer genetischen Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz, wie eine Änderung in der Länge der Sequenz, den Erhalt oder Verlust einer Restriktionsstelle oder die Substitution eines Nukleotids, zu detektieren. Die Variation ist für das zu detektierende Allel charakteristisch.
  • Die vorliegende Erfindung basiert auf dem Ergebnis, daß Intronsequenzen genetische Variationen enthalten, die für benachbarte und entfernte Allele auf demselben Chromosom charakteristisch sind. Insbesondere können DNA-Sequenzen, die eine ausreichende Anzahl an Intronsequenznukleotiden umfassen, zur direkten Haplotypbestimmung verwendet werden.
  • Das Verfahren kann eingesetzt werden, um Allele von Gen-Loci für jeden eukaryotischen Organismus zu detektieren. Von besonderem Interesse sind Loci, die mit malignen und nichtmalignen monogenen und multigenen Erkrankungen assoziiert sind, sowie die Identifizierung einzelner Organismen oder Spezies sowohl bei Pflanzen als auch bei Tieren. Bei einer bevorzugten Ausführungsform wird das Verfahren eingesetzt, um HLA-Alleltyp und -haplotyp zu bestimmen.
  • Es werden auch Sets beschrieben, die ein oder mehrere beim Verfahren verwendete Reagenzien umfassen.
  • Die vorliegende Erfindung stellt ein Verfahren zur Detektion von Allelen und Haplotypen durch Analyse von Intronsequenzvariation bereit. Die vorliegende Erfindung basiert auf der Entdeckung, daß die Amplifikation von Intronsequenzen, die Verbindungsungleichgewicht mit benachbarten und entfernten Loci aufweisen, verwendet werden können, um Allele dieser Loci zu detektieren. Das erfindungsgemäße Verfahren liest Haplotypen als direkten Output der Introntypisierungsanalyse, wenn ein einzelner, individueller Organismus getestet wird. Das Verfahren ist besonders nützlich bei Menschen, ist aber allgemein auf alle Eukaryoten anwendbar, und wird vorzugsweise verwendet, um Pflanzen- und Tierspezies zu analysieren.
  • Das Verfahren umfaßt das Amplifizieren von genomischer DNA mit einem Primerpaar, das eine Intronsequenz umspannt und eine DNA-Sequenz in genetischer Verbindung mit einem zu detektierenden Allel definiert. Primerstellen befinden sich in konservierten Bereichen in den Introns oder Exons, die die zu amplifizierende Intronsequenz begrenzen. Die primerdefinierte DNA-Sequenz enthält eine ausreichende Anzahl an Intronsequenznukleotiden, um das Allel zu charakterisieren. Die amplifizierte DNA- Sequenz wird analysiert, um das Vorhandensein einer genetischen Variation, wie z.B. eine Änderung in der Länge der Sequenz, den Erhalt oder Verlust einer Restriktionsstelle oder die Substitution eines Nukleotids, zu detektieren.
  • Die Intronsequenzen liefern genetische Variationen, die, zusätzlich zu den bei Exonsequenzen zu findenden, die Proben-DNA weiter unterscheiden, wodurch zusätzliche Information über den einzelnen Organismus geliefert wird. Diese Information ist besonder wertvoll für die Identifizierung von Individuen, wie bei Vaterschaftsbestimmungen oder Anwendungen in der Gerichtsmedizin. Die Information ist auch bei anderen Anwendungen wertvoll, wo Heterozygote (zwei verschiedene Allele) von Homozygoten (zwei Kopien eines Allels) zu unterscheiden sind.
  • Im spezielleren liefert die vorliegende Erfindung Information bezüglich der Intronvariation. Unter Verwendung der Verfahren und Reagenzien gemäß vorliegender Erfindung sind zwei Typen von Intronvariation, die mit Gen-Loci assoziiert sind, gefunden worden. Der erste ist die allelassoziierte Intronvariation. Das heißt, das Intronvariationsmusters ist mit dem Alleltyp am benachbarten Locus assoziiert. Der zweite Variationstyp ist mit entfernten Allelen (Haplotypen) assoziiert. Das heißt, die Variation ist in einzelnen Organismen mit demselben Genotyp am Primärlocus vorhanden. Es können Unterschiede zwischen Sequenzen derselben benachbarten und entfernten Locusarten auftreten. Eine auf ein Individuum begrenzte Variation ist jedoch selten.
  • Weiters variiert eine amplifizierte DNA-Sequenz, die ausreichende Intronsequenzen enthält, je nach dem in der Probe vorhandenen Allel. Das heißt, die Introns enthalten genetische Variationen (z.B. Längenpolymorphismen aufgrund von Insertionen und/oder Deletionen und Änderungen in der Anzahl oder Position der Restriktionsstellen), die mit dem speziellen Allel des Locus und mit den Allelen entfernter Loci assoziiert sind.
  • Es werden auch die bei der Durchführung der erfindungsgemäßen Verfahren verwendeten Reagenzien beschrieben. Die Reagenzien können in Form eines Sets bereitgestellt werden, das ein oder mehrere der beim Verfahren verwendeten Reagenzien umfaßt.
  • Definitionen
  • Der Begriff "Allel", wie hierin verwendet, bezeichnet eine genetische Variation, die mit einem Kodierbereich assoziiert ist; d.h., eine Alternativform des Gens.
  • Der Begriff "Bindung" (linkage), wie hierin verwendet, bezieht sich auf das Ausmaß, in dem Bereiche genomischer DNA miteinander vererbt werden. Bereiche auf verschiedenen Chromosomen weisen keine Bindung auf und werden zu 50% miteinander vererbt. Benachbarte Gene, die immer gemeinsam vererbt werden, weisen 100%ige Bindung auf.
  • Der Begriff "Bindungsungleichgewicht" ("linkage disequilibrium"), wie hierin verwendet, bezeichnet das Miteinanderauftreten von zwei Allelen an verbundenen Loci, sodaß die Frequenz des Miteinanderauftretens der Allele größer ist als man aufgrund der getrennten Auffretensfrequenzen eines jeden Allels erwartet würde. Allele, die miteinander mit Frequenzen, die von ihren getrennten Frequenzen erwartet würden, auftreten, bezeichnet man als in "Bindungsgleichgewicht" befindlich.
  • Wie hierin verwendet, ist "Haplotyp" ein Bereich genomischer DNA auf einem Chromosom, der durch Rekombinationsstellen so begrenzt ist, daß Gen-Loci innerhalb eines haplotypischen Bereichs üblicherweise als Einheit vererbt werden. Es können jedoch gelegentlich genetische Neuanordnungen innerhalb eines Haplotyps auftreten. Daher ist einer Begriff Haplotyp ein operativer Begriff, der sich auf das Auftreten verbundener Loci auf einem Chromosom bezieht.
  • Wie hierin verwendet, bezeichnet der Begriff "Intron" untranslatierte DNA-Sequenzen zwischen Exons gemeinsam mit untranslatierten 5'- und 3'-Bereichen, die mit einem Gen-Locus assoziiert sind. Außerdem wird der Begriff verwendet, um die Abstandssequenzen zwischen Gen-Loci (intergene Abstandssequenzen) zu bezeichnen, die nicht mit einem Kodierbereich assoziiert sind und umgangssprachlich als "Junk bzw. Abfall" bezeichnet werden. Während in der Fachwelt der Begriff "Intron" traditionellerweise verwendet wird, um nur die untranslatierten Sequenzen zwischen Exons zu bezeichnen, wurde diese erweiterte Definiton durch das Fehlen eines in der Fachwelt anerkannten Begriffs für alle Nicht-Exon-Sequenzen notwendig gemacht.
  • Wie hierin verwendet, ist eine "intervenierende Sequenz" ein Intron, das sich zwischen zwischen zwei Exons innerhalb eines Gens befindet. Der Begriff umfaßt nicht stromauf und stromab befindliche Nichtkodiersequenzen, die mit dem Gen-Locus assoziiert sind.
  • Wie hierin verwendet, bezeichnet der Begriff "amplifizierte DNA-Sequenz" DNA- Sequenzen, die Kopien eines Abschnitts einer DNA-Sequenz und ihrer komplementären Sequenz sind, welche Kopien in der Nukleotidsequenz der ursprünglichen DNA- Sequenz und ihrer komplementären Sequenz entsprechen.
  • Der Begriff "Komplement" wie hierin verwendet, bezeichnet eine DNA-Sequenz, die zu einer bestimmten DNA-Sequenz komplementär ist.
  • Der Begriff "Primerstelle", wie hierin verwendet, bezeichnet den Bereich der Ziel-DNA, an den ein Primer hybridisiert.
  • Der Begriff "Primerpaar", wie hierin verwendet, bezeichnet einen Primersatz, der einen stromauf befindlichen 5'-Primer, der mit dem 5'-Ende der zu amplifizierenden DNA- Sequenz hybridisiert, und einen stromab befindlichen 3'-Primer umfaßt, der mit dem Komplement des 3'-Endes der zu amplifizierenden Sequenz hybridisiert.
  • Der Begriff "exonbegrenzte Primer", wie hierin verwendet, bezeichnet ein Primerpaar, das Primer aufweist, die sich innerhalb oder unmittelbar außerhalb eines Exons in einem konservierten Abschnitt des Introns befinden, welche Primer eine DNA-Sequenz amplifizieren, die ein Exon oder einen Abschnitt davon und nicht mehr als einen kleinen Para-Exonbereich des/der benachbarten Intron(s) umfassen.
  • Der Begriff "intronumspannende Primer", wie hierin verwendet, bezeichnet ein Primerpaar, das zumindest einen Abschnitt eines Introns amplifiziert, welcher amplifizierte Intronbereich Sequenzen umfaßt, die nicht konserviert sind. Die intronumspannenden Primer können sich in konservierten Bereichen der Introns oder in benachbarten, stromauf und/oder stromab gelegenen Exonsequenzen befinden.
  • Der Begriff "Gen-Locus", wie hierin verwendet, bezeichnet den Bereich der genomischen DNA, der das für ein Protein kodierende Gen umfaßt, das beliebige stromauf oder stromab gelegene transkribierte Nichtkodierbereiche und assoziierte Regulationsbereiche umfaßt. Daher ist ein HLA-Locus der Bereich der genomischen DNA, der das für ein HLA-Genprodukt kodierende Gen umfaßt.
  • Wie hierin verwendet, bezeichnet der Begriff "benachbarter Locus" entweder (1) den Locus, indem sich eine DNA-Sequenz befindet, oder (2) den nächsten stromauf oder stromab gelegenen Gen-Locus für Intron-DNA-Sequenzen, die nicht mit einem Gen- Locus assoziiert sind.
  • Wie hierin verwendet, bezeichnet der Begriff "eptfernter Locus" entweder (1) einen Locus, der sich stromauf oder stromab von dem Locus befindet, an dem sich eine DNA- Sequenz befindet, oder (2) bei Intronsequenzen, die nicht mit einem Gen-Locus assoziiert sind, einen Locus, der sich stromauf oder stromab vom nächsten stromauf oder stromab gelegenen Gen-Locus zur Intronsequenz befindet.
  • Der Begriff "locusspezifischer Primer", wie hierin verwendet, bezeichnet einen Primer, der unter den beim Amplifikationsverfahren eingesetzten Bedingungen zumindest für ein Allel des Locus spezifisch mit einem Abschnitt des angeführten Gen-Locus oder seinem komplementären Strang hybridisiert und nicht mit anderen DNA-Sequenzen hybridisiert.
  • Wie hierin verwendet, bezeichnen die Begriffe "Endonuklease" und "Restriktionsendonuklease" ein Enzym, das doppelstrangige DNA mit einer speziellen Nukleotidsequenz schneidet. Die Spezifititäten zahlreicher Endonukleasen sind wohlbekannt und sind in einer Vielzahl von Veröffentlichungen zu finden, z.B. "Molecular Cloning: A Laboratory Manual", von Maniatis et al., Cold Spring Harbor Laboratory 1982. Dieses Handbuch ist in seiner Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen.
  • Der Begriff "Restriktionsfragmentlängenpolymorphismus" (oder RFLP), wie hierin verwendet, bezeichnet Unterschiede bei den DNA-Nukleotidsequenzen, die Fragmente mit unterschiedlichen Längen erzeugen, wenn sie von einer Restriktionsendonuklease gespalten werden.
  • Der Begriff "primerdefinierte Längenpolymorpismen" (oder PDLP), wie hierin verwendet, bezeichnet Unterschiede in den Längen amplifizierter DNA-Sequenzen aufgrund von Insertionen oder Deletionen im Intronbereich des Locus, der in der amplifizierten DNA-Sequenz enthalten ist.
  • Der Begriff "HLA-DNA", wie hierin verwendet, bezeichnet DNA, die jene Gene umfaßt, die für HLA-Antigene kodieren. HLA-DNA ist in allen menschlichen Zellen mit Kern zü finden.
  • Primer
  • Das erfindungsgemäße Verfahren basiert auf der Amplifikation ausgewählter Intronbereiche genomischer DNA. Diese Methode wird durch die Verwendung von Primern erleichtert, die selektiv DNA amplifizieren, die mit einem oder mehreren Allele eines Gen-Locus von Interesse und nicht mit anderen Gen-Loci assoziiert ist.
  • Ein locuspezifisches Primerpaar enthält einen 5' stromauf gelegenen Primer, der das 5'- Ende der amplifizierten Sequenz durch Hybridisierung mit dem 5'-Ende der zu amplifizierenden Zielsequenz definiert, und einen 3' stromab gelegenen Primer, der das 3'-Ende der amplifizierten Sequenz durch Hybridisieren mit dem Komplement des 3'- Endes der zu amplifizierenden DNA-Sequenz definiert. Die Primer im Primerpaar hybridisieren unter den gemäß vorliegender Erfindung eingesetzten Bedingungen nicht mit der DNA anderer Gen-Loci.
  • Für jeden Primer des locuspezifischen Primerpaares hybridisiert der Primer mit zumindest einem Allel des zu amplifizierenden DNA-Locus oder seinem Komplement. Es kann ein Primerpaar für jedes Allel eines gewählten Locus hergestellt werden, welches Primerpaar nur DNA für den gewählten Locus amplifiziert. Auf diese Weise können Kombinationen aus Primerpaaren verwendet werden, um genomische DNA eines bestimmten Locus unabhängig davon zu amplifizieren, welches Allel in einer Probe vorhanden ist. Vorzugsweise amplifiziert das Primerpaar DNA von zumindest zwei, mehr bevorzugt mehr als zwei Allele eines Locus. Bei einer am meisten bevorzugten Ausführungsform sind die Primerstellen konserviert und amplifizieren so alle Haplotypen. Es werden jedoch auch Primerpaare oder Kombinationen daraus in Erwägung gezogen, die sich spezifisch an die häufigsten in einer bestimmten Populationsgruppe vorhandenen Allele binden.
  • Die amplifizierte DNA-Sequenz, die durch die Primer definiert wird, enthält eine ausreichende Anzahl von Intronsequenznukleotiden, um zwischen zumindest zwei Allele eines benachbarten Locus zu unterscheiden, und vorzugsweise das Allel des Locus zu identifizieren, das in der Probe vorhanden ist. Für manche Zwecke kann die Sequenz auch so ausgewählt werden, daß sie ausreichende genetische Variationen enthält, um zwischen einzelnen Organismen mit dem gleichen Alle oder zwischen Haplotypen zu unterscheiden.
  • Sequenzlänge
  • Die Länge der amplifizierten Sequenz, die erforderlich ist, um ausreichende genetische Variabilität zu enthalten, um die Unterscheidung zwischen allen Allelen eines Locus zu ermöglichen, steht in direkter Beziehung zum Ausmaß des Polymorphismus des Locus (der Anzahl an Allelen). Das heißt, mit zunehmender Anzahl an Allelen des untersuchten Locus nimmt die Größe einer amplifizierten Sequenz, die ausreichende genetische Variationen zur Identifizierung eines jeden Allels enthält, zu. Bei einer bestimmten Populationsgruppe können ein oder mehrere der erkannten Allele für jeden gegebenen Locus von dieser Gruppe fehlen und müssen bei der Ermittlung einer Sequenz, die ausreichende Variabilität für diese Gruppe enthält, nicht berücksichtigt werden. Herkömmlicherweise werden die Primerpaare jedoch so ausgewählt, daß sie eine DNA-Sequenz amplifizieren, die ausreicht, um zwischen allen erkannten Allelen des untersuchten Locus zu unterscheiden. Dieselben Überlegungen gelten, wenn ein Haplotyp bestimmt wird.
  • Beispielsweise ist der am wenigsten polymorphe HLA-Locus DPA, der zur Zeit 4 erkannte Allele aufweist. Bei diesem Locus enthält ein Primerpaar, das nur einen Abschnitt des variablen Exons, das für die Allelvariation kodiert, amplifiziert, ausreichende genetische Variabilität, um zwischen den Allelen zu unterscheiden, wenn sich die Primerstellen in einem geeigneten Bereich des variablen Exons befinden. Exonbegrenzte Primer können verwendet werden, um eine amplifizierte Sequenz herzustellen, die nicht mehr als etwa 200 Nukleotide (nt) enthält. Mit steigender Zahl der Allele des Locus muß sich jedoch die Anzahl genetischer Variationen in der Sequenz erhöhen, um alle Allele zu unterscheiden. Die Hinzufügung invarianter Exonsequenzen sorgt nicht für zusätzliche genetische Variation. Wenn etwa 8 oder mehr Allele zu unterscheiden sind, wie beim DQA1-Locus und stärker variablen Loci, sollten sich die amplifizierten Sequenzen in zumindest ein Intron im Locus erstrecken, vorzugsweise ein Intron, das an das variable Exon angrenzt.
  • Außerdem sind, wenn Allele des Locus vorliegen, die sich durch ein einziges Basenpaar im variablen Exon unterscheiden, Intronsequenzen in den amplifizierten Sequenzen enthalten, um für ausreichende Variabilität zu sorgen, um Allele zu unterscheiden. Beispielsweise unterscheiden sich beim DQA1-Locus (mit 8 zur Zeit erkannten Allelen) und dem DPB-Locus (mit 24 Allelen), das DQA1.1/1.2- (nun als DQA1 0101/0102 bezeichnet) und das DPB2.1/4.2- (nun als DPB0201/0402 bezeichnet) Allel durch ein einziges Basenpaar. Um diese Allele zu unterscheiden, sind amplifizierte Sequenzen erforderlich, die einen Intronsequenzbereich umfassen. Je nach der Position der Sequenz sind etwa 300 bis 500 Nukleotide ausreichend. Das heißt, es sind 300 bis 500 Nukleotide ausreichend, die primär Intronsequenznukleotide umfassen, die dem variablen Exon ausreichend nahe sind.
  • Bei Loci mit ausgeprägteren Polymorphismen (wie z.B. DQB mit 14 zur Zeit erkannten Allelen, DPB mit 24 zur Zeit erkannten Allelen, DRB mit 34 zur Zeit erkannten Allelen und bei jedem der Klasse I-Loci) müssen die amplifizierten Sequenzen größer sein, um für ausreichende Variabilität zu sorgen, um zwischen allen Allelen zu unterscheiden. Eine amplifizierte Sequenz, die zumindest etwa 0,5 Kilobasen (Kb), vorzugsweise zumindest etwa 1,0 Kb, mehr bevorzugt zumindest etwa 1,5 Kb, enthält, stellt im allgemeinen eine ausreichende Anzahl an Restriktionsstellen für Loci mit ausgeprägteren Polymorphismen bereit. Die amplifizierten Sequenzen, die verwendet werden, um in hohem Maße polymorphe Loci zu charakterisieren, haben im allgemeinen eine Länge zwischen etwa 800 und etwa 2.000 Nukleotiden (nt), vorzugsweise zwischen etwa 1.000 und etwa 1.800 Nukleotiden.
  • Wenn Haplotypinformation bezüglich entfernter Allele erwünscht ist, haben die Sequenzen im allgemeinen eine Länge zwischen etwa 1.000 und etwa 2.000 nt. Längere Sequenzen sind erforderlich, wenn die amplifizierte Sequenz in hohem Maß konservierte Bereiche umfassen, wie Exons oder in hohem Maße konservierte Intronbereiche, umfassen, z.B. Promotoren, Operatoren und andere DNA- Regulationsbereiche. Längere amplifizierte Sequenzen (die mehr Intronnukleotidsequenzen enthalten) sind ebenfalls erforderlich, da der Abstand zwischen den amplifizierten Sequenzen und dem zu detektierenden Alle zunimmt.
  • In hohem Maße konservierte Bereiche, die in der amplifizierten DNA-Sequenz enthalten sind, wie z.B. Exonsequenzen oder in hohem Maße konservierte Intronsequenzen (z.B. Promotoren, Enhancer oder andere Regulationsbereiche) können für wenig oder keine genetische Variation sorgen. Daher tragen solche Bereich nicht oder nur minimal zu den genetischen Variationen bei, die in der amplifizierten DNA- Sequenz vorliegen. Wenn solche Bereiche in der amplifizierten DNA-Sequenz enthalten sind, können zusätzliche Nukleotide erforderlich sein, um ausreichende genetische Variationen zu umfassen, um Allele zu unterscheiden, verglichen mit einer amplifizierten DNA-Sequenz gleicher Länge, die nur Intronsequenzen enthält.
  • Position der amplifizierten DNA-Sequenz
  • Die amplifizierte DNA-Sequenz ist in einem Bereich genomischer DNA angeordnet, der genetische Variation enthält, die sich in genetischer Verbindung mit dem zu detektierenden Allel befindet. Vorzugsweise ist die Sequenz in einer Intronsequenz angrenzend an ein Exon des Gen-Locus angeordnet. Mehr bevorzugt umfaßt die amplifizierte Sequenz eine intervenierende Sequenz, die an ein Exon angrenzt, das für die mit dem Locus assoziierte Allelvariabilität kodiert (ein variables Exon). Die Sequenz umfaßt vorzugsweise zumindest einen Abschnitt eines der Introns, das an ein variables Exon angrenzt, und kann einen Abschnitt des variablen Exons umfassen. Wenn zusätzliche Sequenzinformation erforderlich ist, umfaßt die amplifizierte DNA-Sequenz vorzugsweise ein variables Exon und die gesamten oder einen Teil der beiden angrenzenden Intronsequenzen.
  • Alternativ dazu kann sich die amplifizierte Sequenz in einem Intron befinden, das nicht an ein Exon des Gen-Locus angrenzt. Solche Introns sind in den stromab oder stromauf befindlichen flankierenden Genbereichen oder sogar in einer intervenierenden Sequenz in einem weiteren Gen-Locus angeordnet, der sich in Bindungsungleichgewicht mit dem zu detektierenden Allel befindet.
  • Bei einigen Gen-Loci sind möglicherweise keine genomischen DNA-Sequenzen verfügbar. Wenn nur cDNA-Sequenzen verfügbar sind und keine Intron-Positionen innerhalb der Sequenz identifiziert sind, werden Primer in Intervallen von etwa 200 nt ausgewählt und verwendet, um genomische DNA zu amplifizieren. Wenn die amplifizierte Sequenz etwa 200 nt enthält, wird die Position des ersten Primers etwa 200 nt zu einer Seite der Position des zweiten Primers bewegt, und die Amplifikation wird wiederholt, bis entweder (1) eine amplifizierte DNA-Sequenz erzeugt wird, die größer als erwartet ist, oder (2) keine amplifizierte DNA-Sequenz erzeugt wird. In jedem Fall ist die Position einer Intron-Sequenz bestimmt worden. Die gleiche Methode kann eingesetzt werden, wenn nur die Sequenz einer Markerstelle verfügbar ist, die stark mit dem Gen-Locus verbunden ist, wie im Fall vieler Gene, die mit Erbkrankheiten assoziiert sind.
  • Wenn die amplifizierte DNA-Sequenz nicht das gesamte oder einen Abschnitt eines Introns umfaßt, das an das/die variablen Exon(s) angrenzt, muß die Sequenz auch einer zweiten Anforderung entsprechen. Die amplifizierte Sequenz muß dem/den variablen Exon(s) ausreichend nahe sein, um Rekombination und Verlust des Bindungsungleichgewichts zwischen der amplifizierten Sequenz und dem/den variablen Exon(s) auszuschließen. Diese Anforderung wird erfüllt, wenn sich die Bereiche der genomischen DNA innerhalb von etwa 5 Kb, vorzugsweise innerhalb von etwa 4 Kb, am meisten bevorzugt innerhalb von 2 Kb vom/von den variablen Exon(s) befinden. Die amplifizierte Sequenz kann sich außerhalb des Gen-Locus befinden, liegt aber vorzugsweise innerhalb des Gen-Locus.
  • Vorzugsweise umfaßt die durch die Primer definierte amplifizierte DNA-Sequenz bei jedem Primerpaar zumindest 200 Nukleotide, und mehr bevorzugt zumindest 400 Nukleotide einer intervenierenden Sequenz, die an das/die variablen Exon(s) angrenzt. Obwohl das variable Exon üblicherweise in einer bestimmten Anzahl an Nukleotiden weniger Variationen bietet als eine angrenzende intervenierende Sequenz sorgt jede dieser Variationen für allelrelevante Information. Daher bietet der Einschluß des variablen Exons einen Vorteil.
  • Da die PCR-Methode verwendet werden kann, um Sequenzen mit mehreren Kb zu amplifizieren, können die Primer so angeordnet werden, daß zusätzliche Exons oder intervenierende Sequnzen in der amplifizierten Sequenz enthalten sind. Selbstverständlich vergrößert die erhöhte Größe der amplifizierten DNA-Sequenz die Wahrscheinlichkeit eines Replikationsfehlers, sodaß die Zugabe invarianter Bereiche gewisse Nachteile verursacht. Es ist jedoch nicht so wahrscheinlich, daß diese Nachteile eine Analyse auf Basis der Länge der Sequenz oder des RFLP-Fragmentmusters beeinflussen, wie eine, die auf dem Sequenzieren des Amplifikationsproduktes basiert. Bei bestimmten Allelen, insbesondere jenen mit in hohem Maße ähnlichen Exonsequenzen, können amplifizierte Sequenzen mit mehr als etwa 1 oder 1,5 Kb notwendig sein, um zwischen allen Allelen eines speziellen Locus zu unterscheiden.
  • Die Enden der amplifizierten DNA-Sequenz werden durch das bei der Amplifikation verwendete Primerpaar definiert. Jede Primersequenz muß einem konservierten Bereich der genomischen DNA-Sequenz entsprechen. Daher wird die Position der amplifizierten Sequenz bis zu einem gewissen Grad durch die Notwendigkeit diktiert, die Primer in konservierten Bereichen zu positionieren. Wenn keine ausreichende Intronsequenzinformation verfügbar ist, um konservierte Intronbereiche zu bestimmen, können die Primer in konservierten Bereichen der Exons positioniert sein und verwendet werden, um Intronsequenzen zwischen diesen Exons zu amplifizieren.
  • Wenn für den Gen-Locus keine entsprechend positionierten, konservierten Sequenzen einzigartig sind, kann ein zweiter Primer, der innerhalb der durch das erste Primerpaar erzeugten amplifizierten Sequenz positioniert ist, verwendet werden, um für eine amplifizierte DNA-Sequenz zu sorgen, die für den Gen-Locus spezifisch ist. Zumindest einer der Primer des zweiten Primerpaares befindet sich in einem konservierten Bereich der amplifizierten DNA-Sequenz, die durch das erste Primerpaar definiert ist. Das zweite Primerpaar wird nach der Amplifikation mit dem ersten Primerpaar verwendet, um einen Abschnitt der amplifizierten DNA-Sequenz zu amplifizieren, der durch das erste Primerpaar erzeugt wird.
  • Es gibt drei Haupttypen genetischer Variationen, die detektiert und verwendet werden können, um ein Alle zu identifizieren. Diese Variationen sind, geordnet nach der Einfachheit ihrer Detektion, (1) eine Änderung der Länge der Sequenz, (2) eine Änderung des Vorhandenseins oder der Position zumindest einer Restriktionsstelle und (3) die Substitution eines oder einiger Nukleotide, die nicht zu einer Änderung der Restriktionsstelle führt. Andere Variationen innerhalb der amplifizierten DNA-Sequenz sind ebenfalls detektierbar.
  • Es gibt drei Arten von Techniken, die eingesetzt werden können, um die Variationen zu detektieren. Die erste ist das Sequenzieren der amplifizierten DNA-Sequenz. Das Sequenzieren ist das zeitaufwendigste und auch das am meisten aufklärende Analyseverfahren, da damit jede Art von genetischer Variation in der amplifizierten Sequenz detektiert wird. Beim zweiten Analyseverfahren werden allelspezifische Oligonukleotid- oder sequenzspezifische Oligonukleotidsonden (ASO- oder SSOSonden) verwendet. Sonden können einzelne Nukleotidänderungen, die zu jeder der Arten genetischer Variationen führen, detektieren, solange die exakte Sequenz der variablen Stelle bekannt ist. Bei einer dritten Art von Analyseverfahren werden Sequenzen mit unterschiedlichen Längen (z.B. aufgrund einer Insertion oder Löschung oder einer Änderung in der Position einer Restriktionstelle) und/oder unterschiedlicher Sequenzanzahl (aufgrund von Erhalt oder Verlust an Restriktionsstellen) detektiert. Ein bevorzugtes Detektionsverfahren ist jenes durch Gel- oder Kapillarelektrophorese. Um Änderungen in den Längen der Fragmente oder der Anzahl der Fragmente aufgrund von Änderungen der Restriktionsstellen zu detektieren, muß die amplifizierte Sequenz vor der Analyse der Fragmentlängenmuster mit einer geeigneten Restriktionsendonuklease gespalten werden.
  • Die erste genetische Variation ist ein Unterschied in der Länge der primerdefinierten amplifizierten DNA-Sequenz, was hierin als primerdefinierter Längenpolymorphismus (PDLP) bezeichnet wird, welcher Längenunterschied zwischen zumindest zwei Allelen des Gen-Locus unterscheidet. Die PDLPs sind das Ergebnis von Insertionen oder Deletionen großer Strecken (im Vergleich zur Gesamtlänge der amplifizierten DNA- Sequenz) von DNA im Abschnitt der durch das Primerpaar definierten Intronsequenz. Um PDLPS zu detektieren, befindet sich die amplifizierte DNA-Sequenz in einem Bereich, der Insertionen oder Deletionen mit einer Größe enthält, die durch das gewählte Verfahren detektiert werden kann. Die amplifizierte DNA-Sequenz sollte eine Länge aufweisen, die für optimale Auftrennung der Längendifferenzen sorgt. Bei der Elektrophorese sorgen DNA-Sequenzen mit einer Länge von etwa 300 bis 500 Basen für optimale Auftrennung der Längendifferenzen. Es können Nukleotidsequenzen unterschieden werden, die sich in der Länge um nicht mehr als 3 nt, vorzugsweise 25 bis 50 nt, unterscheiden. Es sind jedoch auch Sequenzen mit einer Länge von nicht weniger als 800 bis 2.000 nt unterscheidbar, die die sich um zumindest etwa 50 nt unterscheiden. Gelelektrophorese und Kapillarelektrophorese unterliegen ähnlichen Auftrennungsgrenzen. Vorzugsweise betragen die Längendifferenzen zwischen amplifizierten DNA-Sequenzen zumindest 10, mehr bevorzugt 20, am meisten bevorzugt 50 oder mehr nt zwischen den Allelen. Vorzugsweise hat die amplifizierte DNA-Sequenz zwischen 300 und 1.000 nt und umfaßt Längendifferenzen von zumindest 3, vorzugsweise 10 oder mehr nt.
  • Vorzugsweise befindet sich die amplifizierte Sequenz in einem Bereich, der PDLP- Sequenzen liefert, die die meisten oder alle Allele eines Locus unterscheiden. Ein Beispiel für die Identifizierung auf PDLP-Basis von 5 der 8 DQA1-Allele wird in den Beispielen im Detail beschrieben.
  • Wenn die zu detektierende Variation eine Änderung einer Restriktionsstelle ist, enthält die amplifizierte DNA-Sequenz notwendigerweise zumindest eine Restriktionsstelle, die (1) in einem Allel und nicht in einem anderen vorhanden ist, (2) offensichtlich in einer anderen Position in der Sequenz von zumindest zwei Allelen angeordnet ist oder (3) bei der Kombinationen daraus vorliegen. Die amplifizierte Sequenz ist vorzugsweise so angeordnet, daß die Restriktionsendonukleasenspaltung Fragmente mit detektierbar anderen Längen erzeugt und nicht zwei oder mehr Fragmente mit in etwa gleicher Länge. Bei Alleldifferenzen, die durch ASO- oder SSO-Sonden detektiert werden, umfaßt die amplifizierte DNA-Sequenz einen Bereich mit von etwa 200 bis etwa 400 nt, der in einem oder mehreren Allelen vorhanden ist und in einer oder mehreren anderen Allelen nicht vorhanden ist. Bei einer am meisten bevorzugten Ausführungsform enthält die Sequenz einen Bereich, der durch eine Sonde detektierbar ist und nur einem Allel des Gen-Locus vorhanden ist. Es können jedoch Kombinationen aus Sonden, die mit manchen Allelen reagieren und mit anderen nicht, zum Charakterisieren der Allele verwendet werden.
  • Für das hierin beschriebene Verfahren wird in Erwägung gezogen, daß für in hohem Maße polymorphe Loci die Verwendung von mehr als einer amplifizierten DNA- Sequenz und/oder der Einsatz von mehr als einem Analyseverfahren pro amplifizierter DNA-Sequenz erforderlich ist, insbesondere für Loci, wo sich die Allele durch einzelne Nukleotidsubstitutionen unterscheiden, die für das Allel nicht einzigartig sind, oder wenn Information bezüglich entfernter Allele (Haplotypen) erwünscht ist. Im spezielleren kann es notwendig sein, eine PDLP-Analyse mit einer RFLP-Analyse zu kombinieren, zwei oder mehr amplifizierte DNA-Sequenzen zu verwenden, die sich in verschiedenen Positionen befinden, oder eine einzelne amplifizierte DNA-Sequenz mit einer Vielzahl von Endonukleasen zu spalten, um alle Allele mancher Loci zu unterscheiden. Diese Kombinationen sollen im Schutzumfang der vorliegenden Erfindung enthalten sein.
  • Beispielsweise werden bei der Analyse der Haplotypen des DQA1-Locus, wie in den Beispielen beschrieben, PDLPs und RFLP-Analyse eingesetzt, bei der drei verschiedene Enzymdigeste verwendet werden, um die 8 Allele und 20 der 32 Haplotypen des Locus zu unterscheiden.
  • Längen- und Sequenzhomologie der Primer
  • Jeder locusspezifische Primer umfaßt eine Anzahl von Nukleotiden, die unter den bei der Hybridisierung eingesetzten Bedingungen ausreicht, um mit einem Allel des zu amplifizierenden Locus zu hybridisieren und von Hybridisierung mit Allelen anderer Loci frei zu sein. Die Spezifität des Primers erhöht sich mit der Anzahl an Nukleotiden in seiner Sequenz unter Bedingungen, die für die gleiche Strenge sorgen. Daher sind längere Primer wünschenswert. Bei Sequenzen mit weniger als 15 Nukleotiden ist es weniger sicher, daß sie für einen bestimmten Locus spezifisch sind. Das heißt, bei Sequenzen mit weniger als 15 Nukleotiden ist es in umgekehrtem Verhältnis zur Länge der Nukleotidsequenz wahrscheinlicher, daß sie in einem Abschnitt der DNA vorhanden sind, der mit anderen Gen-Loci assoziiert ist, insbesondere Loci mit anderem herkömmlichen Ursprung oder evolutionär eng verwandtem Ursprung.
  • Jeder Primer umfaßt vorzugsweise zumindest etwa 1 5 Nukleotide, mehr bevorzugt zumindest etwa 20 Nukleotide. Der Primer umfaßt vorzugsweise nicht mehr als etwa 30 Nukleotide, mehr bevorzugt etwa 25 Nukleotide. Am meisten bevorzugt haben die Primer zwischen etwa 20 und etwa 25 Nukleotide.
  • Eine Anzahl der bevorzugten Primer wird hierin beschrieben. Jeder dieser Primer hybridisiert mit zumindest etwa 15 aufeinanderfolgenden Nukleotiden des bezeichneten Bereichs der Allelsequenz. Bei vielen der Primer ist die Sequenz nicht für alle anderen Allele des Locus identisch. Bei jedem der Primer weisen zusätzliche bevorzugte Primer Sequenzen auf, die den Sequenzen des homologen Bereichs anderer Allele des Locus oder ihren Komplementen entsprechen.
  • Wenn zwei Sätze von Primerpaaren nacheinander verwendet werden, wobei das zweite Primerpaar das Produkt des ersten Primerpaares amplifiziert, können die Primer die gleiche Größe wie jene aufweisen, die für die erste Amplifikation verwendet werden. Es können jedoch bei der zweiten Amplifikation kleinere Primer verwendet werden und für die erforderliche Spezifität sorgen. Diese kleineren Primer können, falls gewünscht, so ausgewählt werden, daß sie allelspezifisch sind. Die Primer des zweiten Primerpaares können 15 oder weniger, vorzugsweise 8 bis 12, mehr bevorzugt 8 bis 10 Nukleotide aufweisen. Wenn zwei Sätze von Primerpaaren verwendet werden, um zwei amplifizierte Sequenzen herzustellen, wird die zweite amplifizierte DNA-Sequenz in der darauffolgenden Analyse genetischer Variation verwendet und muß den zuvor für die amplifizierte DNA-Sequenz erörterten Anforderungen entsprechen.
  • Die Primer weisen vorzugsweise eine Nukleotidsequenz auf, die mit einem Abschnitt der zu amplifizierenden DNA-Sequenz oder ihrem Komplement identisch ist. Es kann aber auch ein Primer verwendet werden, der zwei Nukleotide aufweist, die sich von der Ziel-DNA-Sequenz oder ihrem Komplement unterscheiden. Alle Nukleotide, die mit der Sequenz oder ihrem Komplement nicht identisch sind, befinden sich vorzugsweise nicht am 3'-Ende des Primers. Das 3'-Ende des Primers weist vorzugsweise zumindest zwei, vorzugsweise drei oder mehr Nukleotide auf, die zu der Sequenz komplementär sind, an die sich der Primer bindet. Alle Nukleotide, die nicht mit der zu amplifizierenden Sequenz oder ihrem Komplement identisch sind, sind in der Primersequenz vorzugsweise nicht angrenzend. Mehr bevorzugt sind nichtkomplementäre Nukleotide in der Primersequenz durch zumindest drei, mehr bevorzugt zumindest 5 Nukleotide abgetrennt. Die Primer sollten eine Schmelztemperatur (Tm) von etwa 55 bis 75ºC aufweisen. Vorzugsweise beträgt die Tm von etwa 60ºC bis etwa 65ºC, um strenge Amplifikationsbedingungen zu erleichtern.
  • Die Primer können unter Verwendung einer Anzahl von Verfahren hergestellt werden, beispielsweise das Phosphotriester- und das Phosphodiesterverfahren oder automatisierte Ausführungsformen davon. Die Phosphodiester- und das Phosphotriesterverfahren werden in Cruthers, "Science" 230: 281-285 (1985); Brown et al., "Meth.Enzymol." 68:109 (1979); und Nrang et al., "Meth.Enzymol." 68:90 (1979) beschrieben. Bei einem automatisierten Verfahren werden als Ausgangsmaterialien Diethylphosphoramidite verwendet, die, wie von Beaucage et al., "Tetrahedron Letters" 22:1859-1962 (1981) beschrieben, synthetisiert werden können. Ein Verfahren zum Synthetisieren von Primeroligonukleotidsequenzen auf einem modifizierten festen Träger wird in der US-PS-4.458.066 beschrieben. Jede der obigen Literaturstellen ist in ihrer Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen.
  • Exemplarische Primersequenzen zur Analyse von Klasse I- und Klasse II-HLA-Loci; Rinderleukozytenantigenen und zystischer Fibrose werden hierin beschrieben.
  • Amplifikation
  • Die locuspezifischen Primer werden bei einem Amplifikationsverfahren verwendet, um eine ausreichende Menge an DNA für das Analyseverfahren herzustellen. Zur Herstellung von RFLP-Fragmentmustern oder PDLP-Mustern, die durch Elektrophorese analysiert werden, sind etwa 1 bis etwa 500 ng DNA erforderlich. Ein bevorzugtes Amplifikationsverfahren ist die Polymerasekettenreaktion (PCR). PCR-Amplifikationsverfahren werden in der US-PS-4.683.195 (an Mullis et al., veröffentlicht am 28. Juli 1987); der US-PS-4.83.194 (an Saiki et al., veröffentlicht am 28. Juli 1987); Saiki et al., "Science" 230:1350-1354 (1985); Scharf et al., "Science" 324:163-166 (1986); Kogan et al., "New.Engl.J.Med." 317:985-990 (1987) und Saiki, Gyllensten und Erlich, "The Polymerase Chain Reaction in Genome Analysis: A Practical Approach", Hrs. Davies, S.141-152 (1988) I.R.L. Press, Oxford, beschrieben. Jede der obigen Literaturstellen ist in ihrer Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen.
  • Vor der Amplifikation wird eine Probe der DNA des Organismus des Individuums entnommen. Alle Zellen mit Kern enthalten genomische DNA und sind daher potentielle Quellen der erforderlichen DNA. Bei höher entwickelten Tieren werden typischerweise anstelle von Gewebeproben periphere Blutzellen verwendet. Nicht mehr als 0,01 bis 0,05 cm³ peripheres Blut liefern ausreichend DNA zur Amplifikation. Haar, Samen und Gewebe können ebenfalls als Proben verwendet werden. Im Fall von Fötenanalysen können Plazentazellen oder Fötenzellen verwendet werden, die im Fruchtwasser enthalten sind. Die DNA wird von Zellen mit Kern unter Bedingungen isoliert, die den DNA-Abbau minimieren. Typischerweise umfaßt die Isolierung das Spalten der Zeilen mit einer Protease, die DNA bei einer Temperatur und einem pH- Wert, die die Wahrscheinlichkeit der DNase-Aktivität verringern, nicht angreift.Bei peripheren Blutzellen reicht die Lyse der Zellen mit einer hypotonen Lösung (Wasser) aus, um die DNA freizusetzen.
  • Die DNA-Isolierung aus Zellen mit Kern wird von Kan et al., "N.Engl.J.Med." 297: 1080-1084 (1977); Kan et al., "Nature" 251:392-392 (1974); und Kan et al., "PNAS" 75:5631-5635 (1978) beschrieben. Jede der obigen Literaturstellen ist in ihrer Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen. Extraktionsverfahren für Proben, wie z.B. Blut, Samen, Haarfollikel, Samen, Schleimmembranepithel und andere Quellen genomischer DNA sind wohlbekannt. Bei Pflanzenzellen setzt die Spaltung der Zellen mit Zellulase DNA frei. Daraufhin wird DNA wie oben beschrieben gereinigt.
  • Die extrahierte DNA kann vor dem Amplifizieren durch Dialyse, Chromatographie oder andere bekannte Verfahren zur Reinigung von Polynukleotiden gereinigt werden. Typischerweise wird die DNA vor dem Amplifizieren nicht gereinigt.
  • Die amplifizierte DNA-Sequenz wird hergestellt, indem der Abschnitt der DNA und sein Komplement, die durch das Primerpaar begrenzt sind, als Templat verwendet wird. Als erster Schritt des Verfahrens werden die DNA-Stränge in einstrangige DNA geteilt. Diese Strangtrennung kann durch eine Reihe von Verfahren, einschließlich physikalischer oder chemischer Mittel, erreicht werden. Ein bevorzugtes Verfahren ist das physikalische Verfahren zum Abtrennen der Stränge durch Erwärmen der DNA, bis sie im wesentlichen (zu etwa 93%) denaturiert ist. Die Hitzedenaturierung erfolgt bei Temperaturen im Bereich von etwa 80 bis 105ºC für Zeitspannen im Bereich von etwa 15 bis 30 s. Typischerweise ist das Erhitzen der DNA auf eine Temperatur von 90 bis 93ºC für etwa 30 s bis etwa 1 min ausreichend.
  • Das/die hergestellte(n) Primerextensionsprodukt(e) ist/sind zum primerdefinierten Bereich der DNA komplementär und hybridisieren damit, sodaß ein Duplex aus gleichlangen Strängen gebildet wird. Die Duplexe der Extensionsprodukte und ihre Template werden dann in einstrangige DNA geteilt. Wenn die komplementären Stränge der Duplexe getrennt sind, können die Stränge als Template für den nächsten Synthesezyklus weiterer DNA-Stränge verwendet werden.
  • Jeder der Syntheseschritte kann unter Einsatz von Bedingungen durchgeführt werden, die für die DNA-Amplifikation geeignet sind. Im allgemeinen wird der Amplifikationsschritt in einer gepufferten wäßrigen Lösung, vorzugsweise bei einem pH von etwa 7 bis etwa 9, mehr bevorzugt etwa pH 8, durchgeführt. Ein geeigneter Amplifikationspuffer enthält Tris-HCl als Puffermittel in einem Bereich von etwa 10 bis 100 mM. Der Puffer umfaßt auch ein einwertiges Salz, vorzugsweise in einer Konzentration von zumindest etwa 10 mM und nicht mehr als etwa 60 mM. Bevorzugte einwertige Salze sind KCl, NaCl und (NH&sub4;)&sub2;SO&sub4;. Der Puffer enthält auch MgCl&sub2; mit etwa 5 bis 50 mM. Es können auch andere Puffersysteme, wie Hepes- oder Glycin-NaOH- und Kaliumphosphatpuffer, verwendet werden. Typischerweise beträgt das Gesamtvolumen des Amplifikationsreaktionsgemisches etwa 50 bis 100 µl.
  • Vorzugsweise wird dem Puffer, der die getrennten DNA-Templatstränge enthält, bei genomischer DNA ein molarer Überschuß des Primerpaares von etwa 10&sup6;:1 Primer:Templat zugegeben. Ein großer molarer Überschuß der Primer verbessert die Effizienz des Amplifikationsverfahrens. Im allgemeinen werden etwa 100 bis 150 ng eines jeden Primers zugegeben
  • Dem Amplifikationsgemisch werden die Desoxyribonukleotidtriphosphate dATP, dCTP, dGTP und dTTP in Mengen zugegeben, die ausreichen, um die amplifizierten DNA- Sequenzen herzustellen. Vorzugsweise sind die dNTPs in einer Konzentration von etwa 0,75 bis etwa 4,0 mM, mehr bevorzugt etwa 2,0 mM, vorhanden. Die resultierende Lösung wird für von etwa 30 s bis etwa 1 min auf etwa 90 bis 93ºC erhitzt, um die Stränge der DNA zu trennen. Nach diesem Erhitzungszeitraum wird die Lösung auf die Amplifikationstemperatur abgekühlt.
  • Nach der Trennung der DNA-Stränge wird zugelassen, daß sich die Primer an die Stränge annelieren. Die Annelierungstemperatur variiert nach der Länge und dem GC- Gehalt der Primer. Diese Variablen werden in der Tm eines jeden Primers reflektiert. Exemplarische HLA-DQA1-Primer gemäß vorliegender Erfindung, wie nachstehend beschrieben, erfordern Temperaturen von etwa 55ºC. Die exemplarischen HLA-Klasse I- Primer gemäß vorliegender Erfindung erfordern etwas höhere Temperaturen von etwa 62ºC bis etwa 68ºC. Der Extensionsreaktionsschritt wird nach dem Annelieren der Primer an die genomische DNA durchgeführt.
  • Ein geeignetes Mittel zum Induzieren oder Katalysieren der Primerextensionsreaktion wird dem Amplifikationsgemisch je nach der Stabilität des Mittels unter den Denaturierungsbedingungen entweder vor oder nach dem Schritt der Strangtrennung (Denaturierung) zugegeben. Die DNA-Synthesereaktion wird unter Bedingungen zugelassen, die nach dem Stand der Technik wohlbekannt sind. Diese Synthesereaktion (Primerextension) kann von Raumtemperatur bis hinauf zu einer Temperatur ablaufen, über der die Polymerase nicht mehr effizient arbeitet. Das Erhöhen der Amplifikationstemperatur erhöht die Strenge der Bedingungen der Reaktion. Wie bereits angeführt, sind strenge Bedingungen notwendig, um zu gewährleisten, daß die amplifizierte Sequenz und die DNA-Templatsequenz die gleiche Nukleotidsequenz enthalten, da die Substitution von Nukleotiden die Restriktionsstellen oder Sondenbindungsstellen in der amplifizierten Sequenz ändern kann.
  • Das induzierende Mittel kann jede(s) Verbindung oder System sein, die/das die Synthese von Primerextensionsprodukten erleichtert, vorzugsweise Enzyme. Für diesen Zweck geeignete Enzyme sind DNA-Polymerasen (wie beispielsweise E.coli-DNA- Polymerase I, Klenow-Fragment der E.coli-DNA-Polymerase I, T4-DNA-Polymerase), Reverse Transkriptase und andere Enzyme (einschließlich hitzestabiler Polymerasen) die die Kombination der Nukleotide auf geeignete Weise erleichtern, um die Primerextensionsprodukte zu bilden. Am meisten bevorzugt ist die Taq-Polymerase oder andere hitzestabile Polymerasen, die die DNA-Synthese bei erhöhten Temperaturen (etwa 60 bis 90ºC) erleichtern. Taq-Polymerase wird z.B. von Chien et al., "J.Bacteriol." 127:1550-1557 (1976) beschrieben. Dieser Artikel ist in seiner Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen. Wenn der Extensionsschritt bei etwa 72ºC durchgeführt wird, ist etwa 1 min für jeweils 1.000 zu amplifizierende Basen der Ziel-DNA erforderlich.
  • Die Synthese der amplifizierten Sequenz wird am 3'-Ende eines jeden Primers initiiert und schreitet den Templat-DNA-Strang entlang zum 5'-Ende des Templats hin fort, bis die Synthese endet, wodurch DNA-Sequenzen unterschiedlicher Längen hergestellt werden. Der neu synthetisierte Strang und sein komplementärer Strang bilden ein doppelstrangiges Molekül, das bei den darauffolgenden Schritten des Verfahrens verwendet wird. Im nächsten Schritt werden die Stränge des doppelstrangigen Moleküls wie oben beschrieben getrennt (denaturiert), um einstrangige Moleküle bereitzustellen.
  • Neue DNA wird an den einstrangigen Templatmolekülen synthetisiert. Falls notwendig, können weitere Polymerase, Nukleotide und Primer zugegeben werden, damit die Reaktion unter den oben beschriebenen Bedingungen abläuft. Nach diesem Schritt besteht die Häflte des Extensionsproduktes aus der amplifizierten Sequenz, die durch die beiden Primer begrenzt ist. Die Schritte der Strangtrennung und Extensionsproduktsynthese können so oft wie notwendig wiederholt werden, um die erforderliche Menge der amplifizierten DNA-Sequenz herzustellen. Die Menge der erzeugten amplifizierten Sequenz nimmt exponentiell zu. Typischerweise sind etwa 25 bis 30 Zyklen ausreichend, um eine für die Analyse geeignete Menge der amplifizierten DNA-Sequenz herzustellen.
  • Das Amplifikationsverfahren kann schrittweise durchgeführt werden, wobei nach jedem Schritt neue Reagenzien zugegeben werden, oder gleichzeitig, wobei alle Reagenzien in einem Anfangsschritt zugegeben werden, oder zum Teil schrittweise und zum Teil gleichzeitig, wobei nac einer bestimmten Anzahl von Schritten frisches Reagens zugegeben wird. Das Amplifikationsreaktionsgemisch kann zusätzlich zur genomischen Proben-DNA die vier Nukleotide, das Primerpaar im molaren Überschuss und das induzierende Mittel, z.B. Taq-Polymerase, enthalten.
  • Trotz des anfänglichen Vorhandenseins aller Reagenzien läuft jeder Schritt des Verfahrens der Reihe nach ab. Zusätzliche Materialien können zugegeben werden, falls erforderlich. Typischerweise wird die Polymerase bei Verwendung einer hitzestabilen Polymerase nicht nachgefüllt. Nach der angemessenen Anzahl an Zyklen zur Herstellung der gewünschten Menge der amplifizierten Sequenz kann die Reaktion durch Inaktivierung der Enzyme, Trennen der Komponenten der Reaktion oder Unterbrechen des Temperaturzyklus beendet werden.
  • Bei einer bevorzugten Ausführungsform des Verfahrens umfaßt die Amplifikation die Verwendung eines zweiten Primerpaares zur Durchführung einer zweiten Amplifikation nach der ersten. Das zweite Primerpaar definiert eine DNA-Sequenz, die ein Abschnitt der ersten amplifizierten Sequenz ist. Das heißt, zumindest einer der Primer des zweiten Primerpaares definiert ein Ende der zweiten amplifizierten Sequenz, das sich innerhalb der Enden der ersten amplifizierten Sequenz befindet. Auf diese Weise trägt die Verwendung des zweiten Primerpaares dazu bei, zu gewährleisten, daß jede bei der zweiten Amplifikationsreaktion hergestellte amplifizierte Sequenz für den getesten Locus spezifisch ist. Das heißt, es ist unwahrscheinlich, daß Nicht-Zielsequenzen, die durch ein locusspezifisches Paar kopiert werden können, Sequenzen enthalten, die mit einem zweiten locusspezifischen Primerpaar hybridisieren, das sich innerhalb der ersten amplifizierten Sequenz befindet.
  • Bei einer weiteren Ausführungsform ist das zweite Primerpaar für ein Allel des Locus spezifisch. Auf diese Weise weist die Detektion des Vorhandenseins einer zweiten amplifizierten Sequenz darauf hin, daß das Allel in der Probe vorhanden ist. Das Vorhandensein einer zweiten amplifizierten Sequenz kann durch Quantifizieren der DNA-Menge am Beginn und am Ende der zweiten Amplifikationsreaktion ermittelt werden. Verfahren zum Quantifizieren der DNA sind wohlbekannt und umfassen das Bestimmen der optischen Dichte bei 260 (OD&sub2;&sub6;&sub0;) und vorzugsweise zusätzlich das Bestimmen des Verhältnisses zwischen der optischen Dichte bei 260 und der optischen Dichte bei 280 (OD&sub2;&sub6;&sub0;/OD&sub2;&sub8;&sub0;), um die Menge an DNA im Vergleich zum Protein in der Probe zu ermitteln.
  • Vorzugsweise enthält die erste Amplifikation nur für eine begrenzte Anzahl an Primerextensionszyklen, z.B. weniger als 15, vorzugsweise etwa 10 bis 12 Zyklen, ausreichend Primer, so daß die durch das Verfahren erzeugte Menge an amplifizierter Sequenz für die zweite Amplifikation ausreicht, aber die Bestimmung, ob Amplifikation mit dem zweiten Primerpaar stattgefunden hat, nicht stört. Alternativ dazu kann die Amplifikationsreaktion weitere Zyklen hindurch fortgesetzt und aliquotiert werden, um entsprechende DNA-Mengen für eine oder mehrere zweite Amplifikationreaktionen bereitzustellen. Etwa 100 bis 150 ng eines jeden Primers des zweiten Primerpaares wird dem Amplifikationsreaktionsgemisch zugegeben. Der zweite Primersatz wird vorzugsweise nach den anfänglichen Zyklen mit dem ersten Primerpaar zugegeben. Die Menge des ersten Primerpaares kann im Vergleich zum zweiten Primerpaar begrenzt sein, sodaß nach der Zugabe des zweiten Paares im wesentlichen alle amplifizierten Sequenzen von zweiten Paar erzeugt werden.
  • Wie zuvor angeführt, kann die DNA quantifiziert werden, um zu ermitteln, ob bei der zweiten Amplifikation eine amplifizierte Sequenz erzeugt wurde. Wenn Protein im Reaktionsgemisch die Quantifizierung (üblicherweise aufgrund des Vorhandenseins der Polymerase) stört, kann das Reaktionsgemisch gereinigt wird, wie etwa unter Verwendung eines Filters mit einem Molekulargewichts-cut-off von 100.000. Derartige Filter werden von Millipore und Centricon im Handel angeboten.
  • Analyse der amplifizierten DNA-Sequenz
  • Wie zuvor erörtert, hängt das zum Analysieren der amplifizierten DNA-Sequenz zwecks Charakterisierung des/der in der Proben-DNA vorhandenen Allels/Allele eingesetzte Verfahren von der genetischen Variation in der Sequenz ab. Wenn Unterscheidungen zwischen den Allelen primerdefinierte Längenpolymorphismen umfassen, werden die amplifizierten Sequenzen auf Basis der Länge, vorzugsweise unter Einsatz von Gel- oder Kapillarelektrophorese, getrennt. Wenn die Sondenhybridisierung zur Analyse eingesetzt wird, werden die amplifizierten Sequenzen mit markierten Sonden umgesetzt. Wenn die Analyse auf RFLP-Fragmentmustern basiert, werden die amplifizierten Sequenzen mit einer oder mehreren Restriktionsendonukleasen gespalten, um ein Digest herzustellen, und die resultierenden Fragmente werden auf Basis der Länge, vorzugsweise unter Einsatz von Gel- oder Kapillarelektrophorese, getrennt. Wenn die einige Variation, die die amplifizierte Sequenz umfaßt, eine Sequenzvariation ist, die nicht zu einer Änderung der Länge oder einer Änderung einer Restriktionsstelle führt und für die Detektion durch eine Sonde ungeeignet ist, werden die amplifizierten DNA-Sequenzen sequenziert.
  • Verfahren für jeden Schritt der verschiedenen Analyseverfahren sind wohl bekannt und werden nachstehend beschrieben.
  • Herstellung von RFLP-Fragmentmustern Restriktionsendonukleasen
  • Eine Restriktionsendonuklease ist ein Enzym, das DNA an einer spezifischen Nukleotidsequenz, die als Restriktionsstelle bezeichnet wird, hydrolytisch spaltet oder schneidet. Es können Endonukleasen, die stumpfendige DNA-Fragmente erzeugen (die Hydrolyse der Phosphodiesterbindungen an beiden DNA-Strängen tritt an derselben Stelle auf) sowie Endonukleasen verwendet werden, die Fragmente mit kohäsiven Enden erzeugen (die Hydrolysestellen an den Strängen sind durch wenige Nukleotide voneinander getrennt).
  • Restriktionsenzyme werden von einer Reihe von Firmen im Handel angeboten, einschließlich Sigma Pharmaceuticals, Bethesda Research Labs, Boehringer-Manheim und Pharmacia. Wie zuvor angeführt, spaltet eine gemäß vorliegender Erfindung verwendete Restriktionsendonuklease eine amplifizierte DNA-Sequenz gemäß vorliegender Erfindung, sodaß ein Digest hergestellt wird, der einen Satz von Fragmenten mit unterschiedlichen Fragmentlängen umfaßt. Insbesondere unterscheiden sich die Fragmente von einem Allel eines Locus in ihrer Größe von den Fragmenten für andere Allele des Locus. Die durch Trennung und Visualisierung der Fragmente einer Vielzahl von Digesten erzeugten Muster reichen aus, um jedes Allel des Locus zü unterscheiden. Im spezielleren werden die Endonukleasen so gewählt, daß unter Verwendung einer Vielzahl von Digesten der amplifizierten Sequenz, vorzugsweise weniger als 5, mehr bevorzugt 2 oder 3 Digeste, die Allele eines Locus unterschieden werden können.
  • Bei der Wahl einer Endonuklease ist die wichtige Überlegung die Anzahl an Fragmenten, die für amplifizierte Sequenzen der verschiedenen Allelen eines Locus erzeugt werden. Im spezielleren muß eine ausreichende Anzahl an Fragmenten hergestellt werden, um zwischen den Allelen zu unterscheiden, und, falls erforderlich, für Individualitätsbestimmungen zu sorgen. Jedoch darf die Anzahl der Fragmente nicht so groß oder so ähnlich in der Größe sein, daß ein Muster erzeugt wird, das von jenen der anderen Haplotypen durch das spezielle Detektionsverfahren nicht unterscheidbar ist. Vorzugsweise haben die Fragmente für jedes Allel unterschiedliche Größen. Das heißt, die Fragmente für ein Allel unterscheiden sich für jedes Endonukleasedigest einer speziellen amplifizierten Sequenz vorzugsweise für jedes andere Allel des Locus um zumindest 10, vorzugsweise 20, mehr bevorzugt 30, und am meisten bevorzugt 50 oder mehr Nukleotide.
  • Für Fachleute ist es leicht, zu bestimmen, ob eine Endonuklease RFLP-Fragmente mit unterschiedlichen Fragmentlängen erzeugt. Die Ermittlung kann beim erfindungsgemäßen Verfahren experimentell durch Spalten einer amplifizierten Sequenz für jedes Allel mit der bezeichneten Endonuklease erfolgen. Die Fragmentmuster können dann analysiert werden. Unterscheidbare Muster sind leicht zu erkennen, indem man ermittelt, ob der Vergleich zwischen zwei oder mehr Digestmustern ausreicht, um charakteristische Unterschiede zwischen den Mustern der Allelen zu zeigen.
  • Die Anzahl an Digesten, die für jede spezielle Analyse hergestellt werden müssen, hängt von der gewünschten Information und speziellen zu analysierenden Probe ab. Da HLA-Analysen für eine Vielzahl von Zwecken, von Individuumsbestimmungen für die. Gerichtsmedizin und Vaterschaffstests bis zur Gewebetypisierung für Transplantationen, verwendet werden, wird der HLA-Komplex exemplarisch verwendet.
  • Ein einzelner Digest kann ausreichen, um zu ermitteln, daß ein Individuum nicht die Person sein kann, deren Blut am Ort eines Verbrechens gefunden wurde. Im allgemeinen jedoch reicht für Übereinstimmungsanwendungen (Gerichtsmedizin, Vaterschaftstest), wenn sich die DNA-Proben nicht unterscheiden, die Verwendung von 2 bis 3 Digesten für jeden von zwei bis drei HLA-Loci aus. Zur vollständigen HLA- Typisierung muß jeder Locus bestimmt werden.
  • Bei einer bevorzugten Ausführungsform werden Proben-HLA-DNA-Sequenzen in Aliquote unterteilt, die ähnliche DNA-Mengen pro Aliquot enthalten, und werden mit Primerpaaren (oder Kombinationen aus Primerpaaren) amplifiziert, um amplifizierte DNA-Sequenzen für eine Anzahl von HLA-Loci herzustellen. Jedes Amplifikationsgemisch enthält nur Primerpaare für einen HLA-Locus. Die amplifizierten Sequenzen werden vorzugsweise gleichzeitig verarbeitet, so daß aus einer Probe eine Anzahl von Digest-RFLP-Fragmentmustern hergestellt werden kann. Auf diese Weise kann der HLA-Typ für eine Anzahl von Allelen gleichzeitig ermittelt werden.
  • Alternativ dazu sorgt die Herstellung einer Anzahl von RFLP-Fragmentmustern für zusätzliche Vergleiche von Mustern, um Proben für gerichtsmedizinische und Vaterschaftstests-Analysen zu unterscheiden, wo die Analyse eines Locus häufig nicht ausreichend Information für die Bestimmung liefert, wenn die Proben-DNA das gleiche Allel wie die DNA aufweist, mit der sie verglichen wird.
  • Herstellung von RFLP-Fragmenten
  • Nach der Amplifikation wird die amplifizierte DNA-Sequenz mit einer Endonuklease kombiniert, die die amplifizierte DNA-Sequenz an einer spezifischen Restriktionstelle hydrolytisch spaltet oder schneidet. Die Kombination der Endonuklease mit der. amplifizierten DNA-Sequenz erzeugt ein Digest, das einen Satz von Fragmenten mit unterschiedlichen Fragmentlängen enthält. Die US-PS-4.582.788 (an Erlich, veröffentlicht am 15. April 1986) beschreibt ein HLA-Typisierungsverfahren auf Basis von Restriktionslängenpolymorphismus (RFLP). Dieses Patent ist in seiner Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen.
  • Bei einer bevorzugten Ausführungsform werden zwei oder mehr Aliquote des Amplifikationsreaktionsgemisches mit in etwa gleichen DNA-Mengen pro Aliquot hergestellt. Zweckmäßigerweise werden etwa 5 bis 10 µl eines 100 µl- Reaktionsgemisches für jedes Aliquot verwendet. Jedes Aliquot wird mit einer anderen Endonuklease kombiniert, um eine Vielzahl von Digesten herzustellen. Auf diese Weise können unter Verwendung einer Anzahl von Endonukleasen für eine spezielle amplifizierte DNA-Sequenz leicht locusspezifische Kombinationen von Endonukleasen bestimmt werden, die eine Vielzahl von Allelen eines speziellen Locus unterscheiden. Nach der Herstellung der Digeste kann jedes der Digeste verwendet werden, um RFLP- Muster zu bilden. Vorzugsweise können vor der Musterbildung zwei oder mehr Digeste gepoolt werden.
  • Alternativ dazu können zwei oder mehr Restriktionsendonukleasen verwendet werden, um ein einziges Digest herzustellen. Das Digest unterscheidet sich von einem, bei dem jedes Enzym getrennt verwendet wird und die resultierenden Fragmente gepoolt werden, das durch ein Enzym hergestellte Fragmente eine oder mehrere Restriktionsstellen umfassen können, die von einem anderen Enzym im Digest erkannt werden. Muster, die durch die gleichzeitige Spaltung durch zwei oder mehr Enzyme hergestellt werden, umfassen mehr Fragmente als gepoolte Produkte getrennter Spaltungen, bei denen diese Enzyme verwendet werden, und sind komplizierter zu analysieren.
  • Weiters können eine oder mehrere Restriktionsendonukleasen verwendet werden, um zwei oder mehr amplifizierte DNA-Sequenzen zu spalten. Das heißt, zur vollständigeren Auftrennung aller Allele eines Locus kann es wünschenswert sein, amplifizierte DNA-Sequenzen herzustellen, die zwei verschiedene Bereiche umfassen. Die amplifizierten DNA-Sequenzen können mit zumindest einer Restriktionsendonuklease kombiniert und und gespalten werden, um RFLP-Muster herzustellen.
  • Die Spaltung der amplifizierten DNA-Sequenz mit der Endonuklease kann in einer wäßrigen Lösung unter Bedingungen durchgeführt werden, die die Endonukleaseaktivität begünstigen. Typischerweise wird die Lösung auf einen pH von etwa 6,5 bis 8,0 gepuffert. Es werden milde Temperaturen, vorzugsweise etwa 20ºC bis etwa 45ºC, mehr bevorzugt physiologische Temperaturen (25º bis 40ºC) eingesetzt. Restriktionsendonukleasen erfordern normalerweise Magnesiumionen und in manchen Fällen Kofaktoren (ATP und 5-Adenosylmethionin) oder andere Mittel für ihre Aktivität. Daher sind im Spaltgemisch, falls erforderlich, eine Quelle für solche Ionen, beispielsweise anorganische Magnesiumsalze, und andere Mittel vorhanden. Geeignete Bedingungen werden vom Hersteller der Endonuklease beschrieben und variieren im allgemeinen je nachdem, ob die Endonuklease zur optimalen Aktivität Bedingungen hoher, mittlerer oder geringer Salzkonzentration erfordern.
  • Die DNA-Menge im Spaltgemisch liegt typischerweise im Bereich von 1 bis 20 Gew.-%. In den meisten Fällen liefern 5 bis 20 µg der gesamten bis zur Vollständigkeit gespaltenen DNA eine adäquate Probe zur Herstellung von RFLP-Fragmenten. Es wird ein Endonukleaseüberschuß, vorzugsweise 1 bis 5 Units/µg DNA, verwendet.
  • Der Satz von Fragmenten im Digest wird vorzugsweise weiter verarbeitet, um RFLP- Muster herzustellen, die analysiert werden. Wenn gewünscht, kann das Digest vor der weiteren Verarbeitung durch Ausfällen und erneutes Suspendieren gereinigt werden, wie von Kan et al., PNAS 75.5631-5635 (1978) beschrieben. Dieser Artikel ist in seiner Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen.
  • Sobald sie hergestellt wurden, werden die Fragmente durch wohlbekannte Verfahren analysiert. Vorzugsweise werden die Fragmente unter Verwendung von Elektrophorese analysiert. Gelelektrophoreseverfahren werden nachstehend im Detail beschrieben. Kapillarelektrophoreseverfahren können automatisiert werden (wie unter Verwendung des analytischen Kapillarelektrophoresesystems Modell 207A von Applied Biosystems, Foster City, CA) und werden in Chin et al., American Biotechnology Laboratory New Edition, Dezember 1989, beschrieben.
  • Elektrophoretische Trennung von DNA-Fragmenten
  • Elektrophorese ist die Trennung von DNA-Sequenzfragmenten, die in einem Trägermedium enthalten sind, nach Größe und Ladung unter dem Einfluß eines angelegten elektrischen Feldes. Für Gele zur Nukleotidgrößenbestimmung werden typischerweise Gelfolien oder -platten, z.B. Agarose, Agarose-Acrylamid oder Polyacrylamid, verwendet. Die Elektrophoresebedingungen beeinflussen den gewünschten Auftrennungsgrad der Fragmente. Ein Auftrennungsgrad, der Fragmente trennt, die sich in der Größe um nicht mehr als 10 Nukleotide voneinander unterscheiden, ist üblicherweise ausreichend. Vorzugsweise können die Gele Fragmente auftrennen, die sich um 3 bis 5 Nukleotide unterscheiden. Für manche Zwecke jedoch (wenn die Unterschiede in der Sequenzlänge groß sind), kann für die Analyse eine Unterscheidung der Sequenzdifferenzen von zumindest 100 nt ausreichend empfindlich sein.
  • Die Herstellung und Färbung analytischer Gele ist wohlbekannt. Beispielsweise wird in Boerwinkle et al., PNAS, 86:212-216 (1989) ein unter Verwendung von Ethidiumbromid gefärbtes 3% Nusieve-1% Agarosegel beschrieben. Die Detektion von DNA in Polyacrylamidgelen unter Verwendung von Silberfärbung wird in Goldman et al., Electrophoresis, 3:24-26 (1982); Marshall, Electrophoresis, 4:269-272 (1983); Tegelstrom, Electrophoresis, 7:226-229 (1987); und Allen et al., Biotechniques 7: 736-744 (1989) beschrieben. Das von Allen et al. beschriebene Verfahren, bei dem rehydratisierbare Ultradünnschicht-Polyacrylamidgele mit großer Porengröße verwendet werden, die mit Silber gefärbt werden, wird vorgezogen. Jeder dieser Artikel ist in seiner Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen. Größenmarker können auf dem gleichen Gel laufen gelassen werden, um eine Schätzung der Größe der Restriktionsfragmente zuzulassen. Der Vergleich mit einer oder mehreren Vergleichsprobe(n) kann zusätzlich zur oder anstelle der Verwendung von Größenmarkern erfolgen. Die Größenmarker oder Vergleichsproben werden üblicherweise in einer der oder beiden Bahnen am Rand des Gels laufen gelassen, und vorzugsweise auch in zumindest einer Mittelbahn. Bei der Durchführung der Elektrophorese werden die DNA-Fragmente auf ein Ende der Gelplatten (üblicherweise als "Ursprung" bezeichnet) aufgebracht und die Fragmente trennen sich durch den elektrisch erleichterten Transport durch das Gel, wobei das kürzeste Fragment vom Ursprung zum anderen (Anoden-) Ende der Platte mit der größten Geschwindigkeit elektrophoretisch bewegt wird. Ein Agaroseplattengel wird typischerweise unter Verwendung von etwa 100 V 30 bis 45 min lang einer Elektrophorese unterzogen. Ein Polyacrylamidplattengel wird typischerweise unter Einsatz von etwa 200 bis 1.200 Volt 45 bis 60 min lang einer Elektrophorese unterzogen.
  • Nach der Elektrophorese wird das Gel zur Visualisierung bereit gemacht. Die DNA- Fragmente können visualisiert werden, indem das Gel mit einer nukleinsäurespezifischen Färbung, wie Ethidiumbromid, oder vorzugsweise mit Silber als Färbemittel, gefärbt wird, wobei dies für DNA nicht spezifisch ist. Ethiumbromidfärbung wird in Boerwinkle et al., oben, beschrieben. Silberfärbung wird in Goldman et al., oben, Marshall, oben, Tegelstrom, oben, und Allen et al., oben, beschrieben.
  • Sonden
  • Allelspezifische Oligonukleotide oder Sonden werden verwendet, um DNA-Sequenzen zu identifizieren, die Bereiche aufweisen, die mit der Sondensequenz hybridisieren. Die durch ein locusspezifisches Primerpaar definierten amplifizierten DNA-Sequenzen. können als Sonden bei RFLP-Analysen verwendet werden, bei denen genomische DNA eingesetzt wird. Die US-PS-4.582.788 (an Erlich, veröffentlicht am 15. April 1986) beschreibt ein exemplarisches HLA-Typisierungsverfahren auf der Basis der Analyse von RFLP-Mustern, die durch genomische DNA erzeugt werden. Bei der Analyse werden cDNA-Sonden verwendet, um getrennte DNA-Fragmente bei einer Southern-blot- Analyse zu analysieren. Wie im Patent angeführt, sind "komplementäre DNA-Sonden, die für eine (locusspezifische) oder mehrere (multilocus) spezielle HLA-DNA-Sequenzen spezifisch sind, die am Polymorphismus beteiligt sind, essentielle Komponenten des Hybridisierungsschritts des Typisierungsverfahrens" (Spalte 6, Z. 3-7).
  • Die amplifizierten DNA-Sequenzen des erfindungsgemäßen Verfahrens können bei dem in diesem Patent beschriebenen Verfahren oder beim erfindungsgemäßen Verfahren als Sonden eingesetzt werden, um das Vorhandensein einer amplifizierten DNA-Sequenz eines speziellen Allels zu detektieren. Im spezielleren kann eine amplifizierte DNA- Sequenz mit einem bekannten Allel hergestellt und als Sonde verwendet werden, um das Vorhandensein des Allels in Proben-DNA zu detektieren, die nach dem erfindungsgemäßen Verfahren amplifiziert wird.
  • Vorzugsweise jedoch weist eine Sonde, wenn sie verwendet wird, um Allele in den amplifizierten DNA-Sequenzen gemäß vorliegender Erfindung zu unterscheiden, (im Vergleich zur Länge der amplifizierten DNA-Sequenz) eine relativ kurze Sequenz auf, was die Sequenzhomologie anderer Allele des Locus mit der Sondensequenz minimiert. Das heißt, die Sonden entsprechen einem Bereich der amplifizierten DNA-Sequenz, der die größte Anzahl an Nukleotiddifferenzen zu den amplifizierten DNA-Sequenzen anderer Allele, die unter Verwendung dieses Primerpaares hergestellt werden, aufweist.
  • Die Sonden können unter Verwendung bekannter Markierungstechniken mit einem detektierbaren Atom, Rest oder Liganden markiert werden. Typischerweise werden Radiomarkierungen, üblicherweise ³²P, verwendet. Die Sonden können durch Nicktranslation mit einem α-³²P-dNTP (Rigby et al., "J.Mol.Biol.", 113:237(1977)) oder nach anderen verfügbaren Verfahren markiert werden, um die locusspezifischen Sonden zur Verwendung bei den im Patent beschriebenen Verfahren herzustellen. Die Sonden werden vorzugsweise mit einem Enzym wie Wasserstoffperoxidase markiert. Das Kuppeln von Enzymmarkern an Nukleotidsequenzen ist wohlbekannt. Jede der obigen Literaturstellen ist in ihrer Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen.
  • Bei dem von Southern, "J.Mol.Biol." 98.503-517 (1975) beschriebenen, als "Southern blotting" bekannten Analyseverfahren handelt es sich um ein Analyseverfahren, das auf der Verwendung von Sonden beruht. Beim Southern blotting werden die DNA- Fragmente einer Elektrophorese unterzogen, auf einen festen Träger übertragen und an diesem, der Nukleinsäure bindet, befestigt, sowie mit einer entsprechend markierten cDNA-Sonde hybridisiert. Markierte Hybride werden durch Autoradiographie oder vorzugsweise durch Verwendung von Enzymmarkierungen detektiert.
  • Regenzien und Bedingungen zum Blotten werden in Southern, oben; Wahl et al., PNAS 6:3683-3687 (1979); Kan et al., PNAS, oben, der US-PS-4:302.204 und "Molecular Cloning: A Laboratory Manual" von Maniatis et al., Cold Spring Harbor Laboratory 1982, beschrieben. Nachdem der Transfer abgeschlossen ist, wird das Papier vom Gel getrennt und getrocknet. Hybridisierung (Annelieren) der getrennten einstrangigen DNA auf dem Papier an eine Sonde wird durch Inkubieren des Papiers mit der Sonde unter Hybridisierungsbedingungen durchgeführt. Siehe Southern, oben; Kan et al., PNAS, oben, und US-PS-4.302.204, Spalte 5, Zeile 8 et seq. Komplementäre DNA-Sonden, die für ein Allel, einen Locus (locusspezifisch) oder mehr spezifisch sind, stellen essentielle Komponenten des Hybridisierungsschritts des Typisierungsverfahrens dar. Locusspezifische Sonden können nach dem oben beschriebenen Amplifikationsverfahren für locuspezifische amplifizierte Sequenzen hergestellt werden. Die Sonden werden durch Markieren, wie oben beschrieben, detektierbar gemacht.
  • Der Abschlußschritt des Southern blotting-Verfahrens besteht in der Identifizierung von markierten Hybriden auf dem Papier (oder Gel bei der Ausführungsform mit Lösungshybridisierung). Autoradiographie kann eingesetzt werden, um Hybride, die Radiomarkierungen enthalten, zu detektieren. Enzymmarkierungen werden durch Verwendung eines für das Enzym spezifischen Farbentwicklungssystems detektiert. Im allgemeinen spaltet das Enzym ein Substrat, welche Spaltung das Substrat dazu bringt, entweder Farbe zu entwickeln oder seine Farbe zu ändern. Die Farbe kann in natürlichem Licht sichtbar oder ein Fluorochrom sein, das durch Licht mit einer bekannten Wellenlänge angeregt wird.
  • Sequenzieren
  • Genvariationen in amplifizierten DNA-Sequenzen, die Alleldifferenz in der Proben- DNA widerspiegeln, können auch durch das Sequenzieren der amplifizierten DNA- Sequenzen detektiert werden. Verfahren zum Sequenzieren von Oligonukleotidsequenzen sind wohlbekannt und werden beispielsweise in "Molecular Cloning: A Laboratory Manual" von Maniatis et al., Cold Spring Harbor Laboratory 1982, beschrieben. Zur Zeit kann das Sequenzieren unter Verwendung einer Reihe im Handel erhältlicher Instrumente automatisiert werden. Aufgrund des Zeitaufwandes, der gegenwärtig erforderlich ist, um Sequenzierungsinformation zu erhalten, werden für klinische Analysen andere Analyseverfahren, wie Gelelektrophorese der amplifizierten DNA-Sequenzen oder eines Restriktionsendonukleasedigests davon vorgezogen.
  • Sets
  • Wie zuvor erwähnt, umfassen die Sets gemäß vorliegender Erfindung eines oder mehrere der Reagenzien, die bei den oben beschriebenen Verfahren verwendet werden. Bei einer Ausführungsform umfaßt ein Set zumindest ein genlocusspezifisches Primerpaar in einem geeigneten Behälter. Vorzugsweise enthält das Set zwei oder mehr. locusspezifische Primerpaare. Bei einer Ausführungsform sind die Primerpaare für verschiedene Loci und befinden sich in getrennten Behältern. Bei einer weiteren Ausführungsform sind die Primerpaare für den gleichen Locus spezifisch. Bei dieser Ausführungsform befinden sich die Primerpaare vorzugsweise im selben Behälter, wenn sie für verschiedene Allele des gleichen Gen locus spezifisch sind, und in verschiedenen Behältern, wenn sie für verschiedene Abschnitte der gleichen Allelsequenz spezifisch sind. Sätze von Primerpaaren, die sequentiell verwendet werden, können in getrennten Behältern in einem Set bereitgestellt werden. Die Primer eines jeden Paares können sich in getrennten Behältern befinden, insbesondere, wenn ein Primer in jedem Satz Primerpaare verwendet wird. Jedes Paar wird jedoch vorzugsweise in einer Konzentration bereitgestellt, die die Verwendung der Primer bei den Konzentrationen, die für alle Amplifkationen erforderlich sind, für die es verwendet wird, erleichtert.
  • Die Primer können in einem kleinen Volumen (z.B. 100 µl) einer geeigneten Lösung, wie sterilem Wasser oder Tris-Puffer, bereitgestellt werden und gefroren sein. Alternativ dazu können die Primer luftgetrocknet sein.
  • Bei einer weiteren Ausführungsform umfaßt ein Set, in getrennten Behältern, zwei oder mehr Endonukleasen, die für die erfindungsgemäßen Verfahren nützlich sind. Das Set enthält vorzugsweise eine locusspezifische Kombination von Endonukleasen. Die Endonukleasen können in einer geeigneten Lösung, wie normaler Salzlösung oder physiologischem Puffer mit 50% Glycerin (bei etwa -20ºC) vorliegen, um die Enzymaktivität beizubehalten.
  • Das Set kann eines oder mehrere locusspezifische Primerparre gemeinsam mit locusspezifischen Kombinationen von Endonukleasen enthalten und kann außerdem einen Vergleich umfassen. Der Vergleich kann eine amplifizierte DNA-Sequenz sein, die durch ein locusspezifisches Primerpaar definiert ist, oder DNA mit einem bekannten HLA-Typ für einen Locus von Interesse.
  • Weitere Reagenzien, wie z.B. Amplifikationspuffer, Spaltpuffer, eine DNA-Polymerase und Nukleotidtriphosphate, können getrennt oder im Set bereitgestellt werden. Das Set kann zusätzlich Gelpräparate und Färbungsreagenzien oder vorgeformte Gele enthalten.
  • Analysen exemplarischer Genloci werden nachstehend beschrieben.
  • HLA-Typ-Analyse
  • Das erfindungsgemäße Analyseverfahren für Genvariation in einer amplifizierten DNA- Sequenz zur Ermittlung von Alleldifferenz in Proben-DNA kann eingesetzt werden, um den HLA-Typ zu bestimmen. Primerpaare, die spezifisch genomische DNA amplifizieren, die mit einem HLA-Locus assoziiert ist, werden nachstehend im Detail beschrieben. Bei einer bevorzugten Ausführungsform definieren die Primer eine DNA- Sequenz, die alle Exons enthält, die für mit dem HLA-Locus assoziierte Allelvariabilität und die gemeinsam mit zumindest einem Abschnitt einer der angrenzenden Intronsequenzen für diese Sequenzen kodieren. Für Klasse I-Loci sind die variablen Exons das zweite und das dritte Exon. Für Klasse II-Loci ist das variable Exon das zweite Exon. Die Primer sind vorzugsweise so angeordnet, daß ein wesentlicher Abschnitt der amplifizierten Sequenz den Intronsequenzen entspricht.
  • Die Intronsequenzen stellen Restriktionsstellen bereit, die im Vergleich zu cDNA- Sequenzen zusätzliche Information über das Individuum, z.B. den Haplotyp, liefern. Der Einschluß von Exons innerhalb der amplifizierten DNA-Sequenzen sorgt nicht für so viele Genvariationen, die eine Unterscheidung zwischen Allelen ermöglichen, wie Intronsequenz gleicher Länge, insbesondere für konstante Exons. Diese zusätzliche Intronsequenzinformation ist besonders wertvoll für Vaterschaftstests und in der Gerichtsmedizin. Sie ist auch insofern bei der Typisierung zur Transplantatübereinstimmung wertvoll, als die variablen Längen der Intronsequenzen, die in der von den Primern erzeugten amplifizierten Sequenz enthalten sind, es ermöglichen, daß eine Unterscheidung zwischen bestimmten Heterozygoten (zwei verschiedenen Allelen) und. Homozygoten (zwei Kopien eines Allels) getroffen wird.
  • Alleldifferenzen in den DNA-Sequenzen von HLA-Loci werden nachstehend veranschaulicht. Die Tabellen veranschaulichen die Sequenzhomologie verschiedener Allele und geben exemplarische Primerbindungsstellen an. Tabelle 1 ist eine Darstellung der Ausrichtung der Nukleotide der Klasse I A2-, A3-, Ax-, A24- (früher als A9 bezeichnet), B27-, B58- (früher als B17 bezeichnet), C1-, C2- und C3-Allelsequenzen in den intervenierenden Sequenzen (IVS) I und III. (Die Gensequenzen und ihre Nummerierung, die in den Tabellen und in der gesamten Beschreibung verwendet wird, ist in den Sequenz-Datenbanken der Genbank und/oder European Molecular Biology Laboratories (EMBL) zu finden. Diese Sequenzen sind in ihrer Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen.) Unterstrichene Nukleotide stellen die Bereiche der Sequenz dar, an die sich exemplarische locusspezifische oder Klasse I-spezifische Primer binden.
  • Tabelle 2 veranschaulicht die Ausrichtung der Nukleotide in IVS I und II der DQA3- (nun DQA1 0301), DQA1.2- (nun DQA1 0102) und DQA4.1-(nun DQA1 0501)-Allele des DQA1-Locus (früher als die DR4-, DR6- bzw. DR3-Allele des DQA1-Locus bezeichnet). Unterstrichene Nukleotide stellen die Bereiche der Sequenz dar, an die sich exemplarische DQA1-locusspezifische Primer binden.
  • Tabelle 3 veranschaulicht die Ausrichtung der Nukleotide in IVS I, Exon 2 und IVS II von zwei Individuen mit dem DQw1v-Allel (nachstehend für die obere bzw. die untere Sequenz in der Tabelle als DQw1va und DQw1vb bezeichnet), die Dqw2- und DQw8- Allele des DQB1-Locus. In den DQw1vb-, DQw2- und DQw8-Allelsequenzen angegebene Nukleotide sind jene, die sich von der DQw1va-Sequenz unterscheiden. Exon 2 beginnt und endet bei nt 599 bzw. nt 870 der DQw1va-Allelsequenz. Unterstrichene Nukleotide stellen die Bereiche der Sequenz dar, an die sich exemplarische DQB1-locusspezifische Primer binden.
  • Tabelle 4 veranschaulicht die Ausrichtung der Nukleotide in IVS I, Exon 2 und IVS II der DPB4.1-, DPB9- New- und DPw3-Allele des DPB1-Locus. In den DPB9-, New- und DPw3-Allelsequenzen angegebene Nukleotide sind jene, die sich von der DPB4.1- Sequenz unterscheiden. Exon 2 beginnt und endet bei nt 7644 bzw. nt 7907 der DPB4.1-Allelsequenz. Unterstrichene Nukleotide stellen die Bereiche der Sequenz dar, an die sich exemplarische DPB1-locusspezifische Primer binden. Tabelle 1 Tabelle 2 Tabelle 3 Tabelle 4
  • Primer für HLA-Loci
  • Nachstehend sind exemplarische HLA-locusspezifische Primer angeführt. Jeder der Primer hybridisiert mit zumindest etwa 15 aufeinanderfolgenden Nukleotiden des bezeichneten Bereichs der Allelsequenz. Es wird auch die Bezeichnung eines exemplarischen bevorzugten Primers gemeinsam mit seiner Sequenz gezeigt. Bei vielen der Primer ist die Sequenz nicht für alle der anderen Allele des Locus identisch. Bei jedem der folgenden bevorzugten Primer weisen zusätzliche bevorzugte Primer Sequenzen auf, die den Sequenzen des homologen Bereichs anderer Alleie des Locus oder ihren Komplementen entsprechen.
  • Bei einer Ausführungsform werden Klasse I-Loci unter Verwendung eines A-, B- oder C- locusspezifischen Primers gemeinsam mit einem Klasse I-locusspezifischen Primer amplifiziert. Der Klasse I-Primer hybridisiert vorzugsweise mit IVS III-Sequenzen (oder ihren Komplementen) oder, mehr bevorzugt, mit IVS I-Sequenzen (oder ihren Komplementen). Der Begriff "Klasse I-spezifischer Primer", wie hierin verwendet, bedeutet, daß der Primer unter den eingesetzten Bedingungen mit einer Allelsequenz (oder ihrem Komplement) für zumindest zwei verschiedene Klasse I-Loci hybridisiert und nicht mit Klasse II-Locusallelsequenzen hybridisiert. Vorzugsweise hybridisiert der Klasse I-Primer mit zumindest einem Allel eines jeden der A-, B- und C-Loci. Mehr bevorzugt hybridisiert der Klasse I-Primer mit einer Vielzahl von, am meisten bevorzugt mit allen Klasse I-Allelloci oder ihren Komplementen. Exemplarische Klasse I- locusspezifische Primer sind ebenfalls nachstehend angeführt. HLA-Primer A-locusspezifische Primer Allelposition: Bezeichnung: Sequenz: B-locusspezifische Primer C-locusspezifische Primer Klasse I-locispezifische Primer DQA1-locusspezifische Primer DRA-locusspezifische Primer CRB-locusspezifische Primer DQB1-locusspezifische Primer: DPB1-locusspezifische Primer
  • Primerpaare für HLA-Analysen
  • Es versteht sich, daß für jedes Primerpaar der stromauf gelegene 5'-Primer mit dem 5'- Ende der zu amplifizierenden Sequenz hybridisiert und der stromab gelegene 3'-Primer mit dem Komplement des 3'-Endes der Sequenz hybridisiert. Die Primer amplifizieren eine Sequenz zwischen den Bereichen der DNA, an die sich die Primer binden, und ihre komplementäre Sequenz, die die Bereiche umfaßt, an die sich die Primer binden. Ob sich der Primer an den für HLA kodierenden Strang oder sein Komplement bindet, hängt daher bei jedem der oben beschriebenen Primer davon ab, ob der Primer für dieses spezielle Primerpaar als stromauf gelegener 5'-Primer oder stromab gelegener 3'- Primer fungiert.
  • Bei einer Ausführungsform umfaßt ein Klasse I-locusspezifisches Primerpaar einen Klasse I-locusspezifischen Primer und einen A-, B- oder C-locusspezifischen Primer. Vorzugsweise ist der Klasse I-locusspezifische Primer der stromauf gelegene 5'-Primer und hybridisiert mit einem Abschnitt des Komplements von IVS I. In diesem Fall ist der locusspezifische Primer vorzugsweise der stromab gelegene 3'-Primer und hybridisiert mit IVS III. Die Primerpaare amplifizieren eine Sequenz mit etwa 1,0 bis etwa 1,5 Kb.
  • Bei einer weiteren Ausführungsform umfaßt das Primerpaar zwei locusspezifische Primer, die eine DNA-Sequenz amplifizieren, die das/die variable(n) Exon(s) nicht umfaßt. Bei einem Beispiel dieser Ausführungsform sind der 3' stromab gelegene Primer und der 5' stromauf gelegene Primer Klasse I-locusspezifische Primer, die mit IVS III bzw. ihrem Komplement hybridisieren. In diesem Fall wird eine Sequenz mit etwa 0,5 Kb amplifiziert, die der Intronsequenz entspricht.
  • Vorzugsweise werden für jeden Primer des Primerpaares locusspezifische Primer für den speziellen Locus und nicht für die HLA-Klasse verwendet. Aufgrund der Differenzen in den Klasse II-Gensequenzen sind locusspezifische Primer, die nur für einen Locus spezifisch sind, an der Amplifikation der DRB-, DQA1-, DQB- und DPB-Loci beteiligt. Daher ist bei jeder der bevorzugten Klasse II-Locusprimerpaare jeder Primer des Paares nur an der Amplifikation des bezeichneten Locus und keiner anderen Klasse II-Loci beteiligt.
  • Analyseverfahren
  • Bei einer Ausführungsform umfaßt die amplifizierte Sequenz ausreichend Intronsequenzen, um Längenpolymorphismen zu ergeben. Die primerdefinierten Längenpolymorphismen (PDLPs) weisen auf das HLA-Locusallel in der Probe hin. Bei manchen HLA-Loci erzeugt die Verwendung eines einzelnen Primerpaares primerdefinierte Längenpolymorphismen, die zwischen einigen der Allele des Locus unterscheiden. Bei anderen Loci werden zwei oder mehr Primerpaare in getrennten Amplifikationen verwendet, um die Allele zu unterscheiden. Bei anderen Loci wird die amplifizierte DNA-Sequenz mit einer oder mehreren Restriktionsendonukleasen gespalten, um die Allele zu unterscheiden. Die primerdefinierten Längenpolymorphismen sind bei Screeningverfahren besonders nützlich.
  • In einer weiteren Ausführungsform stellt die Erfindung ein verbessertes Verfahren bereit, bei dem PCR-Amplifikation einer genomischen HLA-DNA-Sequenz eines HLA-Locus eingesetzt wird. Nach der Amplifikation wird die amplifizierte DNA-Sequenz mit zumindest einer Endonuklease kombiniert, um ein Digest zu erzeugen. Die Endonuklease spaltet die amplifizierte DNA-Sequenz, sodaß ein Satz von Fragmenten mit unterschiedlichen Fragmentlängen entsteht. Üblicherweise wird die amplifizierte Sequenz unterteilt, und es werden zwei oder mehr Endonuklasendigeste hergestellt. Die Digeste können entweder getrennt oder kombiniert verwendet werden, um RLP-Muster herzustellen, die zwischen Individuen unterscheiden können. Es können zusätzliche Digeste hergestellt werden, um für erhöhte Spezifität zu sorgen, so daß auch zwischen eng verwandten Individuen mit dem gleichen HLA-Typ unterschieden werden kann.
  • Bei einer bevorzugten Ausführungsform kann das Vorhandensein eines speziellen Allels verifiziert werden, indem ein zweistufiges Amplifikationsverfahren durchgeführt wird, bei dem eine durch ein erstes Primerpaar erzeugte amplifizierte Sequenz durch ein zweites Primerpaar amplifiziert wird, das sich an eine Sequenz innerhalb der ersten amplifizierten Sequenz bindet und diese definiert. Das erste Primerpaar kann für ein oder mehrere Allele des HLA-Locus spezifisch sein. Das zweite Primerpaar ist vorzugsweise für ein Allel des HLA-Locus und nicht für eine Vielzahl von Allelen spezifisch. Das Vorhandensein einer amplifizierten Sequenz weist auf das Vorhandensein des Allels hin, was durch die Bildung charakteristischer RFLP-Muster bestätigt wird.
  • Um RFLP-Muster zu analysieren werden Fragmente im Digest aufgrund ihrer Größe getrennt und dann sichtbar gemacht. Im Fall der Typisierung bezüglich eines speziellen HLA-Locus ist die Analyse darauf gerichtet, die beiden DNA-Allelsequenzen zu detektieren, die diesen Locus in jedem Individuum einzigartig charakterisieren. Üblicherweise wird dies durchgeführt, indem die gleichen Digest-RFLP-Muster mit einem durch eine Vergleichsprobe mit bekanntem HLA-Alleltyp erzeugten Muster verglichen werden. Wenn das Verfahren jedoch für Vaterschaffstests oder in der Gerichtsmedizin verwendet wird, muß die Analyse nicht das Identifizieren eines speziellen Locus oder Loci umfassen, sondern kann durchgeführt werden, indem einzelne oder mehrfache RFLP-Muster eines Individuums mit jenen eines anderen Individuums verglichen werden, wobei die gleiche Restriktionsendonuklease und die gleichen Primer verwendet werden, um Ähnlichkeiten und Unterschiede zwischen den Mustern zu bestimmen.
  • Die Anzahl der Digeste, die für jede spezielle Analyse hergestellt werden müssen, hängt von der gewünschten Information und der speziell zu analysierenden Probe ab. Beispielsweise kann ein Digest ausreichen, um zu ermitteln, daß ein Individuum nicht die Person sein kann, deren Blut am Ort eines Verbrechens gefunden wurde. Im allgemeinen reicht für Übereinstimmungsanwendungen (Gerichtsmedizin, Vaterschaftstests) die Verwendung von zwei bis drei Digesten für jeden von zwei bis drei HLA-Loci aus. Zur vollständigen HLA-Haplotypisierung, z.B. zwecks Transplantation, kann es erforderlich sein, zusätzliche Loci zu analysieren.
  • Wie zuvor beschrieben, können Kombinationen aus Primerpaaren beim Amplifikationsverfahren verwendet werden, um einen speziellen HLA-DNA-Locus ungeachtet des in der Probe vorhandenen Allels zu amplifizieren. Bei einer bevorzugten Ausführungsform werden HLA-DNA-Proben in Aliqote unterteilt, die ähnliche DNA- Mengen pro Aliquot enthalten, und mit Primerparen (oder Kombinationen aus Primerpaaren ) amplifiziert, um amplifizierte DNA-Sequenzen für zusätzliche HLA-Loci zu erzeugen. Jedes Amplifikationsgemisch enthält nur Primerpaare für einen HLA-Locus. Die amplifizierten Sequenzen werden vorzugsweise gleichzeitig bearbeitet, sodaß aus einer Probe eine Anzahl von Digest-RFLP-Fragmentmustern hergestellt werden kann. Auf diese Weise kann der HLA-Typ für eine Anzahl von Allelen gleichzeitig ermittelt werden.
  • Alternativ dazu sorgt die Herstellung einer Anzahl von RFLP-Fragmentmustern für zusätzliche Vergleiche von Mustern, um Proben für gerichtsmedizinische und Vaterschafts-Analysen zu unterscheiden, bei denen die Analyse eines Locus häufig nicht ausreicht, um ausreichende Informationen für die Bestimmung zu liefern, wenn die Proben-DNA das gleiche Allel wie die DNA, mit der sie verglichen wird, aufweist.
  • Die Verwendung von HLA-Typen bei Vaterschaffstests oder für Transplantationstests und bei der Diagnose und Prognose von Krankheiten wird in "Basic & Clinical Immunology", 3. Aufl. (1980), Lange Medical Publications, S.187-190, beschrieben, das in seiner Gesamtheit durch Verweis hierin eingeschlossen ist. HLA-Bestimmungen fallen in zwei allgemeine Kategorien. Die erste umfaßt das Übereinstimmen von DNA von einem Individuum und einer Probe. Zu dieser Kategorie gehören gerichtsmedizinische Bestimmungen und Vaterschaffstests. Zur Analyse nach Kategorie 1 ist der spezielle HLA-Typ nicht so wichtig, wie ob die DNA der Individuen verwandt ist. Die zweite Kategorie ist jene der Gewebetypisierung, wie zur Verwendung bei Transplantationen. In diesem Fall hängt das Abstoßen des gespendeten Bluts oder Gewebes davon ab, ob der Rezipient und der Donor das gleiche oder unterschiedliche Antigene exprimieren. Das steht im Gegenstz zu Analysen der ersten Kategorie, bei denen Unterschiede in der HLA-DNA entweder in den Introns oder Exons bestimmend sind.
  • Bei gerichtsmedizinischen Anwendungen werden die Analysen der Proben-DNA des Tatverdächtigen und der am Ort des Verbrechens gefundenen DNA gleichzeitig durchgeführt und verglichen, um zu ermitteln, ob die DNA vom selben Individuum stammt. Die Bestimmung umfaßt vorzugsweise die Analyse von zumindest drei Digesten amplifizierter DNA des DQA1-Locus und vorzugsweise auch des A-Locus. Mehr bevorzugt umfaßt die Bestimmung auch die Analyse von zumindest drei Digesten amplifizierter DNA eines zusätzlichen Locus, z.B. des DPB-Locus. Auf diese Weise ist die Wahrscheinlichkeit, daß Unterschiede zwischen den DNA-Proben festgestellt werden können, ausreichend.
  • Für Vaterschaftstests umfaßt die Analyse des Vergleich der DNA des Kindes, der Mutter und des vermutlichen Vaters, um die Wahrscheinlichkeit zu bestimmen, daß das Kind die obligate Haplotyp-DNA vom vermutlichen Vater geerbt hat. Das heißt, jede DNA- Sequenz beim Kind, die nicht in der DNA der Mutter vorhanden ist, muß mit der übereinstimmen, die vom vermutlichen Vater stammt. Eine Analyse von zwei bis drei Digesten bezüglich des DQA1- und vorzugsweise auch bezüglich des A-Locus reicht üblicherweise aus. Mehr bevorzugt umfaßt die Bestimmung auch die Analyse von Digesten eines zusätzlichen Locus, z.B. des DPB-Locus.
  • Für Gewebstypisierungsbestimmungen zur Transplantationsübereinstimmung reicht oft die Analyse von drei Loci (HLA-A, -B und -DR) aus. Vorzugsweise umfaßt die abschließende Analyse den Vergleich zusätzlicher Loci, einschließlich DQ und DP.
  • Herstellung von RFLP-Fragmentmustern
  • Die nachstehende Tabelle 5 mit exemplarischen Fragmentmusterlängen zeigt unterschiedliche Muster. Beispielsweise spaltet Bsrl, wie in der Tabelle gezeigt, A2-, A3und A9-allelamplifizierte Sequenzen, die durch die Primer SGD005.IIVS1.LNP und SGD009.AIVS3.R2NP definiert werden, in Fragmentsätze mit der folgenden Nukleotidanzah (740, 691), (809, 335, 283) bzw. (619, 462, 256, 93). Die Fragmentmuster weisen klar darauf hin, welches der drei A-Allele vorhanden ist. Die folgende Tabelle 5 veranschaulicht eine Anzahl exemplarischer Endonukleasen, die unterscheidungskräftige RFLP-Fragmentmuster für exemplarische A-Allelsequenzen erzeugen.
  • Tabelle 5 veranschaulicht den Satz von RFLP-Fragmenten, die durch die Verwendung der bezeichneten Endonukleasen zur Analyse von drei A-Locusallelen erzeugt werden. Für jede Endonuklease ist die Anzahl an Nukleotiden eines jeden der Fragmente in einem durch die Endonuklease erzeugten Satz angeführt. Der erste Abschnitt der Tabelle veranschaulicht RFLP-Fragmentlängen unter Verwendung der als SGD009.AIVS3.R2NP und SGD005.IIVS1.LNP bezeichneten Primer, die die längere der beiden exemplarischen Sequenzen erzeugen. Der zweite Abschnitt der Tabelle veranschaulicht RFLP-Fragmentlängen unter Verwendung der als SGD006.AIVS3.R1NP und SGD005.IIVS1.LNP bezeichneten Primer, die die kürzere der Sequenzen erzeugen. Der dritte Abschnitt der Tabelle veranschaulicht die Längen der Fragmente einer DQA1- locusspezifischen amplifizierten Sequenz, die durch die als SGD001.DQA1.LNP und SGD003.DQA1.RNP bezeichneten Primer definiert ist.
  • Wie in der Tabelle gezeigt, erzeugt jede der Endonukleasen ein charakteristisches RFLP- Fragmentmuster, durch das leicht unterschieden werden kann, welches der drei A-Allele in einer Probe vorhanden ist. Tabelle 5 RFLP-FRAGMENTMUSTER
  • Screening-Analyse auf genetische Erkrankungen
  • Unter Einsatz des erfindungsgemäßen Verfahrens können Träger genetischer Erkrankungen und die durch die Krankheit Betroffenen identifiziert werden. Je nach der Erkrankung kann die Screening-Analyse verwendet werden, um das Vorhandensein eines oder mehrere Allele, die mit der Erkrankung in Zusammenhang stehen, oder das Vorhandensein von mit der Erkrankung in Zusammenhang stehenden Haplotypen zu detektieren. Weiters können mit dem Verfahren durch die Analyse von Haplotypen genetische Erkrankungen detektiert werden, die nicht mit Kodierbereichvariationen assoziiert sind, sondern in regulatorischen oder anderen untranslatierten Bereichen des Genlocus zu finden sind. Als Beispiel für das Screeningsverfahren ist nachstehend die. Analyse von zystischer Fibrose (CF) angeführt.
  • Zystische Fibrose ist eine autosomale rezessive Erkrankung, die das Vorhandensein eines mutanten Gens auf jedem Chromosom erfordert. CF ist die häufigste genetische Erkrankung bei Kaukasiern und kommt einmal in 2.000 Lebendgeburten vor. Nach Schätzungen ist jeder vierzigste Kaukasier Träger der Krankheit.
  • Vor kurzem wurde eine spezifische Deletion dreier benachbarter Basenpaare im offenen Leserahmen des vermutlichen CF-Gens berichtet, das zum Verlust eines Phenylalaninrestes an Position 508 des vorhergesagten 1480 Aminosäuren-Polypeptids führt [Kerem et al., "Science 245:1073-1080 (1989)]. Auf Basis von Haplotypanalysen kann die Löschung für die meisten CF-Mutationen in nordeuropäischen Populationen (etwa 68%) verantwortlich sein. Bei manchen südeuropäischen Populationen herscht Berichten zufolge eine zweite Mutation vor. Weitere Daten weisen darauf hin, daß mehrere andere Mutationen die Erkrankung verursachen können.
  • Untersuchungen von Haplotypen der Eltern von CF-Patienten (die notwendigerweise einen normalen und einen mit der Erkrankung assoziierten Haplotyp aufweisen) wiesen darauf hin, daß zumindest 178 Haplotypen mit dem CF-Locus assoziiert sind. Von diesen Haplotypen sind 90 nur mit der Krankheit assoziiert; 78 sind nur bei Gesunden zu finden; und 10 sind sowohl mit der Krankheit als auch mit Gesunden assoziiert (Kerem et al., oben). Die Krankheit wird offensichtlich durch mehrere verschiedene Mutationen verursacht, von denen manche in der Population in sehr geringer Frequenz vorkommen. Wie durch die Haplotypinformation gezeigt, sind mehr Haplotypen mit dem Locus assoziiert, als für die Krankheit verantwortliche mutante Allele vorhanden sind.
  • Es kann Jahre dauern, bis ein Genscreeningprogramm (auf Basis der Amplifikation von Exonbereichen und der Analyse der resultierenden amplifizierten DNA-Sequenz mit für jede der Mutationen spezifischen Sonden oder mit Enzymen, die für jede Mutation. charakteristische RFLP-Muster erzeugen) entwickelt wird. Solche Tests sind von der Detektion und Charakterisierung einer jeden der Mutationen oder zumindest jener Mutationen abhängig, die etwa 90 bis 95 % oder mehr der Erkrankungsfälle verursachen. Die Alternative besteht darin, nur 70 bis 80 % der CF-assoziierten Gene zu detektieren. Diese Alternative wird im allgemeinen als unannehmbar betrachtet und sorgt in der Welt der Wissenschaft für große Bedenken.
  • Durch das erfindungsgemäße Verfahren werden Haplotypen, die mit dem Locus assoziiert sind, direkt bestimmt und können jene Haplotypen unter den 178 gegenwärtig bekannten Haplotypen detektiert werden, die mit dem Erkrankungslocus assoziiert sind. Weitere mit der Erkrankung assoziierte Haplotypen lassen sich durch die rasche DNA-Analyse zahlreicher CF-Patienten nach den erfindungsgemäßen Verfahren leicht bestimmen. Weiters können auch jegliche Mutationen, die mit Nichtkodierregulationsbereichen assoziiert sind, nach dem Verfahren detektiert werden und werden durch das Screeningverfahren identifiziert.
  • Anstatt zu versuchen, jeden Defekt im Kodierbereich, der die Krankheit verursacht, zu bestimmen und dann zu detektieren, amplifiziert das erfindungsgemäße Verfahren Intronsequenzen, die mit dem Locus assoziiert sind, um Allel- und Suballelmuster zu bestimmen. Im Gegensatz zur Verwendung mutationsspezifischer Sonden, wo nur bekannte Sequenzdefekte detektiert werden können, weisen neue PDLP- und RFLP- Muster, die durch Intronsequenzen erzeugt werden, auf das Vorhandensein eines zuvor unerkannten Haplotyps hin.
  • Die gleiche Analyse kann für Phenylalaninhydroxylase-Locusmutationen durchgeführt werden, die Phenylketonurie erzeugen, und für β-Globinmutationen, die β-Thalassämie und Sichelzellenerkrankung verursachen, sowie für andere Loci, von denen bekannt ist, daß sie mit einer genetischen Erkrankung assoziiert sind. Weiters ist weder die Mutationsstelle, noch die Position für ein Erkrankungsgen erforderlich, um mit der Erkrankung assoziierte Haplotypen zu bestimmen. Amplifizierte Intronsequenzen in den. Bereichen, die RFLP-Marker nahe flankieren, wie sie bei der Huntington-Krankheit und vielen anderen Erbkrankheiten bekannt sind, können ausreichend Information liefern, um Screening bezüglich mit der Krankheit assoziierter Haplotypen durchzuführen.
  • Progressive Muskeldystrophie (MD) ist eine geschlechtsspezifische Krankheit. Das mit der Krankheit assoziierte Gen umfaßt eine 2,3 Millionen-Basenpaar-Sequenz, die für 3.685 Aminosäureprotein, Dystrophin, kodiert. Eine Mutationskarte für 128 Patienten mit 34 Patienten mit Becker-Muskeldystrophie und 160 Patienten mit Duchenne- Muskeldystrophie identifizierte 115 Deletionen und 13 Duplikationen in der Kodierbereichssequenz [Den Dunnen et al., "Am.J.Hum.Genet." 45:835-847 (1989)]. Obwohl die Krankheit mit einer großen Anzahl an Mutationen assoziiert ist, die stark variieren, haben die Mutationen eine nichtzufällige Verteilung in der Sequenz und sind an zwei Hauptmutationsherden ("hot spots") lokalisiert, Den Dunnen et al., oben. Weiters ist ein Rekombinationsherd innerhalb der Gensequenz identifiziert worden [Grimm et al., "Am.J.Hum.Genet." 45:368-372 (1989)].
  • Zur Analyse von MD werden vorzugsweise Haplotypen auf jeder Seite des Rekombinationsherdes bestimmt. Primerpaare, die amplifizierte DNA-Sequenzen definieren, befinden sich vorzugsweise nahe dem Herd, innerhalb von etwa 1 bis 10 Kbp, auf beiden Seiten davon. Außerdem sind aufgrund der großen Größe des Gens Primerpaare, die amplifizierte DNA-Sequenzen definieren, vorzugsweise nahe jedem Ende der Gensequenz positioniert und am meisten bevorzugt auch in einer Zwischenposition auf jeder Seite des Herdes. Auf diese Weise können mit der Krankheit assoziierte Haplotypen identifiziert werden.
  • Es ist gezeigt worden, daß andere Krankheiten, insbesondere bösartige Erkrankungen, das Ergebnis eines geerbten rezessiven Gens gemeinsam mit einer somatischen Mutation des normalen Gens sind. Eine bösartige Erkrankung, die auf einen solchen "Heterogenitätsverlust" zurückzuführen ist, ist Retinoblastom, ein Krebs bei Kindern. Der Verlust des normalen Gens durch Mutation ist durch die Detektion des Vorhandenseins einer Mutation in allen somatischen Zellen (die auf Keimzellenursprung hinweist) und die Detektion einer zweiten Mutation bei manchen somatischen Zellen gezeigt worden [Scheffer et al., "Am.J.Hum.Genet." 45:252-260 (1989)]. Die Krankheit kann durch das Amplifizieren von genomischen DNA-Sequenzen aus somatischen Zellen detektiert werden, welche Sequenzen ausreichend Intronsequenznukleotide umfassen. Die amplifizierten DNA-Sequenzen umfassen vorzugsweise Intronsequenzen, die sich nahe einer oder mehreren der Markierungen befinden, die von Scheffer et al., oben, beschrieben werden. Vorzugsweise werden eine amplifizierte DNA-Sequenz, die sich nahe einer Intragenmarkierung befindet, sowie eine amplifizierte DNA-Sequenz, die sich nahe einer Flankierungsmarkierung befindet, verwendet.
  • Eine exemplarische Analyse bezüglich CF wird in den Beispielen im Detail beschrieben. Die Analyse der Genloci für andere monogene und multigene genetische Erkrankungen kann auf ähnliche Weise durchgeführt werden.
  • Wie die obige Beschreibung angibt, ist das erfindungsgemäße Verfahren zur Analyse von Intronsequenzen im allgemeinen auf die Detektion jeder Art genetischer Eigenschaft anwendbar. Andere monogene und multigene Eigenschaften können nach den erfindungsgemäßen Verfahren leicht analysiert werden. Weiters sind die erfindungsgemäßen Analyseverfahren auf alle eukaryotischen Zellen anwendbar und werden vorzugsweise an jenen von Pflanzen und Tieren verwendet. Beispiele für die Analyse von BoLA (Rinder-MHC-Determinanten) zeigen die allgemeine Anwendbarkeit der erfindungsgemäßen Verfahren weiter.
  • Die vorliegende Erfindung wird durch die folgenden spezifischen, aber nichteinschränkenden Beispiele weiter veranschaulicht. Verfahren, die konstruktiv auf die Praxis reduziert sind, werden in der Gegenwart beschrieben, und Verfahren, die im Labor durchgeführt wurden, werden in der Vergangenheit beschrieben.
  • BEISPIEL 1 Gerichtsmedizinische Tests
  • Vom peripheren Blut des Tatverdächten extrahierte DNA und DNA aus am Ort des Verbrechens gefundenem Blut werden analysiert, um zu ermitteln, ob die beiden DNA- Proben vom selben Individuum oder von verschiedenen Individuen stammen.
  • Die extrahierte DNA aus jeder Probe wird verwendet, um zwei Replikaaliquote pro Probe zu bilden, wobei jedes Aliquot 1 µg Proben-DNA aufweist. Jedes Replikat wird in einem Gesamtvolumen von 100 µl mit einem Primerpaar (1 µg eines jeden Primers), dNTPs (jeweils 2,5 mM) und 2,5 Units Taq-Polymerase in Amplifikationspuffer (50 mM KCl; 10 mM Tris-HCl, pH 8,0; 2,5 mM MgCl&sub2;; 100 µg/ml Gelatine) kombiniert, um 4 Amplifikationsreaktionsgemische zu bilden. Das erste Primerpaar enthält die als SGD005.IIVS1.LNP und SGD009.AIVS3.R2NP (A-locusspezifisch) bezeichneten Primer. Das zweite Primerpaar enthält die als SGD001.DQA1.LNP und SGD003.DQA1.RNP (DQA-locusspezifisch) bezeichneten Primer. Jeder Primer wird unter Verwendung eines DNA-Synthesizers von Applied Biosystems, Modell 308A, synthetisiert. Die Amplifikationsreaktionsgemische werden als SA (DNA des Verdächtigen, A- locusspezifische Primer), SD (DNA des Verdächtigen, DQA1-locusspezifische Primer), CA (DNA vom Ort des Verbrechens, A-locusspezifische Primer) und CD (DNA vom Ort des Verbrechens, DQA1-locusspezifische Primer) bezeichnet.
  • Jedes Amplifikationsreaktionsgemisch wird 30 s lang auf 94ºC erhitzt. Die Primer werden durch Abkühlen des Reaktionsgemisches auf 65ºC für jedes der Alocusspezifischen Amplifikationsgemische und auf 55ºC für jedes der DQA1locusspezifischen Amplifikationsgemische und Beibehalten der jeweiligen Temperaturen für 1 Minute anneliert Der Primerextensionsschritt wird durch Erhitzen eines jeden der Amplifikationsgemische auf 72ºC für 1 Minute durchgeführt. Der Denaturierungs-, Annelierungs- und Extensionszyklus wird für jedes Amplifikationsgemisch 30mal wiederholt.
  • Jedes Amplifikationsgemisch wird aliquotiert, um drei Restriktionsendonukleasenspaltgemische pro Amplifikationsgemisch herzustellen. Die A-Locus-Reaktionsgemische werden mit den Endonukleasen Bsrl, Cfr101 undDrall kombiniert. Die DQA1- Reaktionsgemische werden mit Alul, Cvijl und Ddel kombiniert.
  • Um jedes Spaltgemisch herzustellen, wird jede der drei Replikaaliquote von 10 µl eines jeden Amplifikationsgemisches mit 5 Units des jeweiligen Enzyms 60 min lang bei 37ºC unter Bedingungen, wie sie vom Hersteller einer jeden Endonuklease empfohlen werden, kombiniert.
  • Nach der Spaltung werden die drei Spaltgemische für jede der Proben (SA, SD, CA und CD) gepoolt und auf einem 6,5%-igen Polyacrylamidgel 45 min lang bei 100 Volt Elektrophorese unterzogen. Nach der Elektrophorese wird das Gel mit Ethidiumbromid gefärbt.
  • Die Proben enthalten Fragmente mit den folgenden Längen:
  • Die Analyse zeigt, daß das Blut vom Ort des Verbrechens und vom Tatverdächtigen. nicht vom selben Individuum stammen. Das Blut vom Ort des Verbrechens und vom Verdächtigen sind A3, A9, DQA1, 0501, DQA1 0301 bzw. A9, A9, DQA1 0501, DQA1 0501.
  • BEISPIEL 2 Vaterschaftstest
  • Chorionzottengewebe wurde durch transzervikale Biopsie von einem 7 Wochen alten Conceptus (Fötus) erhalten. Blutproben wurden durch Venenpunktion von der Mutter (M) und vom mutmaßlichen Vater (AF) entnommen. DNA wurde von der Chorionzottenbiopsie und von den Blutproben extrahiert. DNA wurde unter Verwendung eines nichtionischen Detergens (Tween 20) und Proteinase K von der Probe von der Mutter extrahiert. DNA wurde von der Probe vom Vater durch hypotonische Lyse extrahiert. Im spezielleren wurden 100 µl Blut in PBS auf 1,5 ml verdünnt und zentrifugiert, um den Leukozytenfilm zu entfernen. Nach zwei hypotonischen Lysebehandlungen mit erneutem Suspendieren von Zellen mit Leukozytenfilm in Wasser wurden die Pellets gewaschen, bis die Rötung verschwand. Die farblosen Pellets wurden in Wasser erneut suspendiert und 20 min lang gekocht. Es wurden 5 10 mm-Chorionzottenblättchen erhalten. Ein Blättchen wurde in 200 µl Wasser getaucht. NaOH wurde auf 0,05 M zugegeben. Die Probe wurde 20 min lang gekocht und dann mit HCl neutralisiert. Bei keiner der Proben wurde weitere Reinigung durchgeführt.
  • Die extrahierte DNA wurde zur Amplifikation von Sequenzen, die mit den HLA-Loci DQA1 und DPB1 assoziiert waren, einer PCR unterworfen. Die verwendeten Primer waren: (1) als 5'-Primer für den DQA1-Locus der als SGD001.DQA1.LNP (DQA 5'IVS1) bezeichnete Primer (der den nt 23-39 der DQA1 0301-Allelsequenz entspricht) und als 3-Primer für den DQA1-Locus der als SGD003.DQA1.RNP bezeichnete Primer (DQA 3'IVS2, der dem nt 789-806 der DQA1 0301-Sequenz entspricht; (2) als DPB-Primer, die als 5'IVS1 nt 7604-7624 und 3'IVS2 7910-7929 bezeichneten Primer. Die Amplifikationsreaktionsgemische waren: 150 ng eines jeden Primers; 25 µg Test-DNA; 10 mM Tris-HCl, pH 8,3; 50 mM KCl; 1,5 mM MgCl&sub2;; 0,01 % (Gew./Vol.) Gelatine; 200 µM dNTPs; Wasser auf 100 µl und 2,5 U Taq-Polymerase.
  • Die Amplifikation wurde durch 10minütiges Erwärmen des Amplifikationsreaktionsgemisches auf 94ºC vor der Zugabe von Taq-Polymerase durchgeführt. Für DQA1 wurde die Amplifikation bei 94ºC 30 s lang, dann bei 55ºC 30 s lang und dann bei 72ºC 1 min lang 30 Zyklen hindurch durchgeführt, wobei mit 72ºC für 10 min geendet wurde. Für DPB wurde die Amplifikation bei 96ºC 30 s lang, dann bei 65ºC 30 s lang durchgeführt, wobei mit 65ºC für 10 min geendet wurde.
  • Durch Testgel-Elektrophorese, die das Vorhandensein doppelstrangiger DNA der vorhergesagten Größe im Amplifikationsreaktionsgemisch zeigte, wurde gezeigt, daß die Amplifikation technisch zufriedenstellend war. Das Testgel war 2% Agarose in TBE (Tris-Borat-EDTA)-Puffer, das mit 15 pl der Amplifikationsreaktionsgemisches pro Bahn beladen wurde, und wurde bei 200 V 2 h lang einer Elektrophorese unterzogen, bis der Markierungsfarbstoff zwischen 6 und 7 cm in das 10 cm-Gel wanderte.
  • Die amplifizierten DQA1- und DPB1-Sequenzen wurden Restriktionsendonukleasespaltung unterzogen, wobei Ddel und Mboll (8 bzw. 12 Units bei 37ºC 3 h lang) für DQA1, und Rsal und Fokl (8 bzw. 11 Units bei 37ºC über Nacht) für DPB1 in 0,5 bis 2,0 µl vom Zulieferer, Pharmacia, empfohlen Enzympuffern, gemeinsam mit 16-18 µl des amplifizierten Produktes verwendet wurden. Die gespaltene DNA wurde auf Gelelektrophorese (3% Nusieve) nach Fragmentgröße-Länge getrennt. Die RFLP-Muster wurden unter UV-Licht untersucht, nachdem das Gel mit Ethidiumbromid gefärbt worden war.
  • Die Fragmentmusteranalyse wird durch Allelzuordnung der nichtmütterlichen Allele unter Einsatz erwarteter Fragmentgrößen auf Basis der Sequenzen bekannter Endonukleaserestriktionsstellen durchgeführt. Die Fragmentmusteranalyse zeigte, daß das obligate väterliche DQA1-Allel DQA1 0102 ist und das DPB-Allel DPw1 ist. Die Fragmentmuster stimmten damit überein, daß AF der biologische Vater ist.
  • Um die Wahrscheinlichkeit echter Vaterschaft zu berechnen, wurden HLA-Typen zugeordnet. Mütterliche und AF-DQA1-Typen stimmten mit jenen überein, die aufgrund der HLA Klasse II-Gentypen vorhergesagt wurden, die durch serologische Tests unter Einsatz lymphozytentoxischer Antiseren ermittelt wurden.
  • Wenn man davon ausging, daß sich Allele der beiden HLA-Loci im Verbindungsgleichgewicht befanden, war die kombinierte Wahrscheinlichkeit der Nichtvaterschaff gegeben durch:
  • 0,042 x 0,314 = 0,013
  • d.h. die Wahrscheinlichkeit der Vaterschaft ist (1-0,013) oder 98,7%.
  • Die relative Chance auf Vaterschaft ist somit 74:75, d.h. die Chance, daß der AF nicht der biologische Vater ist, beträgt etwa 1 von 75. Die Streitparteien betrachteten dieses Ergebnis als ausreichende Bestätigung dafür, daß der vermutliche Vater der Vater des Fötus ist.
  • BEISPIEL 3 Analyse des HLA DQA1-Locus
  • Die drei Haplotypen des HLA-DQA1-0102-Locus wurden wie nachstehend beschrieben analysiert. Diese Haplotypen sind DQA1 0102 DR15 Dw2; DQA1 0102 DR16 Dw21; und DQA1 0102 DR13 Dw19. Die Unterscheidung zwischen den Haplotypen ist besonders schwierig, weil es eine Differenz um ein Basenpaar zwischen den 0102- Allelen und den 0101- und 0103-Allelen gibt, wobei die Differenz nicht einzigartig in DQA1-Allelsequenzen ist.
  • Bei dem für die Amplifikation verwendeten Verfahren handelt es sich um dasselbe, wie in Beispiel 1 beschrieben; mit der Ausnahme, daß bei der Amplifikation 30 Zyklen mit 94ºC für 30 s, 60ºC für 30 s und 72ºC für 60 s verwendet wurden. Die Sequenzen der Primer waren:
  • SGD001 -- 5' TTCTGAGCCAGTCCTGAGA 3'; und
  • SGD 003 -- 5' GATCTGGGGACCTCTTGG 3'.
  • Diese Primer hybridisieren an Sequenzen, die sich etwa 500 bp stromauf vom 5"-Ende des zweiten Exons und 50 bp stromab vom zweiten Exon befinden, und erzeugen amplifizierte DNA-Sequenzen im Bereich von 700 bis 800 bp.
  • Nach der Amplifikation wurden die amplifizierten DNA-Sequenzen einer Elektrophorese auf einem 4%-Polyacrylamidgel unterzogen, um den PDLP-Typ zu bestimmen. In diesem Fall wanderten die amplifizierten DNA-Sequenzen für die 0102- Allele gemeinsam mit den (haben die gleiche Länge wie die) 0101-Allele, und darauffolgende Enzymspaltung ist erforderlich, um sie zu unterscheiden.
  • Die amplifizierten DNA-Sequenzen wurden unter Verwendung des Restriktionsenzyms Alul (Bethesda Research Laboratories) gespalten, das DNA an der Sequenz AGCT spaltet. Die Spaltung wurde durchgeführt, indem 5 Units (1 µl) Enzym mit 10 µl der amplifizierten DNA-Sequenz (zwischen etwa 0,5 und 1 µg DNA) im vom Hersteller bereitgestellten Enzympuffer nach den Anweisungen des Herstellers gemischt wurden, um ein Digest zu bilden. Das Digest wurde dann zur vollständigen enzymatischen Spaltung 2 h lang bei 37ºC inkubiert.
  • Die Produkte der Spaltreaktion werden mit etwa 0,1 µg "Leiter"-Nukleotidsequenzen (Nukleotidvergleichssequenzen, die bei einer Länge von 123 bp beginnen und sich um 123 bp in der Länge bis auf eine Endgröße von etwa 5.000 bp erhöhen; im Handel angeboten von Bethesda Research Laboratories, Bethesda MD) vermischt und wurden unter Verwendung eines 4%igen horizontalen ultradünnen Polyacrylamidgels (E-C Apparatus, Clearwater FLA) einer Elektrophorese unterzogen.
  • Die Banden im Gel wurden unter Einsatz von Silberfärbetechnik [Allen et al., Biotechniques 7:736-744 (1989)] sichtbar gemacht (gefärbt).
  • Drei unterschiedliche Fragmentmuster, die den drei Haplotypen entsprechen, wurden unter Verwendung von Alul hergestellt. Die Muster (in Fragmenten mit Basenpaargröße) waren:
  • 1. DR15 DQ6 Dw2: 120, 350, 370, 480
  • 2. DR13 DQ6 Dw19: 120, 330, 350, 480
  • 3. DR16 DQ6 Dw21: 120, 330, 350
  • Das Verfahren wurde unter Verwendung eines 6,5%igen vertikalen Polyacrylamidgels und Ethidiumbromidfärbung wiederholt und lieferte die gleichen Ergebnisse. Die Fragmentmuster waren unter Verwendung der ultradünnen Gele und der Silberfärbung jedoch leichter zu unterscheiden.
  • Das ist ein Beispiel für die Analyse nach dem erfindungsgemäßen Verfahren. Unter Einsatz der gleichen Vorgangsweise wurden 20 der anderen 32 DR/DQ-Haplotypen für DQA1 identifiziert, wobei das gleiche Primerpaar und zwei zusätzliche Enzyme (Ddel und Mboll) eingesetzt wurden. PDLP-Gruppen und Fragmentmuster für jeden der DQA1-Haplotypen mit den drei Endonukleasen werden in Tabelle 6 dargestellt. Tabelle 6
  • Dieses Beispiel veranschaulicht die Fähigkeit des erfindungsgemäßen Verfahrens, die Allele und Haplotypen eines Genlocus zu unterscheiden. Im speziellen zeigt das Beispiel, daß die PDLP-Analyse 5 der 8 Allele stratifiziert. Diese drei Restriktionsendonuklesendigeste unterscheiden jedes der 8 Allele und viele der 35 bekannten Haplotypen des Locus. Es ist zu erwarten, daß die Verwendung zusätzlicher Endonukleasendigeste für diese amplifizierte DNA-Sequenz alle bekannten Haplotypen unterscheidet und potentiell andere zuvor unerkannte Haplotypen identifiziert. Alternativ dazu ist zu erwarten, daß die Verwendung der gleichen oder anderer Endonukleasendigeste für eine weitere amplifizierte DNA-Sequenz in diesem Locus die Haplotypen unterscheidet.
  • Außerdem lassen sich durch die Analyse amplifizierter DNA-Sequenzen am DRA-Locus in der telorneren Richtung und DQB in der zentromeren Richtung, vorzugsweise gemeinsam mit der Analyse eines zentralen Locus, alle Haplotypen für den Bereich unterscheiden.
  • Die gleichen Verfahren sind problemlos auf andere Loci anwendbar.
  • BEISPIEL 4
  • Analyse des HLA-DQA1-Locus
  • Die DNA eines Individuums wird analysiert, um zu ermitteln, welcher der drei Haplotypen des HLA-DQA1 0102-Locus vorhanden ist. Genomische DNA wird amplifiziert, wie in Beispiel 3 beschrieben. Jeder der amplifizierten DNA-Sequenzen wird sequenziert, um die Haplotypen des Individuums zu identifizieren. Es wird gezeigt, daß das Individuum die Haplotypen DR15 DQ6 Dw2; DR13 DQ6 Dw19 aufweist.
  • Das Verfahren wird wie in Beispiel 3 beschrieben durch die Herstellung des Alul- Digests wiederholt. Jedes der Digestfragmente wird sequenziert. Es wird gezeigt, daß das Individuum die Haplotypen DR15 DQ6 Dw2; DR13 DQ6 Dw19 aufweist.
  • BEISPIEL 5 DQA1-allelspezifische Amplifikation
  • Es wurden Primer synthetisiert, die sich spezifisch an das 0102- und das 0301-Allel des DQA1-Locus binden. Der 5'-Primer war der in Beispiel 3 verwendete SGD 001-Primer. Die Sequenzen der 3'-Primer sind nachstehend angeführt.
  • 0102 5' TTGCTGAACTCAGGCCACC 3'
  • 0301 5' TGCGGAACAGAGGCAACTG 3'
  • Die Amplifikation wurde wie in Beispiel 3 beschrieben unter Einsatz von 30 Zyklen einer Standard (94ºC, 60ºC, 72ºC)-PCR-Reaktion durchgeführt. Die Templat-DNAs für jedes der 0101-, 0301- und 0501-Allele wurden getrennt amplifiziert. Wie durch Gelelektrophorese ermittelt, amplifizierten der 0102-allelspezifische Primer nur 0102- Templat-DNA und der 0301-allelspezifische Primer nur 0301- Templat-DNA. Somit war jeder der Primer allelspezifisch.
  • BEISPIEL 6 Detektion von zystischer Fibrose
  • Es wird das für die in Beispiel 3 beschriebene Amplifikation verwendete Verfahren wiederholt. Die Sequenzen der Primer werden nachstehend veranschaulicht. Die ersten beiden Primer sind stromauf angeordnete Primer, und der dritte ist ein stromab gelegener Primer. Die Primer amplifizieren eine DNA-Sequenz, die die gesamte intervenierende Sequenz 1 umfaßt:
  • 5' CAG AGG TCG CCT CTG GA 3';
  • 5' AAG GCC AGC GU GTC TCC A 3'; und
  • 3' CCT CAA AAT TGG TCT GGT 5'.
  • Diese Primer hybridisieren an das Komplement der Sequenzen, die von nt 136-152 und nt 154-172 und sind an nt 187-207 positioniert. [Die Nukleotidzahlen sind bei Riordan et al., "Science" 245:1066-1072 (1989) zu finden.]
  • Nach der Amplifikation werden die amplifizierten DNA-Sequenzen auf einem 40%igen Polyacrylamidgel einer Elektrophorese unterzogen, um den PDLP-Typ zu bestimmen. Die amplifizierten DNA-Sequenzen werden unter Verwendung eines jeden der Restriktionsenzyme Alul, Mnll und Rsal (Bethesda Research Laboratories) getrennt gespalten. Die Spaltung wird durchgeführt, wie in Beispiel 3 beschrieben. Die Produkte der Spaltreaktion werden einer Elektrophorese unterzogen und unter Verwendung eines 4%igen horizontalen ultradünnen Polyacrylamidgels und Silberfärbung sichtbar gemacht, wie in Beispiel 3 beschrieben.
  • Es werden unterscheidungskräfte Fragmentmuster erzeugt, die den mit der Erkrankung assoziierten und normalen Haplotypen entsprechen.
  • BEISPIEL 7 Analyse von Rinder-HLA-Klasse I
  • Rinder-HLA Klasse I-Allele und -Haplotypen werden auf die gleiche Weise analysiert, wie in Beispiel 3 beschrieben. Die Primer sind nachstehend angeführt.
  • Rinderprimer (homolog zu Klasse I HLA)
  • Tm
  • 5'-Primer: 5' TCC TGG TCC TGA CCG AGA 3' (62º)
  • 3'-Primer: 1) 3' A TGT GCC TTT GGA GGG TCT 5' (62º)
  • (für das etwa 600 bp-Produkt)
  • 2) 3' GCC AAC AT GAT CCG CAT 5' (62º)
  • (für das etwa 900 bp-Produkt)
  • Für die Sequenz mit etwa 900 bp reicht die PDLP-Analyse aus, um die Allele 1 und 3 (893 bzw. 911 bp) zu unterscheiden. Digeste werden, wie in Beispiel 3 beschrieben, unter Verwendung von Alul und Ddel hergestellt. Die folgenden Muster werden für die 900 bp-Sequenz hergestellt.
  • Allel 1, Alul-Digest: 712, 181
  • Allel 3, Alul-Digest: 430, 300; 181
  • Allel 1, Ddel-Digest: 445, 201, 182, 28
  • Allel 3, Ddel-Digest: 406, 185, 182, 28, 16
  • Die 600 bp-Sequenz erzeugt ebenfalls unterscheidungskräftige Fragmentmuster für diese Allele. Diese Muster unterscheiden sich jedoch nicht so drastisch wie die durch die 600 bp-Sequenzdigeste erzeugten Muster.
  • Beispiel 8 Herstellung von Primern
  • Jeder der folgenden Primer wird unter Verwendung eines DNA-Synthesizers Modell 308A von Applied Biosystems synthetisiert. HLA-Locusprimer A-locusspezifische Primer B-locusspezifische Primer C-locusspezifische Primer Klasse I-locusspezifische Primer DQA1-locusspezifische Primer DRA-locusspezifische Primer DRB-locusspezifische Primer DQB1-locusspezifische Primer DPB1-locusspezifische Primer

Claims (43)

1. Verfahren zur Detektion zumindest eines Kodierbereichallels eines Multiallel- Genlokus, umfassend das Amplifizieren genomischer DNA mit einem Primerpaar, das sich über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei das Primerpaar eine DNA- Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit dem genetischen Lokus befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine amplifizierte DNA-Sequenz herzustellen, die für dieses Allel charakteristisch ist.
2. Verfahren nach Anspruch 1, worin die amplifizierte DNA-Sequenz zumindest etwa 300 N ukleotide umfaßt, die Nicht-Kodierbereichsequenzen entsprechen.
3. Verfahren nach Anspruch 1, worin die Nicht-Kodierbereichsequenz an ein Exon angrenzt, das für das Allel kodiert.
4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, worin die amplifizierte DNA-Sequenz für zumindest ein nicht angrenzendes Allel charakteristisch ist.
5. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, worin die amplifizierte DNA-Sequenz für zumindest ein angrenzendes Allel und zumindest ein nicht angrenzendes Allel charakteristisch ist.
6. Verfahren nach Anspruch 5, worin die amplifizierte DNA-Sequenz zumindest etwa 1.000 Nukleotide umfaßt, die Nicht-Kodierbereichsequenzen entsprechen.
7. Verfahren zur Detektion von zumindest einem Allel eines Multiallel-Genlokus, umfassend:
a) das Amplifizieren genomischer DNA mit einem Primerpaar, das sich über eine Nicht- Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei das Primerpaar eine DNA-Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit dem Allel befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine für das Allel charakteristische amplifizierte DNA-Sequenz herzustellen; und
b) das Analysieren der amplifizierten DNA-Sequenz, um das Vorhandensein einer genetischen Variation in der amplifizierten Sequenz zu detektieren.
8. Verfahren nach Anspruch 7, worin die Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz eine Variation in der Länge der primer-definierten amplifizierten DNA-Sequenz ist.
9. Verfahren nach Anspruch 7, worin die Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz eine Änderung im Vorhandensein zumindest einer Restriktionsstelle in der primerdefinierten amplifizierten DNA-Sequenz ist.
10. Verfahren nach Anspruch 7, worin die Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz eine Änderung in der Position zumindest einer Restriktionsstelle in der primerdefinierten amplifizierten DNA-Sequenz ist.
11. Verfahren nach Anspruch 7, worin die Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz eine Substitution von zumindest einem Nukleotid in der primer-definierten amplifizierten DNA-Sequenz ist.
12. Verfahren nach Anspruch 7, worin der genetische Lokus ein Haupt- Histokompatibilitätslokus ist.
13. Verfahren nach Anspruch 7, worin das Allel mit einer monogenen Erkrankung assoziiert ist.
14. Verfahren nach Anspruch 13, worin die monogene Erkrankung zystische Fibrose ist.
15. Verfahren nach Anspruch 7, worin zumindest etwa 70% der primer-definierten amplifizierten DNA-Sequenz Nicht-Kodierbereichsequenzen entsprechen.
16. Verfahren nach Anspruch 7, worin die primer-definierte amplifizierte DNA-Sequenz eine Länge von 300 bis 500 Nukleotiden aufweist.
17. Verfahren zur Herstellung von RFLP-Fragmenten, die für Allele eines HLA-Lokus eines Individuums charakteristisch sind, das folgende Schritte umfaßt:
a) das Amplifizieren genomischer HLA-DNA vom Individuum mit einem Primerpaar, das für den HLA-Lokus spezifisch ist und sich unter Bedingungen, die zur Herstellung einer amplifizierten DNA-Sequenz geeignet sind, über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstreckt; und
b) das Herstellen eines Digests durch Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz spaltet, sodaß ein Satz von Fragmenten mit charakteristischen Fragmentlängen entsteht.
18. Verfahren nach Anspruch 17, das zusätzlich den Schritt der Herstellung von RFLP- Mustern aus dem Digest umfaßt.
19. Verfahren nach Anspruch 17, worin die Primer eine DNA-Sequenz definieren, die alle Exons enthält, die für die mit dem HLA-Lokus assoziierte Allelvariabilität kodieren.
20. Verfahren zur Herstellung von RFLP-Fragmenten für einen HLA-Lokus eines Individuums, das folgende Schritte umfaßt:
a) das Amplifizieren genomischer HLA-DNA vom Individuum mit einem Primerpaar, das für den HLA-Lokus spezifisch ist und das sich unter zur Herstellung einer amplifizierten DNA-Sequenz geeigneten Bedingungen über eine Nicht- Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei die Primer eine DNA-Sequenz definieren, die alle Exons enthält, die für die mit dem HLA-Lokus assoziierte Allelvariabilität kodieren; und
b) die Herstellung eines Digests durch Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz spaltet, sodaß ein Satz von Fragmenten mit charakteristischen Fragmentlängen ensteht.
21. Verfahren zur Herstellung von RFLP-Mustern für einen HLA-Lokus eines Individuums, das folgende Schritte umfaßt:
a) das Amplifizieren der HLA-DNA vom Individuum mit einem Primerpaar, das für den HLA-Lokus spezifisch ist und das sich unter zur Herstellung einer amplifizierten DNA- Sequenz geeigneten Bedingungen über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei sich die Primer in der intervenierenden Sequenz 1 und der intervenierenden Sequenz III befinden, wenn der HLA-Lokus ein Klasse I-Lokus ist, und in der intervenierenden Sequenz I und der intervenierenden Sequenz II, wenn der Lokus ein Klasse II-Lokus ist;
b) die Herstellung eines Digests durch Kombinieren der amplifizierten DNA-sequenz mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz spaltet, sodaß ein Satz von Fragmenten mit charakteristischen Fragmentlängen entsteht; und
c) die Herstellung von RFLP-Mustern aus dem Digest.
22. Verfahren nach Anspruch 21, worin die Amplifizierung umfaßt:
a) das Kombinieren eines HLA-Lokus-spezifischen Primerpaares mit HLA-DNA vom Individuum unter Hybridisierungsbedingungen für eine ausreichende Zeitspanne, damit jeder Primer im Primerpaar ein Extensionsprodukt erzeugt, das, wenn es von seinem Komplement getrennt wird, als Schablone für die Synthese des Extensionsproduktes des anderen Primers dienen kann, um ein Gemisch herzustellen;
b) die Behandlung des Gemisches unter denaturierenden Bedingungen, um die Primer von ihren Extensionsprodukten abzutrennen;
c) die Behandlung des Gemisches mit dem HLA-Lokus-spezifischen Primerpaar, sodaß ein Primerextensionsprodukt synthetisiert wird, wobei jede der in Schritt (b) hergestellten Schablonen als Schablone verwendet wird, was zur Amplifizierung der HLA-DNA führt; und
d) die Wiederholung der Schritte (b) und (c), um eine amplifizierte DNA-Sequenz herzustellen.
23. Verfahren nach Anspruch 21, worin ein zweites Primerpaar, das für den HLA-Lokus spezifisch ist, ebenfalls verwendet wird, um die HLA-DNA zu amplifizieren.
24. Verfahren nach Anspruch 21, worin die Herstellung des RFLP-Fragmentmusters umfaßt:
a) das Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz spaltet, sodaß ein Satz von Fragmenten mit charakteristischen Fragmentlängen entsteht;
b) das Trennen der Fragmente auf Basis der Fragmentlänge, um getrennte Fragmente herzustellen; und
c) das Sichtbarmachen der getrennten Fragmente, um RFLP-Fragmentmuster zu erzeugen.
25. Verfahren nach Anspruch 24, worin die Fragmente unter Einsatz von Gelelektrophorese getrennt und unter Verwendung einer Nukleotid-spezifischen Färbung sichtbar gemacht werden.
26. Verfahren, um zu ermitteln, ob DNA in einer Probe von einem bestimmten Individuum stammt, das folgende Schritte umfaßt:
a) das Amplifizieren von DNA vom Individuum und von DNA von der Probe mit einem Primerpaar, das für einen HLA-Lokus spezifisch ist und das sich unter Bedingungen, die geeignet sind, um eine amplifizierte DNA-Sequenz vom Individuum und von der Probe herzustellen, über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei sich die Primer bei einem HLA-Klasse I-Lokus in den intervenierenden Sequenzen I und III und bei einem Klasse II-Lokus in den intervenierenden Sequenzen I und II befinden;
b) das Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz vom Individuum und der amplifizierten Proben-DNA von der Probe mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz in eine Vielzahl Spaltsequenzen mit ausreichend unterschiedlichen Längen spaltet, um zwischen Allelen des HLA-Lokus zu unterscheiden, für eine Zeitspanne, die ausreicht, daß die amplifizierte DNA unter Erhalt eines Digests gespalten wird; und
c) das Vergleichen der vom Digest erzeugten polymorphen Restriktionsfragmentlängenmuster vom Individuum und von der Probe.
27. Verfahren, um zu ermitteln, ob ein Individuum der Vater eines Kindes ist, folgende Schritte umfassend:
a) das Amplifizieren von DNA vom Individuum, von DNA vom Kind und von DNA von der Mutter des Kindes mit einem Primerpaar, das für einen HLA-Lokus spezifisch ist und sich unter Bedingungen, die geeignet sind, um amplifizierte DNA-Sequenzen zu erzeugen, über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstrecken, wobei sich die Primer bei einem HLA-Klasse I-Lokus in den intervenierenden Sequenzen I und III und bei einem Klasse II-Lokus in den intervenierenden Sequenzen I und II befinden;
b) das Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz vom Individuum und der amplifizierten Proben-DNA vom Kind mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz in eine Vielzahl Spaltsequenzen mit ausreichend unterschiedlichen Längen spaltet, um zwischen Allelen des HLA-Lokus zu unterscheiden, um einen Digest zu erzeugen; und
c) das Vergleichen von polymorphen Restriktionsfragmentlängenmustern, die vom Digest vom Individuum, von der Mutter des Kindes und vom Kind erzeugt werden.
28. Ein HLA-Lokus-spezifischer Primer, der aus der Gruppe ausgewählt ist, die aus einem Klasse I-Lokus-spezifischen Primer, einem Klasse I-A-Lokus-spezifischen Primer, einem Klasse I-B-Lokus-spezifischen Primer und einem Klasse I-C-Lokus-spezifischen Primer besteht.
29. HLA-Lokus-spezifischer Primer nach Anspruch 28, worin der Primer eine Sequenz aufweist, die zumindest 15 aufeinanderfolgenden Nukleotiden entspricht, die aus der Gruppe ausgewählt sind, bestehend aus:
30. Verfahren, welches die Herstellung eines HLA-Klasse I-Lokus-spezifischen Primerpaares umfaßt, wobei das Primerpaar eine DNA-Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit dem HLA-Klasse I-Lokus befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine amplifizierte DNA- Sequenz herzustellen, die für ein Allel des HLA-Klasse I-Lokus charakteristisch ist.
31. Verfahren, welches die Herstellung eines HLA-Klasse II-Lokus-spezifischen Primerpaares umfaßt, wobei das Primerpaar eine DNA-Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit dem HLA-Klasse II-Lokus befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine amplifizierte DNA- Sequenz herzustellen, die für ein Allel des HLA-Klasse II-Lokus charakteristisch ist.
32. Verfahren, welches die Herstellung einer von einem HLA-Lokus-spezifischen Primerpaar definierten DNA-Sequenz umfaßt, wobei sich die DNA-Sequenz in genetischer Verbindung mit dem HLA-Lokus befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine amplifizierte DNA-Sequenz herzustellen, die für ein Allel des Lokus charakteristisch ist.
33. Set, das zumindest ein HLA-Lokus-spezifisches Primerpaar in einem geeigneten Behälter umfaßt, worin das HLA-Lokus-spezifische Primerpaar aus der Gruppe ausgewählt ist, die aus einem HLA-Klasse I-Lokus-spezifischen Primerpaar und einem HLA-Klasse II-Lokus-spezifischen Primerpaar besteht, wobei das Primerpaar eine DNA- Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit Nicht- Kodierbereichsequenznukleotiden befindet, um eine amplifizierte DNA-Sequenz zu erzeugen, die für ein Allel des HLA-Klasse I-Lokus charakteristisch ist.
34. Set nach Anspruch 33, das zusätzlich zumindest eine Endonuklease umfaßt, die eine vom HLA-Lokus-spezifischen Primerpaar definierte DNA-Sequenz in eine Vielzahl Spaltsequenzen mit ausreichend unterschiedlichen Längen spaltet, um zwischen den Allelen des HLA-Lokus zu unterscheiden.
35. Verfahren nach Anspruch 1, worin der genetische Lokus zumindest 4 Allele aufweist.
36. Verfahren nach Anspruch 1, worin der genetische Lokus zumindest 8 Allele aufweist.
37. Verbessertes DNA-Analyseverfahren, in dem Kodierbereichallele eines Multiallel- Genlokus durch Identifizierung der für die Allele charakteristischen Sequenzpolymorphismen bestimmt werden, wobei die Verbesserung das Identifizieren von Sequenzpolymorphismen, die für die Allele in einer Nicht-Kodierbereichsequenz charakteristisch sind, umfaßt, wobei die Nicht-Kodierbereichsequenz eine Länge von nicht mehr als etwa 2 kb aufweist.
38. Verfahren nach Anspruch 37, worin die Nicht-Kodierbereichsequenz eine Länge von nicht mehr als etwa 1 kb aufweist.
39. Verfahren nach Anspruch 37, worin sich die für die Allele charakteristischen Sequenzpolymorphismen innerhalb von 5 kb eines variablen Exons des Genlokus befinden.
40. Verfahren nach Anspruch 37, worin sich die für die Allele charakteristischen Sequenzpolymorphismen innerhalb von 2 kb eines variablen Exon des Genlokus befinden.
41. Verfahren nach Anspruch 37, worin der für das Kodierbereich-Allel charakteristische Sequenzpolymorphismus in einer intervenierenden Sequenz, die an ein variables Exon des Lokus angrenzt, vorhanden ist.
42. Verfahren nach Anspruch 41, worin der Genlokus ein HLA-Klasse I-Lokus ist und die intervenierende Sequenz die intervenierende Sequenz 1, 2, 3 oder 4 ist.
43. Verfahren nach Anspruch 41, worin der Genlokus ein HLA-Klasse II-Lokus ist und die intervenierende Sequenz eine intervenierende Sequenz 1 oder 2 ist.
PATENTANSPRÜCHE für Vertragsstaat: ES
1. Verfahren zur Detektion zumindest eines Kodierbereichallels eines Multiallel- Genlokus, umfassend das Amplifizieren genomischer DNA mit einem Primerpaar, das sich über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei das Primerpaar eine DNA- Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit dem genetischen Lokus befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine amplifizierte DNA-Sequenz herzustellen, die für dieses Alle charakteristisch ist.
2. Verfahren nach Anspruch 1, worin die amplifizierte DNA-Sequenz zumindest etwa 300 Nukleotide umfaßt, die Nicht-Kodierbereichsequenzen entsprechen.
3. Verfahren nach Anspruch 1, worin die Nicht-Kodierbereichsequenz an ein Exon angrenzt, das für das Allel kodiert.
4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, worin die amplifizierte DNA-Sequenz für zumindest ein nicht angrenzendes Allel charakteristisch ist.
5. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, worin die amplifizierte DNA-Sequenz für zumindest ein angrenzendes Allel und zumindest ein nicht angrenzendes Allel charakteristisch ist.
6. Verfahren nach Anspruch 5, worin die amplifizierte DNA-Sequenz zumindest etwa 1.000 Nukleotide umfaßt, die Nicht-Kodierbereichsequenzen entsprechen.
7. Verfahren zur Detektion von zumindest einem Allel eines Multiallel-Genlokus, umfassend:
a) das Amplifizieren genomischer DNA mit einem Primerpaar, das sich über eine Nicht- Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei das Primerpaar eine DNA-Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit dem Allel befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine für das Allel charakteristische amplifizierte DNA-Sequenz herzustellen; und
b) das Analysieren der amplifizierten DNA-Sequenz, um das Vorhandensein einer genetischen Variation in der amplifizierten Sequenz zu detektieren.
8. Verfahren nach Anspruch 7, worin die Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz eine Variation in der Länge der primer-definierten amplifizierten DNA-Sequenz ist.
9. Verfahren nach Anspruch 7, worin die Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz eine Änderung im Vorhandensein zumindest einer Restriktionsstelle in der primerdefinierten amplifizierten DNA-Sequenz ist.
10. Verfahren nach Anspruch 7, worin die Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz eine Änderung in der Position zumindest einer Restriktionsstelle in der primerdefinierten amplifizierten DNA-Sequenz ist.
11. Verfahren nach Anspruch 7, worin die Variation in der amplifizierten DNA-Sequenz eine Substitution von zumindest einem Nukleotid in der primer-definierten amplifizierten DNA-Sequenz ist.
12. Verfahren nach Anspruch 7, worin der genetische Lokus ein Haupt- Histokompatibilitätslokus ist.
13. Verfahren nach Anspruch 7, worin das Allel mit einer monogenen Erkrankung assoziiert ist.
14. Verfahren nach Anspruch 13, worin die monogene Erkrankung zystische Fibrose ist.
15. Verfahren nach Anspruch 7, worin zumindest etwa 70% der primer-definierten amplifizierten DNA-Sequenz Nicht-Kodierbereichsequenzen entsprechen.
16. Verfahren nach Anspruch 7, worin die primer-definierte amplifizierte DNA-Sequenz eine Länge von 300 bis 500 Nukleotiden aufweist.
17. Verfahren zur Herstellung von RFLP-Fragmenten, die für Allele eines HLA-Lokus eines Individuums charakteristisch sind, das folgende Schritte umfaßt:
a) das Amplifizieren genomischer HLA-DNA vom Individuum mit einem Primerpaar, das für den HLA-Lokus spezifisch ist und sich unter Bedingungen, die zur Herstellung einer amplifizierten DNA-Sequenz geeignet sind, über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstreckt; und
b) das Herstellen eines Digests durch Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz spaltet, sodaß ein Satz von Fragmenten mit charakteristischen Fragmentlän gen entsteht.
18. Verfahren nach Anspruch 17, das zusätzlich den Schritt der Herstellung von RFLP- Mustern aus dem Digest umfaßt.
19. Verfahren nach Anspruch 17, worin die Primer eine DNA-Sequenz definieren, die alle Exons enthält, die für die mit dem HLA-Lokus assoziierte Allelvariabilität kodieren.
20. Verfahren zur Herstellung von RFLP-Fragmenten für einen HLA-Lokus eines Individuums, das folgende Schritte umfaßt:
a) das Amplifizieren genomischer HLA-DNA vom Individuum mit einem Primerpaar, das für den HLA-Lokus spezifisch ist und das sich unter zur Herstellung einer amplifizierten DNA-Sequenz geeigneten Bedingungen über eine Nicht- Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei die Primer eine DNA-Sequenz definieren, die alle Exons enthält, die für die mit dem HLA-Lokus assoziierte Allelvariabilität kodieren; und
b) die Herstellung eines Digests durch Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz spaltet, sodaß ein Satz von Fragmenten mit charakteristischen Fragmentlängen ensteht.
21. Verfahren zur Herstellung von RFLP-Mustern für einen HLA-Lokus eines Individuums, das folgende Schritte umfaßt:
a) das Amplifizieren der HLA-DNA vom Individuum mit einem Primerpaar, das für den HLA-Lokus spezifisch ist und das sich unter zur Herstellung einer amplifizierten DNA- Sequenz geeigneten Bedingungen über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei sich die Primer in der intervenierenden Sequenz I und der intervenierenden Sequenz III befinden, wenn der HLA-Lokus ein Klasse I-Lokus ist, und in der intervenierenden Sequenz I und der intervenierenden Sequenz II, wenn der Lokus ein Klasse II-Lokus ist;
b) die Herstellung eines Digests durch Kombinieren der amplifizierten DNA-sequenz mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz spaltet, sodaß ein Satz von Fragmenten mit charakteristischen Fragmentlängen entsteht; und
c) die Herstellung von RFLP-Mustern aus dem Digest.
22. Verfahren nach Anspruch 21, worin die Amplifizierung umfaßt:
a) das Kombinieren eines HLA-Lokus-spezifischen Primerpaares mit HLA-DNA vom Individuum unter Hybridisierungsbedingungen für eine ausreichende Zeitspanne, damit jeder Primer im Primerpaar ein Extensionsprodukt erzeugt, das, wenn es von seinem Komplement getrennt wird, als Schablone für die Synthese des Extensionsproduktes des anderen Primers dienen kann, um ein Gemisch herzustellen;
b) die Behandlung des Gemisches unter denaturierenden Bedingungen, um die Primer von ihren Extensionsprodukten abzutrennen;
c) die Behandlung des Gemisches mit dem HLA-Lokus-spezifischen Primerpaar, sodaß ein Primerextensionsprodukt synthetisiert wird, wobei jede der in Schritt (b) hergestellten Schablonen als Schablone verwendet wird, was zur Amplifizierung der HLA-DNA führt; und
d) die Wiederholung der Schritte (b) und (c), um eine amplifizierte DNA-Sequenz herzustellen.
23. Verfahren nach Anspruch 21, worin ein zweites Primerpaar, das für den HLA-Lokus spezifisch ist, ebenfalls verwendet wird, um die HLA-DNA zu amplifizieren.
24. Verfahren nach Anspruch 21, worin die Herstellung des RFLP-Fragmentmusters umfaßt:
a) das Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz spaltet, sodaß ein Satz von Fragmenten mit charakteristischen Fragmentlängen entsteht;
b) das Trennen der Fragmente auf Basis der Fragmentlänge, um getrennte Fragmente herzustellen; und
c) das Sichtbarmachen der getrennten Fragmente, um RFLP-Fragmentmuster zu erzeugen.
25. Verfahren nach Anspruch 24, worin die Fragmente unter Einsatz von Gelelektrophorese getrennt und unter Verwendung einer Nukleotid-spezifischen Färbung sichtbar gemacht werden.
26. Verfahren, um zu ermitteln, ob DNA in einr Probe, von einem bestimmten Individuum stammt, das folgende Schritte umfaßt:
a) das Amplifizieren von DNA vom Individuum und von DNA von der Probe mit einem Primerpaar, das für einen HLA-Lokus spezifisch ist und das sich unter Bedingungen, die geeignet sind, um eine amplifizierte DNA-Sequenz vom Individuum und von der Probe herzustellen, über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstreckt, wobei sich die Primer bei einem HLA-Klasse I-Lokus in den intervenierenden Sequenzen I und III und bei einem Klasse II-Lokus in den intervenierenden Sequenzen I und II befinden;
b) das Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz vom Individuum und der amplifizierten Proben-DNA von der Probe mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz in eine Vielzahl Spaltsequenzen mit ausreichend unterschiedlichen Längen spaltet, um zwischen Allelen des HLA-Lokus zu unterscheiden, für eine Zeitspanne, die ausreicht, daß die amplifizierte DNA unter Erhalt eines Digests gespalten wird; und
c) das Vergleichen der vom Digest erzeugten polymorphen Restriktionsfragmentlängenmuster vom Individuum und von der Probe.
27. Verfahren, um zu ermitteln, ob ein Individuum der Vater eines Kindes ist, folgende Schritte umfassend:
a) das Amplifizieren von DNA vom Individuum, von DNA vom Kind und von DNA von der Mutter des Kindes mit einem Primerpaar, das für einen HLA-Lokus spezifisch sind und sich unter Bedingungen, die geeignet sind, um amplifizierte DNA-Sequenzen zu erzeugen, über eine Nicht-Kodierbereichsequenz erstrecken, wobei sich die Primer bei einem HLA-Klasse I-Lokus in den intervenierenden Sequenzen I und III und bei einem Klasse II-Lokus in den intervenierenden Sequenzen I und II befinden;
b) das Kombinieren der amplifizierten DNA-Sequenz vom Individuum und der amplifizierten Proben-DNA vom Kind mit zumindest einer Endonuklease, die die amplifizierte DNA-Sequenz in eine Vielzahl Spaltsequenen mit ausreichend unterschiedlichen Längen spaltet, um zwischen Allelen des HLA-Lokus zu unterscheiden, um einen Digest zu erzeugen; und
c) das Vergleichen von polymorphen Restriktionsfragmentlängenmustern, die vom Digest vom Individuum, von der Mutter des Kindes und vom Kind erzeugt werden.
28. Verfahren, das die Herstellung eines HLA-Lokus-spezifischen Primers umfaßt, der aus der Gruppe ausgewählt ist, die aus einem Klasse I-Lokus-spezifischen Primer, einem Klasse I-A-Lokus-spezifischen Primer, einem Klasse I-B-Lokus-spezifischen Primer und einem Klasse I-C-Lokus-spezifischen Primer besteht.
29. HLA-Lokus-spezifischer Primer nach Anspruch 28, worin der Primer eine Sequenz aufweist, die zumindest 15 aufeinanderfolgenden Nukleotiden entspricht, die aus der Gruppe ausgewählt sind, bestehend aus:
30. Verfahren, welches die Herstellung eines HLA-Klasse I-Lokus-spezifischen Primerpaares umfaßt, wobei das Primerpaar eine DNA-Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit dem HLA-Klasse I-Lokus befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine amplifizierte DNA- Sequenz herzustellen, die für ein Allel des HLA-Klasse I-Lokus charakteristisch ist.
31. Verfahren, welches die Herstellung eines HLA-Klasse II-Lokus-spezifischen Primerpaares umfaßt, wobei das Primerpaar eine DNA-Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit dem HLA-Klasse II-Lokus befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine amplifizierte DNA- Sequenz herzustellen, die für ein Allel des HLA-Klasse II-Lokus charakteristisch ist.
32. Verfahren, welches die Herstellung einer von einem HLA-Lokus-spezifischen Primerpaar definierten DNA-Sequenz umfaßt, wobei sich die DNA-Sequenz in genetischer Verbindung mit dem HLA-Lokus befindet und eine ausreichende Anzahl an Nicht-Kodierbereichsequenznukleotiden enthält, um eine amplifizierte DNA-Sequenz herzustellen, die für ein Allel des Lokus charakteristisch ist.
33. Set, das zumindest ein HLA-Lokus-spezifisches Primerpaar in einem geeigneten Behälter umfaßt, worin das HLA-Lokus-spezifische Primerpaar aus der Gruppe ausgewählt ist, die aus einem HLA-Klasse I-Lokus-spezifischen Primerpaar und einem HLA-Klasse II-Lokus-spezifischen Primerpaar besteht, wobei das Primerpaar eine DNA- Sequenz definiert, die sich in genetischer Verbindung mit Nicht- Kodierbereichsequenznukleotiden befindet, um eine amplifizierte DNA-Sequenz zu erzeugen, die für ein Allel des HLA-Klasse I-Lokus charakteristisch ist.
34. Set nach Anspruch 33, das zusätzlich zumindest eine Endonuklease umfaßt, die eine vom HLA-Lokus-spezifischen Primerpaar definierte DNA-Sequenz in eine Vielzahl Spaltsequenzen mit ausreichend unterschiedlichen Längen spaltet, um zwischen den Allelen des HLA-Lokus zu unterscheiden.
35. Verfahren nach Anspruch 1, worin der genetische Lokus zumindest 4 Allele aufweist.
36. Verfahren nach Anspruch 1, worin der genetische Lokus zumindest 8 Allele aufweist.
37. Verbessertes DNA-Analyseverfahren, in dem Kodierbereichallele eines Multiallel- Genlokus durch Identifizierung der für die Allele charakteristischen Sequenzpolymorphismen bestimmt werden, wobei die Verbesserung das Identifizieren von Sequenzpolymorphismen, die für die Allele in einer Nicht-Kodierbereichsequenz charakteristisch sind, umfaßt, wobei die Nicht-Kodierbereichsequenz eine Länge von nicht mehr als etwa 2 kb aufweist.
38. Verfahren nach Anspruch 37, worin die Nicht-Kodierbereichsequenz eine Länge von nicht mehr als etwa 1 kb aufweist.
39. Verfahren nach Anspruch 37, worin sich die für die Allele charakteristischen Sequenzpolymorphismen innerhalb von 5 kb eines variablen Exons des Genlokus befinden.
40. Verfahren nach Anspruch 37, worin sich die für die Allele charakteristischen Sequenzpolymorphismen innerhalb von 2 kb eines variablen Exon des Genlokus befinden.
41. Verfahren nach Anspruch 37, worin der für das Kodierbereich-Allel charakteristische Sequenzpolymorphismus in einer intervenierenden Sequenz, die an ein variables Exon des Lokus angrenzt, vorhanden ist.
42. Verfahren nach Anspruch 41, worin der Genlokus ein HLA-Klasse I-Lokus ist und die intervenierende Sequenz die intervenierende Sequenz 1, 2, 3 oder 4 ist.
43. Verfahren nach Anspruch 41, worin der Genlokus ein HLA-Klasse II-Lokus ist und die intervenierende Sequenz eine intervenierende Sequenz 1 oder 2 ist.
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