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WO2001075151A2 - Verfahren zum erfassen von makromolekularen biopolymeren mittels einer elektrodenanordnung - Google Patents

Verfahren zum erfassen von makromolekularen biopolymeren mittels einer elektrodenanordnung Download PDF

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WO2001075151A2
WO2001075151A2 PCT/DE2001/001244 DE0101244W WO0175151A2 WO 2001075151 A2 WO2001075151 A2 WO 2001075151A2 DE 0101244 W DE0101244 W DE 0101244W WO 0175151 A2 WO0175151 A2 WO 0175151A2
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WO
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electrode
electrodes
molecules
dna
layer
Prior art date
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PCT/DE2001/001244
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English (en)
French (fr)
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WO2001075151A3 (de
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Franz Hofmann
Richard Johannes Luyken
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Infineon Technologies AG
Original Assignee
Infineon Technologies AG
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Publication date
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Priority to JP2001573025A priority patent/JP2003529773A/ja
Priority to EP01929290A priority patent/EP1272672A2/de
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Publication of WO2001075151A3 publication Critical patent/WO2001075151A3/de
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Ceased legal-status Critical Current

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    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
    • G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
    • G01N33/50—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing
    • G01N33/53—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor
    • G01N33/543—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor with an insoluble carrier for immobilising immunochemicals
    • G01N33/54366—Apparatus specially adapted for solid-phase testing
    • G01N33/54373—Apparatus specially adapted for solid-phase testing involving physiochemical end-point determination, e.g. wave-guides, FETS, gratings
    • G01N33/5438—Electrodes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
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    • C12Q1/68—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions involving nucleic acids
    • C12Q1/6813—Hybridisation assays
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    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N27/00—Investigating or analysing materials by the use of electric, electrochemical, or magnetic means
    • G01N27/26—Investigating or analysing materials by the use of electric, electrochemical, or magnetic means by investigating electrochemical variables; by using electrolysis or electrophoresis
    • G01N27/28—Electrolytic cell components
    • G01N27/30—Electrodes, e.g. test electrodes; Half-cells
    • G01N27/327—Biochemical electrodes, e.g. electrical or mechanical details for in vitro measurements
    • G01N27/3275—Sensing specific biomolecules, e.g. nucleic acid strands, based on an electrode surface reaction
    • G01N27/3276—Sensing specific biomolecules, e.g. nucleic acid strands, based on an electrode surface reaction being a hybridisation with immobilised receptors

Definitions

  • the invention relates to a method for detecting macromolecular biopolymers by means of an electrode arrangement.
  • the sensor 200 has two electrodes 201, 202 made of gold, which are embedded in an insulator layer 2C3 made of insulator material. Electrode connections 204, 205 are connected to the electrodes 201, 202, to which the electrical potential applied to the electrode 201, 202 can be supplied.
  • the electrodes 201, 202 are arranged as planar electrodes.
  • DNA probe molecules 206 are immobilized on each electrode 201, 202 (cf. FIG. 2a). The immobilization takes place according to the so-called gold-sulfur coupling.
  • the analyte to be examined for example an electrolyte 207, is applied to the electrodes 201, 202.
  • the electrolyte 207 contains DNA strands 208 with a sequence that is complementary to the sequence of the DNA probe molecules, these DNA strands 208 hybridize with the DNA probe molecules 206 (cf. FIG. 2b).
  • Hybridization of a DNA probe molecule 206 and a DNA strand 208 only takes place if the sequences of the respective DNA probe molecule 206 and the corresponding DNA strand 208 are complementary to one another. If this is not the case, no hybridization takes place. Thus, a DNA probe molecule of a given sequence is only able to bind, ie hybridize, a specific one, namely the DNA strand with a complementary sequence. Hybridization takes place, so changed, as shown in Figure 2b can be seen, the value of the impedance between the elec trodes ⁇ 201 and 202. This change in impedance is determined by applying an alternating voltage with an amplitude of about 5 0 mV to the electrode terminal 204, 205 and the resulting current by means of a connected measuring device (not shown).
  • the capacitive component of the impedance between the electrodes 201, 202 is reduced. This is due to the fact that both the DNA probe molecules 206 and the DNA strand 208, which may hybridize with the DNA probe molecules 206, do not are conductive and thus clearly shield the respective electrodes 201, 202 to a certain extent electrically.
  • Interdigital electrode 300 results.
  • the dimension of the electrodes and the distances between the electrodes are of the order of the length of the molecules to be detected, i.e. of DNA strand 208 or below, for example in the range of 200 n and below.
  • a further procedure for examining the electrolyte with regard to the existence of a DNA strand with a predetermined sequence is known from [2].
  • the DNA strands are marked with the desired sequence and their existence is determined on the basis of the reflective properties of the marked molecules.
  • light in the visible wavelength range is radiated onto the electrolyte and the light reflected by the electrolyte, in particular by the DNA strand to be detected, is recorded.
  • the reflection behavior that is to say in particular on the basis of the detected, reflected light streaks, it is determined whether the transmit DNA strand with the corresponding predetermined sequence m is contained in the electrolyte or not.
  • affinity chromatography [3] to use immobilized small molecules, in particular ligands of high specificity and affinity, in order to generate peptides and proteins, e.g. Enzymes to bind specifically in the analyte.
  • the electrical parameter which is evaluated according to the method known from [1], is the capacitance between the electrodes or the impedance of the two electrodes.
  • the invention is based on the problem of specifying a method for detecting macromolecular biopolymers with which a more robust measurement signal is achieved, i.e. a greater change in the impedance signal between the state in which no holding molecules or only holding molecules are attached to the electrodes and that at least in part there has been a bond with the macromolecular biopolymers to be detected.
  • an electrode arrangement which has a first electrode and a second electrode.
  • the first electrode can be provided with first molecules physically (i.e. by adsorption) or chemically (i.e. via covalent bonds) which can bind macromolecular biopolymers of a first type.
  • the second electrode can be physically or chemically provided with second molecules that can bind macromolecular biopolymers of a second type.
  • Macromolecular biopolymers are to be understood as meaning, for example, proteins or peptides or else DNA strands of a sequence which is sometimes predetermined.
  • the first molecules and the second molecules are ligands, for example active substances with a possible binding activity, which bind the proteins or peptides to be detected to the respective electrode on which the corresponding ligands are arranged , Enzymes or enzyme antagomes, pharmaceuticals, sugars or antibodies or any molecule which has the ability to specifically bind proteins or peptides can be considered as ligands.
  • a probe molecule is understood to mean both a ligand and a DNA probe molecule.
  • the electrode arrangement can be a plate electrode arrangement or an interdigital electrode arrangement as known from [1].
  • the electrodes can be configured as cylindrical elements, which are each arranged concentrically around one another and are electrically insulated from one another, for example by means of a suitable dielectric, so that an electric field is created between the electrodes.
  • DNA strands of a given sequence are to be used as macromolecular biopolymers and are to be detected by means of the electrode arrangement, then DNA strands of a given first sequence with DNA probe molecules with the sequence complementary to the first sequence can be used as first molecules by means of the electrode arrangement of the first electrode are hybridized.
  • DNA probe molecules are used as second molecules which have a sequence that is complementary to the second sequence of the DNA strand.
  • a first electrical measurement is carried out on the electrodes, with the first electrical measurement of the first molecules and / o ⁇ er the second molecule ü le not already on the electrodes may be disposed or the like.
  • a medium for example an electrolyte, is brought into contact with the electrodes. This is done in such a way that if there are macromolecular biopolymers of the first type in the medium, they can bind to the first molecules. In the event that macromolecular biopolymers of the second type are present in the medium, they can bind to the second molecules.
  • the macromolecular biopolymers of the first type only bind to the first molecules on the first electrode and that the macromolecular biopolymers of the second type only bind to the second molecules on the second electrode
  • the probe molecules are DNA strands
  • this is done, for example, enzymatically using an enzyme that selectively degrades single-stranded DNA.
  • the selectivity of the degrading enzyme for single-stranded DNA must be taken into account. If the enzyme selected for the degradation of non-hybridized DNA single strands does not have this selectivity, then the hybridized double-stranded DNA to be detected may also be undesirably thawed out.
  • DNA nucleases for example a nuclease from Mun ⁇ beans, the nuclease P1 or the nuclease S1 can be used.
  • the before Using DNA polymerases due to their 5 '->3' or their 3 - reduce '>5' Exonuklease stimulitat are able to em ⁇ zelstrangige DNA can also be used to ⁇ .
  • the ligands are covalently connected to the electrode via an enzymatically cleavable compound, for example via an ester compound.
  • a carboxyl ester hydrolase can be used to remove unbound ligand molecules.
  • This enzyme hydrolyzes the ester compound between the electrode and the respective ligand molecule that was not bound by a peptide or protein.
  • the ester connections between the electrode and those molecules that have a binding interaction with peptides or proteins remain intact due to the reduced steric accessibility that occurs due to the molecular mass of the bound peptide or protein.
  • the determined values from the first electrical measurement and the second electrical measurement are compared with one another, and if the capacitance values differ in such a way that the difference between the determined values is greater than a predetermined threshold value, it is assumed that macromolecular biopolymers with probe molecules or generally bound to the first or second molecules. b en, which caused the change in the electrical signal at the electrodes.
  • the result is output that the corresponding macromolecular biopolymers that specifically bind the first molecules or second molecules have been bound and thus that the corresponding acomolecular biopolymers were contained in the medium.
  • the first electrical measurement and the second electrical measurement can be realized by measuring the capacitance between the electrodes.
  • the electrical resistance of the individual electrodes can also be determined.
  • an impedance measurement can be carried out as the first electrical measurement and as the second electrical measurement, in the course of which both the capacitance between the electrodes and the electrical resistances are measured.
  • the invention can clearly be seen in that by removing unbound first molecules or second molecules from the respective electrode, the difference between the determined values of the electrical signals between the first electrical measurement and the second electrical measurement when binding macromolecular biopolymers thereby further It is enlarged that the unbound molecules that falsify the measurement result no longer have a disruptive influence on the measurement result.
  • Em A usbowungsbeispiel of the invention is the figures represent ⁇ made and will be explained in further closer.
  • FIGS. 2a and 2b show a sketch of two planar electrodes, by means of which the existence of DNA strands to be detected in an electrolyte (FIG. 2a) or their non-existence (FIG. 2b) can be verified;
  • FIG. 4 shows a sketch of an electrode arrangement which is used in the context of a second exemplary embodiment.
  • Figure 5 shows a biosensor according to an exemplary embodiment of the invention
  • FIG. 6 shows a cross section of a biosensor with two electrodes, which are arranged as an interdigital electrode arrangement
  • FIGS. 7a to 7d cross-sectional views of an interdigital electrode four process states in a production process of a biosensor according to an exemplary embodiment of the invention
  • FIGS. 8a to 8c show cross-sectional views of a biosensor during individual steps of the manufacturing process of an electrode of the biosensor according to a further exemplary embodiment of the invention
  • FIGS. 9a to 9c show cross-sectional views of a biosensor during individual method steps of the manufacturing method of an electrode of the biosensor according to a further exemplary embodiment of the invention
  • FIGS. 10a to 10c each show a cross section of a biosensor at different times during the manufacturing process according to a further exemplary embodiment of the invention.
  • FIG. 11 shows a plan view of a biosensor array according to an exemplary embodiment of the invention with cylindrical electrodes
  • FIG. 12 shows a plan view of a biosensor array according to an exemplary embodiment of the invention with cuboid electrodes
  • FIG. 13 shows a cross-sectional view of a biosensor according to a further exemplary embodiment of the invention.
  • FIG. 14 shows a cross-sectional view of a biosensor according to a further exemplary embodiment of the invention.
  • FIGS. 15a to 15g cross-sectional views of a biosensor during individual process steps of a manufacturing process according to a further exemplary embodiment of the invention.
  • Fig.la shows an electrode arrangement 100 with a first electrode 101 and a second electrode 102, which are arranged in an insulator layer 103 made of insulator material.
  • the first electrode 101 is provided with a first electrical connection 104 and the second electrode 102 is provided with a second electrical connection 105.
  • the first electrode 101 and the second electrode 102 are made of gold.
  • the electrodes 101 and 102 can also be made of silicon oxide. These can be coated with a material that is suitable for immobilizing the probe molecules on them.
  • alkoxysilane derivatives can be used, such as
  • a chemically reactive group such as an epoxy, acetoxy, amine or hydroxyl radical for the reaction.
  • a probe molecule to be immobilized reacts with such an activated group, then it is immobilized on the surface of the coating on the electrode via the selected material as a kind of covalent linker.
  • DNA probe molecules 106, 107 are applied to the immobilized areas of the electrodes 101, 102.
  • First DNA probe molecules are on the first electrode 101
  • Second DNA probe molecules are on the second electrode 102
  • the Py ⁇ midmbasen Aden (A), Guanm (G), Thy m (T), o r C ytosm (C) can in each case to the sequences of Sonaen- olekule complementary sequences of DNA strands of m ö- loan manner ie base pairing via hydrogen bonds between A and T or between C and G hybridize.
  • Fig.la also shows an electrolyte 108, which is brought into contact with the electrodes 101, 102 and the DNA probes olekulen 106, 107 m.
  • FIG. 1b shows the electrode arrangement 100 in the case that the electrolyte 108 contains DNA strands 109 with the predetermined first sequence, which is complementary to the sequence of the first DNA probe molecules 106.
  • the DNA strands 109 complementary to the first DNA probe molecules hybridize with the first DNA probe molecules 106, which are applied to the first electrode 101.
  • the result after hybridization has taken place is that 101 hybridized molecules are applied to the first electrode, i.e. double-stranded DNA molecules. Only the second DNA “probe molecules 107 are present as further stranded molecules on the first electrode.
  • a biochemical method for example by means of DNA nucleases to the electrolyte 108, hydrolysis of the single strand DNA probe molecule 107 of the second electrode 102 is effected.
  • the selectivity is to consider the degrading enzyme for em ⁇ zelstrangige DNA. Does the non-hybridized for the Ab ⁇ build DNA E zelstrange not selected enzyme d hese selectivity so also to be detected, hybridized DNA ooppelstrangige may undesirably degraded with what would lead to a distortion of the measurement result.
  • nuclease from mung beans can be added: nuclease from mung beans,
  • DNA polymerases which are able to degrade single stranded DNA due to their 5'- 3 'exonuclease activity or their 3' -> 5 'exonuclease activity can also be used for this purpose.
  • this first exemplary embodiment is carried out according to a Kapazitatsunk Zvi ⁇ rule the electrodes 101, 102 to the state shown m Fig.la m, that is in non-hyb ⁇ dinstrumentem state.
  • a reference capacitance value is determined and stored in a memory (not shown).
  • a second capacitance measurement takes place after the e-stranded DNA probe molecules 107 have been removed from the respective electrode.
  • the second capacitance measurement is used to determine a capacitance value, which is compared with the reference capacitance value.
  • a corresponding output signal is output by the measuring device to the user of the measuring device.
  • FIG. 1 shows a sensor arrangement 400 in which an impedance measurement is carried out in place of the capacitance measurement in a second exemplary embodiment.
  • the sensor arrangement 400 shown in FIG. 4 is shown in the state that a hybridization of the DNA strands complementary to the first DNA probe molecules 106 with the first DNA probe molecules 106 has already taken place and after the second DNA probe molecules 107, which are not are hybridized, have been removed from the second electrode 102.
  • a reference electrode 401, 402 is provided for each electrode 101, 102, which are set up in such a way that the DNA probe molecules 106, 107 do not adhere to these reference electrodes 401, 402.
  • undesired adhesion of the DNA probe molecules to the reference electrode can be prevented by not applying the coating material suitable for immobilizing the DNA probe molecules (see above) to the reference electrode in advance. This means that there are no chemically reactive groups on the reference electrode that would otherwise form a covalent bond with the DNA probe molecules and thus immobilize them there.
  • each reference electrode 401, 402 is coupled to an electrical reference connection 403, 404.
  • a first impedance measurement is carried out in the unoccupied state, i.e. for example in a state without probe molecules 106, 107 on the electrodes 101, 102 or with non-hybridized DNA probe molecules 106, 107.
  • a second impedance measurement is carried out in a known manner and on the basis of The possibly changed impedance values are used to determine whether or not hybridization of probe molecules 106, 107 and DNA strands 109 with a complementary sequence has taken place.
  • the invention is not restricted to an electrode arrangement with only two electrodes, in particular not to the plate electrode arrangement explained according to the exemplary embodiment.
  • V iellitz the invention can ⁇ voltage also be used in an electrode drive Nord, wherein the first electrode and the second electrode are arranged relative to each other such that between the first holding portion and the second holding portion substantially ungekrummte field lines of a first between the electrode and the second electrode generated electrical field can form.
  • FIG. 5 shows a biosensor chip 500 with a further electrode configuration.
  • the biosensor chip 500 has a first electrode 501 and a second electrode 502, which are arranged on an insulator layer 503 in such a way that the first electrode 501 and the second electrode 502 are electrically insulated from one another.
  • the first electrode 501 is coupled to a first electrical connection 504, and the second electrode 502 is coupled to a second electrical connection 505.
  • the electrodes 501, 502 have a cuboid structure, with a first electrode surface 506 of the first
  • Electrode 501 and a first electrode surface 507 of the second electrode 502 are aligned essentially parallel to one another.
  • the electrodes 501, 502 have vertical side walls 506, 507, essentially with respect to the surface 508 of the insulator layer 503, which form the first electrode surface 506 of the first electrode 501 or the first electrode surface 507 of the second electrode 502 , If an electric field is applied between the first electrode 501 and the second electrode 502, a field line course with field lines 509 which are essentially non-curved between the surfaces 506, 507 is generated by the electrode surfaces 506, 507 which are oriented essentially parallel to one another.
  • Curved field lines 510 result only between a second electrode surface 511 of the first electrode 501 and a second electrode surface 512 of the second electrode 502, which each form the upper surfaces for the electrodes 501, 502, and in an edge region 513 between the electrodes 501, 502.
  • the first electrode surfaces 506, 507 of the electrodes 501, 502 are holding regions for holding probe molecules that can bind macromolecular biopolymers, which are to be detected by means of the biosensor 500.
  • the electrodes 501, 502 are made of gold in accordance with this exemplary embodiment.
  • Covalent connections are made between the electrodes and the probe molecules, the sulfur being present in the form of a sulfide or a thiol to form a gold-sulfur coupling.
  • DNA probe molecules are used as probe molecules, such sulfur functionalities are part of a modified nucleotide, which by means of phosphoramidite chemistry during an automated DNA synthesis process at the 3 'end or at the 5' end of the DNA to be immobilized - Strangs is installed.
  • the DNA probe molecule is thus immobilized at its 3 'end or at its 5' end.
  • the sulfur functionalities are marked by an end of a Alkyll kers or Alkylenlmkers formed, whose walls ⁇ res end of a ge for the covalent linkage of the ligand ⁇ suitable chemical functionality includes, for example, egg ⁇ NEN hydroxyl radical, an acetoxy radical or a Succmi idyle- sterrest.
  • the electrodes i.e. In particular, the holding areas are covered with an electrolyte 514, generally with a solution to be examined, during the measuring insert.
  • the macromolecular biopolymers to be detected are located in the solution 514 to be examined, for example DNA strands to be detected with a predetermined sequence, which can hybridize with the immobilized DNA probe molecules on the electrodes, the DNA strands hybridize with the DNA probe molecules.
  • FIG. 6 shows a biosensor 600 with a further electrode configuration according to a further exemplary embodiment of the invention.
  • the biosensor 600 has two electrodes 501, 502 which are applied to the insulator layer 503.
  • the two electrodes according to the biosensor 600 shown in FIG. 6 are designed as a plurality of alternately arranged, parallel-connected electrodes. troden shape of the known interdigital electrode arrangement.
  • FIG. 6 shows a schematic electrical equivalent circuit diagram, which is shown in the representation of the biosensor 600.
  • the proportion of those generated by the uncurved field lines predominates first capacitance 602 and the first conductance 603 compared to the second capacitance 604 and the second conductance 605, which are generated by the curved field lines 510.
  • the 605 results in the sensitivity of the biosensor 600 changing when the state of the biosensor 600, i.e. in the case of hybridization of DNA strands in the solution 514 to be examined with DNA probe molecules 601 immobilized on the holding areas on the electrode surfaces 506, 507.
  • FIG. 7 a shows a silicon substrate 700 as is produced for known CMOS processes.
  • an insulator layer 701 which also serves as a passivation layer, is of sufficient thickness, in accordance with the exemplary embodiment in a thickness of 500 nm. applied by means of a CVD process.
  • the insulator layer 701 can be made from silicon oxide Si0 2 or silicon nitride Si 3 N 4 .
  • the interdigital arrangement of the biosensor 600 according to the exemplary embodiment shown above is defined by means of photolithography on the insulator layer 701.
  • steps 702 are produced in the insulator layer 701, ie etched, in accordance with the exemplary embodiment at a minimum height 703 of approximately 100 nm.
  • the height 703 of the steps 702 must be sufficiently large for a subsequent self-adjusting process for forming the metal electrode.
  • a vapor deposition process or a sputtering process can alternatively be used to apply the insulator layer 701.
  • flanks of the steps 702 are sufficiently steep that they form sufficiently sharp edges 705.
  • an angle 706 of the step flanks measured to the surface of the insulator layer 701 should be at least 50D.
  • the auxiliary layer 704 can comprise tungsten and / or nickel-chromium and / or molybdenum.
  • a metal layer 707 made of gold grows porously at the edges 705 of the steps 702 in such a way that it is possible in a further method step to have a column 708 at the step transitions to be etched into the gold layer 707 applied over the entire surface.
  • the gold layer 707 for the biosensor 600 is applied.
  • the gold layer 707 has a thickness of approximately 500 nm to approximately 2000 n.
  • the thickness of the gold layer 707 it can only be ensured that the thickness of the gold layer 707 is sufficient. is accordingly, so that the gold layer 707 porous columnar wake up ⁇ .
  • openings 708 are etched on the gold layer 707, so that gaps form (cf.
  • the columnar growth of the gold, generally of the metal, during the vapor deposition onto the adhesive layer 704 results in an anisotropic etching attack, so that the surface removal of the gold takes place approximately in a ratio of 1: 3.
  • the columns 708 are formed depending on the duration of the etching process.
  • the duration of the etching process is the base width, i.e. determines the distance 709 between the gold electrodes 710, 711 that are formed.
  • wet-etching is ended (cf. FIG. 7d).
  • the etching takes place much faster in the direction parallel to the surface of the insulator layer 701 than in the direction perpendicular to the surface of the insulator layer 701.
  • noble metals such as platinum, titanium or silver can also be used, since these materials can also have holding areas or with a suitable material can ondenmolekulen for holding immobilized DNA Sondenmolekulen or in general for holding S to be coated, and having e columnar growth during evaporation.
  • the structure according to this exemplary embodiment has the particular advantage that the self-adjusting opening of the gold layer 707 over the edges 705 means that the distance between the electrodes 710, 711 is not tied to a minimal resolution of the manufacturing process, i.e. the distance 709 between the electrodes 710, 711 can be kept very narrow.
  • a substrate 801 is assumed, for example a silicon substrate wafer (cf. FIG. 8a), on which a metallization 802 is already provided as an electrical connection is, an etch stop layer 803 made of silicon nitride Si 3 N 4 being already applied to the substrate 801.
  • a metal layer 804 as is the off ⁇ operation example, a gold layer 804 applied by means of vapor deposition ei ⁇ nes.
  • a lternatively a sputtering method or a CVD method for depositing the gold layer can be used on the etching stop layer 804 803rd
  • metal layer 804 comprises the metal from which the electrode to be formed is to be formed.
  • An electrically insulating auxiliary layer 805 made of silicon oxide SiO 2 is applied to the gold layer 804 by means of a CVD method (alternatively by means of a vapor deposition method or a sputtering method).
  • a lacquer structure is formed from a lacquer layer 806, for example a cuboid structure, which lacquer structure corresponds to the shape of the electrode to be formed.
  • a lacquer structure is produced by means of photolithography, the structure of which corresponds to the electrodes to be formed, which form the biosensor array.
  • the thickness of the paint structure i.e. the thickness of the lacquer layer 806 essentially corresponds to the height of the electrodes to be produced.
  • lacquer layer 806 After application of the lacquer layer 806 and the corresponding exposure, which specifies the corresponding lacquer structures, we remove the lacquer layer in the non-"developed", ie unexposed areas, for example by ashing or wet chemical.
  • the auxiliary layer 805 is removed in the process is not protected by the photoresist layer 806 fields by means of a wet etching.
  • a further metal layer 807 is used as an electrode layer in such a way that the side surfaces 808, 809 of the remaining auxiliary layer 805 are covered with the electrode material, according to the exemplary embodiment with gold (cf. Fig. 8b).
  • the application can be carried out by means of a CVD process or a sputtering process or using an ion metal plasma process.
  • a spacer etching is carried out, in which the desired structure of the electrode 810 is formed by targeted overetching of the metal layers 804, 807.
  • the electrode 810 thus has the spacers 811, 812 which are not etched away in the etching step of the etching of the metal layers 804, 807, and the part of the first metal layer 804 which is arranged directly below the remaining auxiliary layer 805 and which has not been etched away by means of the etching process.
  • the electrode 810 is connected to the electrical connection, i.e. the metallization 802 electrically coupled.
  • the auxiliary layer 805 made of silicon oxide can be removed by further etching, for example in plasma or wet-chemical, by means of a method in which selectivity for the etching stop layer 803 is given. This is ensured, for example, if the auxiliary layer 805 consists of silicon oxide and the etch stop layer 803 has silicon nitride.
  • the slope of the walls of the electrode in the biosensor chip 500, 600, represented by the angle 813 between the spacers 811, 812 and the surface 814 of the etch stop layer 803, is thus determined by the slope edges of the remaining auxiliary layer 805, i.e. in particular the steepness of the lacquer flanks 815, 816 of the structured lacquer layer 806 is determined.
  • FIGS. 9a to 9c show a further possibility for producing an electrode with essentially vertical walls.
  • a substrate 901 is assumed, on which a metallization 902 is already provided for the electrical connection of the electrode of the biosensor to be formed.
  • a metal layer 903 is evaporated as an electrode layer, the metal layer 903 having the material to be used for the electrode, according to this exemplary embodiment gold.
  • the metal layer 903 can also be applied to the substrate 901 by means of a sputtering process or by means of a CVD process.
  • a photoresist layer is deposited 904 by means of photolithographic technology is structured such that a resist pattern is formed which imensions the lateral A after developing and removing the exposed areas of the electrode to be or in general of the biosensor array is equal.
  • the thickness of the photoresist layer 904 essentially corresponds to the height of the electrodes to be produced.
  • the material is removed according to this exemplary embodiment by means of physical sputter removal.
  • the electrode material is sputtered from the metal layer 903 m in a redeposition process onto the essentially vertical side walls 905, 906 of the structured lacquer elements which have not been removed after the developed lacquer structure has been incinerated, where it is no longer exposed to any further sputter attack.
  • Redeposition of electrode material on the lacquer structure protects the lacquer structure from further erosion.
  • side layers 907, 908 are formed from the electrodes aterially on the rare walls 905, 906 of the lacquer structure, according to the exemplary embodiment made of gold.
  • the side layers 907, 908 are electrically coupled to a non-removed part 909 of the metal layer 903, which is located directly below the remaining lacquer structure 906, and also to the metallization 903 (cf. FIG. 9b).
  • the lacquer structure 906, ie the photoresist which is located in the volume formed by the side layers 907, 908 and the remaining metal layer 909, is removed by ashing or nasically.
  • the electrode structure 910 shown in FIG. 9c which is formed with the rare walls 907, 908 and the non-removed Te-1 909, which forms the bottom of the electrode structure and is electrically coupled to the metallization 903.
  • the slope of the side walls 907, 908 of the electrode formed is determined in this method by the slope of the lacquer flanks 905, 906.
  • 10a to 10c show a further exemplary embodiment of the invention with cylindrical electrodes protruding perpendicularly on the substrate.
  • a metal layer 1002 is applied as an electrode layer from the desired electrode material, according to the exemplary embodiment made of gold, by means of a vapor deposition process.
  • a photoresist layer is applied to the metal layer 1002 and the photoresist layer is exposed by means of a mask in such a way that, after removal of the unexposed areas, the cylindrical structure 1003 shown on the metal layer 1002 results.
  • the cylinder-shaped structure 1003 has a photoresist torus 1004 and an e-cylinder-shaped photoresist R 1005 on, which is arranged concentrically around the photoresist torus 1004 ⁇ net.
  • the photoresist between the photoresist torus 1004 and the photoresist ring 1005 is removed, for example by means of welding or wet-chemical means.
  • a metal layer 1006 is applied around the photoresist torus 1004 by means of a redeposition process.
  • an inner metal layer 1007 forms around the photoresist ring 1005 (cf. FIG. 10b).
  • the structured photoresist material is removed by ashing or wet-chemical, so that two cylindrical electrodes 1008, 1009 are formed.
  • the substrate 1001 is removed so far, for example by means of a plasma etching process that is selective for the electrode material, that the metallizations in the substrate are exposed and electrically couple with the cylindrical electrodes.
  • the inner cylindrical electrode 1008 is thus electrically coupled to a first electrical connection 1010 and the outer cylindrical electrode 1009 is electrically coupled to a second electrical connection 1011.
  • the remaining metal layer 1002 which has not yet been removed by the sputtering between the cylindrical electrodes 1008, 1009, is removed in a last step by means of a sputter etching process.
  • the metal layer 1002 is also removed in this way.
  • the metallizations for the electrical connections 1010, 1011 are already provided in the substrate 1001 at the beginning of the method according to this exemplary embodiment.
  • FIG. 11 shows a top view of a biosensor array 1100, in which cylindrical electrodes 1101, 1102 are contained.
  • Each first electrode 1101 has a positive electrical potential.
  • Every second electrode 1102 of the biosensor array 1100 has an electrical potential which is negative with respect to the respective adjacent first electrode 1101.
  • the electrodes 1101, 1102 are arranged in rows 1103 and columns 1104.
  • first electrodes 1101 and the second electrodes 1102 are arranged alternately, i.e. in each case directly next to a first electrode 1101, a second electrode 1102 is arranged in a row 1103 or a column 1104, and next to a second electrode 1102, a first electrode 1101 is arranged in each case in a row 1103 or a column 1104.
  • FIG. 12 shows a further exemplary embodiment of a biosensor array 1200 with a multiplicity of cuboid electrodes 1201, 1202.
  • the arrangement of the cuboid electrodes 1201, 1202 corresponds to the arrangement of the cylindrical electrodes
  • FIG. 13 shows an electrode arrangement of a biosensor chip 1300 according to a further exemplary embodiment of the invention.
  • the first electrode 501 is applied to the insulator layer 503 and is electrically coupled to the first electrical connection 504.
  • the second electrode 502 is also applied to the insulator layer 503 and is electrically coupled to the second electrical connection 505.
  • the second electrode 502 has a different shape compared to the previously described second electrode.
  • the first electrode is a
  • the planar electrode and the second electrode are T-shaped.
  • Each T-shaped second electrode has a first leg 1301, which is arranged substantially perpendicular to the surface 1307 of the insulator layer 703.
  • the second electrode 502 has second legs 1302 arranged perpendicular to the first leg 1301 and at least partially arranged above the surface 1303 of the respective first electrode 501.
  • a plurality of first electrodes 501 and a plurality of second electrodes 502 are connected in parallel, so that due to the T-shaped structure of the second electrode 502, a cavity 1304 is formed, which is formed by two second electrodes 502 arranged next to one another. a first electrode 501 and the insulator layer 503.
  • the individual first and second electrodes 501, 502 are electrically insulated from one another by means of the insulator layer 503.
  • an opening 1305 is provided for each cavity 1304, which opening is sufficiently large so that when an electrolyte 1306 is applied to the biosensor 1300, the electrolyte and possibly in the solution 1306 to be examined, for example an electrolyte DNA strand contained can pass through the opening 1305 m to the cavity 1304.
  • DNA probe molecules 1309 are immobilized on holding areas on the first and second electrodes and can hybridize with the corresponding DNA strands of a predetermined sequence to be detected.
  • FIG. 14 shows a biosensor 1400 according to a further exemplary embodiment of the invention.
  • the biosensor 1400 essentially corresponds to the biosensor 1300 explained above and shown in FIG. 13 with the difference that no holding areas with immobilized DNA probe molecules 1309 are provided on the side walls of the first leg 1301 of the second electrode 502, but instead that the surface 1401 of the first legs 1301 of the second electrode 502 are covered with insulator material of the insulator layer 503 or a further insulating layer.
  • holding areas on the first and on the second electrodes 501, 502 are accordingly only on directly opposite surfaces of the electrodes, i.e. on the surface 1402 of the second leg of the second electrode 502, and on the surface 1403 of the first electrode 501.
  • 15a to 15g show individual method steps for producing the first electrode 501 and the second electrode 502 m of the biosensors 1300, 1400.
  • a structure m is etched into the insulator layer 503 using a mask layer, for example made of photoresist, the shape of which corresponds to the first electrode 501 to be formed.
  • a splint made of the desired electrode material is applied over the entire surface of the insulator layer 503 in such a way that the previously etched structure 1501 (cf. FIG. 15a) is at least completely filled, the structure 1501 can also be overcrowded (see Fig.15b).
  • the electrode material 1502, preferably gold, located outside the prefabricated structure 1501 is removed by means of a chemical-mechanical polishing method (cf. FIG. 15c).
  • the first electrode 501 is thus embedded in the insulator layer 503.
  • a cover layer 1503, for example made of silicon nitride d can be applied to the first electrode 501 by means of a suitable coating method such as, for example, a CVD method, a sputtering method or a vapor deposition method (cf. FIG. 15d).
  • a suitable coating method such as, for example, a CVD method, a sputtering method or a vapor deposition method (cf. FIG. 15d).
  • F ⁇ g.l5e shows several first electrodes 1501 made of gold, which are embedded next to each other in the insulator layer 503 and the covering layer 1503 located thereon.
  • a second electrode layer 1504 is applied to the cover layer 1503.
  • a mask layer 1506 made of, for example, silicon oxide, silicon nitride or photoresist
  • the desired openings 1505 between the second eggs. trodes are taken into consideration, the layer of the second electrode ⁇ 1504 is to be formed, the desired cavities 1304 in accordance with the biosensors shown in Fig.12 or Fig.13 1300, 1400 in the second electrode layer 1504 ü he b of the first electrode layer 1502 with a formed tzvon isotropic ⁇ (dry etching, for example in a downstream plasma or wet etching) (. cf. Fig.15g).
  • the cover layer 1503 is not absolutely necessary, but is advantageous in order to protect the first electrodes 501 from etching when the cavity 1304 is formed.
  • the T-shaped structure of the second electrode 502 can be formed by, after forming the first electrode 501 according to the method described above, a further insulator layer by means of a CVD method or another suitable coating method on the first insulator layer or if cover layer 1503 exists, cover layer 1503 is formed. Corresponding trenches are then formed in the cover layer 1503, which trenches serve to receive the first leg 1301 of the T-shaped structure of the second electrode 502.
  • trenches are filled with the electrode material gold and, according to the Damascene method, the electrode material which has formed in the trench and above the second insulator layer is removed by means of chemical mechanical polishing, to a predetermined height which corresponds to the height of the second leg 1302 corresponds to the T-shaped second electrode 502.
  • the opening 1305 is formed between the second electrodes 502 by means of photolithography and then the insulator material is at least partially removed from the volume which is to be formed as a cavity 1304 using a dry etching method in a downstream plasma.
  • the above-described embodiments are not limited to an electrode whose holding area is realized using gold.
  • electrodes can be coated with materials in the holding areas, for example with silicon monoxide or silicon dioxide, which can form a covalent bond with the amine, acetoxy, isocyanate, alkysilane residues shown above for immobilizing probe molecules, in this variant in particular for immobilizing ligands.

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Abstract

Die Elektroden sind mit Molekülen versehen, die makromolekulare Biopolymere binden können. Es wird eine erste elektrische Messung an den Elektroden durchgeführt. Ein Medium wird mit den Elektroden in Kontakt gebracht, derart, dass für den Fall, dass sich in dem Medium makromolekulare Biopolymere befinden, sich diese an auf den Elektroden aufgebrachte erste Moleküle oder zweite Moleküle spezifisch binden können. Nicht gebundene erste oder zweite Moleküle werden von der jeweiligen Elektrode entfernt und es wird eine zweite elektrische Messung durchgeführt. Abhängig von den Messungen werden die makromolekularen Biopolymere erfasst.

Description

Beschreibung
Verfahren zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren mittels einer Elektrodenanordnung
Die Erfindung betrifft ein Verfahren zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren mittels einer Elektrodenanordnung.
Ein solches Verfahren ist aus [1] bekannt.
Fig.2a und Fig.2b zeigen einen solchen Sensor, wie er in [1] beschrieben ist. Der Sensor 200 weist zwei Elektroden 201, 202 aus Gold auf, die in einer Isolatorschicht 2C3 aus Isolatormaterial eingebettet sind. An die Elektroden 201, 202 sind Elektroden-Anschlüsse 204, 205 angeschlossen, an denen das an der Elektrode 201, 202 anliegende elektrische Potential zugeführt werden kann. Die Elektroden 201, 202 sind als Planare- lektroden angeordnet. Auf jeder Elektrode 201, 202 sind DNA- Sondenmoleküle 206 immobilisiert (vgl. Fig.2a) . Die Immobili- sierung erfolgt gemäß der sogenannten Gold-Schwefel-Kopplung. Auf den Elektroden 201, 202 ist der zu untersuchende Analyt, beispielsweise ein Elektrolyt 207, aufgebracht.
Sind in dem Elektrolyt 207 DNA-Stränge 208 mit einer Sequenz enthalten, die zu der Sequenz der DNA-Sondenmoleküle komplementär ist, so hybridisieren diese DNA-Stränge 208 mit den DNA-Sondenmolekülen 206 (vgl. Fig.2b) .
Eine Hybridisierung eines DNA-Sondenmoleküls 206 und eines DNA-Strangs 208 findet nur dann statt, wenn die Sequenzen des jeweiligen DNA-Sondenmoleküls 206 und des entsprechenden DNA- Strangs 208 zueinander komplementär sind. Ist dies nicht der Fall, so findet keine Hybridisierung statt. Somit ist ein DNA-Sondenmolekül einer vorgegebenen Sequenz jeweils nur in der Lage einen bestimmten, nämlich den DNA-Strang mit jeweils komplementärer Sequenz zu binden, d.h. zu hybridisieren. Findet eine Hybridisierung statt, so verändert sich, wie aus Fig.2b ersichtlich, der Wert der Impedanz zwischen den Elek¬ troden 201 und 202. Diese veränderte Impedanz wird durch Anlegen einer Wechselspannung mit einer Amplitude von ungefähr 50 mV an die Elektroden-Anschlüsse 204, 205 und dem dadurch resultierenden Strom mittels eines angeschlossenen Messgerats (nicht dargestellt) bestimmt.
Im Falle einer Hybridisierung verringert sich der kapazitive Anteil der Impedanz zwischen den Elektroden 201, 202. Dies ist darauf zurückzuführen, dass sowohl die DNA-Sondenmolekule 206 als auch die DNA-Strange 208, die eventuell mit den DNA- Sondenmolekulen 206 hyoπdisieren, nicht-leitend sind und somit anschaulich die jeweilige Elektrode 201, 202 in gewissem Maße elektrisch abschirmen.
Zur Verbesserung der Messgenauigkeit ist es aus [4] bekannt, eine Vielzahl von Elektrodenpaaren 201, 202 zu verwenden und diese parallel zu schalten, wobei diese anschaulich miteman- der verzahnt angeordnet sind, so dass sich eine sogenannte
Interdigitalelektrode 300 ergibt. Die Abmessung der Elektroden und der Abstände zwischen den Elektroden liegen m der Größenordnung der Lange der zu detektierenden Moleküle, d.h. der DNA-Strange 208 oder darunter, beispielsweise im Bereich von 200 n und darunter.
Aus [2] ist e ne weitere Vorgehensweise zum Untersuchen des Elektrolyt hinsichtlich der Existenz eines DNA-Strangs mit vorgegebener Sequenz bekannt. Bei dieser Vorgehensweise wer- den die DNA-Strange mit der gewünschten Sequenz markiert und aufgrund der Reflexionseigenschaften der markierten Moleküle wird deren Existenz bestimmt. Hierzu wird Licht im sichtbaren Wellenlangenbereich auf das Elektrolyt gestrahlt und das von dem Elektrolyt, insbesondere von dem nachzuweisenden DNA- Strang, reflektierte Licht wird erfasst. Aufgrund des Refle- xionsverhaltens, d.h. insbesondere aufgrund der erfassten, reflektierten Lichtstranlen wird bestimmt, ob der nachzuwei- sende DNA-Strang mit der entsprechend vorgegebenen Sequenz m dem Elektrolyt enthalten ist oder nicht.
Diese Vorgehensweise ist sehr aufwendig, da eine sehr genaue Kenntnis über das Reflexionsverhalten des entsprechenden markierten DNA-Strangs erforderlich ist und weiterhin eine Markierung der DNA-Stränge vor Beginn des Verfahrens notwendig ist .
Weiterhin ist eine sehr genaue Justierung des Erfassungsmittels zum Erfassen der reflektierten Lichtstrahlen erforderlich, damit die reflektierten Lichtstrahlen überhaupt erfasst werden können.
Somit ist diese Vorgehensweise teuer, kompliziert sowie gegen Störeinflüsse sehr empfindlich, wodurch das Messergebnis sehr leicht verfälscht werden kann.
Ferner ist es aus der Affinitätschromatographie ([3]) be- kannt, immobilisierte niedermolekulare Moleküle, insbesondere Liganden hoher Spezifität und Affinität, zu verwenden, um Peptide und Proteine, z.B. Enzyme, im Analyt spezifisch zu binden.
Der elektrische Parameter, der gemäß dem aus [1] bekannten Verfahren ausgewertet wird, ist die Kapazität zwischen den Elektroden bzw. die Impedanz der beiden Elektroden.
Um eine möglichst große Sensitivität bei der Erfassung von makromolekularen Biopolymeren zu erreichen ist es wünschenswert, eine möglichst große Menge von Feldlinien zwischen den beiden Elektroden in dem Volumen anzuordnen, in dem die Hybridisierung der DNA-Strange vorgegebener Sequenzen mit den DNA-Sondenmolekülen, allgemein der Bindung makromolekularer Biopolymere an immobilisierte DNA-Sondenmolekule, erfolgt. Bei dem bekannten Verfahren wird die Impedanz bzw. die Kapa¬ zität m ihrer Veränderung erfasst, wenn nur DNA-Sondenmole- kule vorhanden sind gegenüber dem Fall, dass DNA-Sondenmole- kule mit den zu erfassenden DNA-Strangen hybridisiert sind.
Der Erfindung liegt das Problem zugrunde, ein Verfahren zum Erfassen makromolekularer Biopolymere anzugeben, mit dem ein robusteres Messsignal erzielt wird, d.h. eine größere Veränderung m dem Impedanzsignal zwischen dem Zustand, m dem keine Haltemolekule oder ausschließlich Haltemolekule auf αen Elektroden angebracht sind und dem, dass zumindest teilweise eine Bindung mit den nachzuweisenden makromolekularen Biopolymeren erfolgt ist.
Das Problem wird durch das Verfahren mit den Merkmalen gemäß dem unabhängigen Patentanspruch gelost.
Im Rahmen des Verfahrens wird eine Elektrodenanordnung eingesetzt, die eine erste Elektrode und eine zweite Elektrode aufweist. Die erste Elektrode kann mit ersten Molekülen physisch (d.h. durch Adsorption) oder chemisch (d.h. über kova- lente Bindungen) versehen sein, die makromolekulare Biopolymere eines ersten Typs binden können. Die zweite Elektrode kann physisch oder chemisch mit zweiten Molekülen versehen sein, die makromolekulare Biopolymere eines zweiten Typs binden können.
Unter makromolekularen Biopolymeren sind beispielsweise Proteine oder Peptide oder auch DNA-Strange einer eweils vorge- gebenen Sequenz zu verstehen.
Sollen als makromolekulare Biopolymere Proteine oder Peptide erfasst werden, so sind die ersten Moleküle und die zweiten Moleküle Liganden, beispielsweise Wirkstoffe mit einer mogl_- chen Bmdungsaktivitat, die die zu erfassenden Proteine oαer Peptide an die jeweilige Elektrode binden, auf der die entsprechenden Liganden angeordnet sind. Als Liganden kommen Enzymagcmsten oder Enzymantagomsten, Phar azeutika, Zucker oder Antikörper oder irgendein Molekül in Betracht, das die Fähigkeit besitzt, Proteine oder Peptide spezifisch zu binden.
Im Rahmen dieser Beschreibung ist unter einem Sondenmolekul sowohl ein Ligand als auch ein DNA-Sondenmolekul zu verstehen.
Die Elektrodenanordnung kann eine Plattenelektrodenanordnung sein oder eine Interdigitalelektrodenanordnung, wie aus [1] bekannt.
Ferner können verschiedene Anordnungen der Parallelschaltung von Elektroden in der Elektrodenanordnung vorgesehen sein, beispielsweise können die Elektroden als zylindrische Elemente ausgestaltet sein, die jeweils konzentrisch umeinander angeordnet sind und elektrisch voneinander beispielsweise mit- tels eines geeigneten Dielektrikums voneinander isoliert sind, so dass sich ein elektrisches Feld zwischen den Elektroden ausbildet.
Werden als makromolekulare Biopolymere DNA-Strange einer vor- gegebenen Sequenz verwendet, die mittels der Elektrodenanordnung erfasst werden sollen, so können mittels der Elektrodenanordnung DNA-Stränge einer vorgegebenen ersten Sequenz mit DNA-Sondenmolekülen mit der zu der ersten Sequenz komplementären Sequenz als erste Moleκule auf der ersten Elektrode hy- bridisiert werden. Zum Erfassen eines DNA-Strangs einer vorgegebenen zweiten Sequenz mittels zweiter Moleküle auf der zweiten Elektrode werden DNA-Sondenmolekule als zweite Moleküle eingesetzt, die eine Sequenz aufweisen, die komplementär ist zu der zweiten Sequenz des DNA-Strangs.
In einem ersten Verfahrensschritt wird eine erste elektrische Messung an den Elektroden durchgeführt, wobei bei der ersten elektrischen Messung die ersten Moleküle und/oαer die zweiten Moleküle schon auf den Elektroden angeordnet sein können oder auch nicht.
Ein Medium, beispielsweise ein Elektrolyt, wird m t den Elektroden m Kontakt gebracht. Dies erfolgt m der Weise, dass für den Fall, dass sich m dem Medium makromolekulare Biopolymere des ersten Typs befinden, sich diese an die ersten Moleküle binden können. Für den Fall, dass sich m aem Medium makromolekulare Biopolymere des zweiten Typs befinden, können sich diese an die zweiten Moleküle binden.
Es ist anzumerken, dass die makromolekularen Biopolymere des ersten Typs nur an die ersten Moleküle auf der ersten Elek- trode binden und dass die makromolekularen Biopolymere des zweiten Typs nur an die zweiten Moleküle auf der zweiten Elektrode binden
Nachdem eine ausreichende Zeitdauer gewartet worden ist, so dass sich die makromolekularen Biopolymere an die ersten Moleküle bzw. an die zweiten Moleküle binden konnten, werden nicht gebundene erste Moleküle oder zweite Moleküle von der jeweiligen Elektrode, auf der sie sich befinden, entfernt.
Für den Fall, dass die Sondenmolekule DNA-Strange sind, erfolgt dies beispielsweise enzymatisch mittels eines Enzyms, das selektiv emzelstrangige DNA abbaut. Hierbei ist die Selektivität des abbauenden Enzyms für emzelstrangige DNA zu berücksichtigen. Besitzt das für den Abbau nicht-nybridisier- ter DNA-Emzelstrange ausgewählte Enzym diese Selektivität nicht, so wird möglicherweise auch die zu erfassende, hybridisierte doppelstrangige DNA unerwünscht mit abgeoaut .
Insbesondere können zum Entfernen der nicht gebundenen ersten oder zweiten DNA-Sondenmolekule von der jeweiligen Elektrode DNA Nukleasen, beispielsweise eine Nuklease aus Munσ-Bohnen, die Nuklease Pl oder die Nuklease Sl verwendet werden. Die Verwendung von DNA-Polymerasen, die aufgrund ihrer 5'-> 3' oder ihrer 3'-> 5' Exonukleaseaktivitat imstande sind, em¬ zelstrangige DNA abzubauen, können ebenfalls verwendet wer¬ den.
Für den Fall, dass die Sondenmolekule niedermolekulare Ligan¬ den sind, lassen sich diese, falls ungebunden, auch enzymatisch entfernen.
Hierzu sind die Liganden über eine enzymatisch spaltbare Verbindung kovalent mit der Elektrode verbunden, beispielsweise über eine Esterverbindung.
In diesem Falle kann beispielsweise eine Carboxylester- Hydrolase (Esterase) eingesetzt werden, um ungebundene Ligan- denmolekule zu entfernen. Dieses Enzym hydrolysiert diejenige Esterverbindung zwischen der Elektrode und dem jeweiligen Li- gandenmolekul, das nicht von einem Peptid oder Protein gebunden wurde. Dahingegen bleiben die Esterverbindungen zwischen der Elektrode und denjenigen Molekülen, die eine B dungs- wechselwirkung mit Peptiden oder Proteinen eingegangen sind, aufgrund der verminderten sterischen Zuganglichkeit, die durch die molekulare Masse des gebundenen Peptids oder Proteins eintritt, unversehrt.
Nach erfolgtem Entfernen der nicht gebundenen ersten Moleküle oder zweiten Moleküle wird eine zweite elektrische Messung an den Elektroden durchgeführt.
Die ermittelten Werte aus der ersten elektrischen Messung und der zweiten elektrischen Messung werden miteinander verglichen, und wenn die Kapazitatswerte sich m einer Weise unterscheiden, dass die Differenz der ermittelten Werte großer ist als ein vorgegebener Schwellenwert, so wird angenommen, dass sich makromolekulare Biopolymere mit Sondenmolekulen bzw. allgemein mit den ersten oder zweiten Molekülen, gebunden ha- ben, wodurch die Veränderung des elektrischen Signals an den Elektroden verursacht worden ist.
Ist die Differenz zwischen den Werten der ersten elektrischen Messung und der zweiten elektrischen Messung größer als der vorgegebene Schwellenwert, so wird als Ergebnis ausgegeben, dass die entsprechenden, die ersten Moleküle bzw. zweiten Moleküle spezifisch bindenden makromolekularen Biopolymere gebunden worden sind und somit, dass die entsprechenden akro- molekularen Biopolymere in dem Medium enthalten waren.
Auf diese Weise sind die makromolekularen Biopolymere erfasst worden .
Die erste elektrische Messung und die zweite elektrische Messung können realisiert werden, indem die Kapazität zwischen den Elektroden gemessen wird.
Alternativ können auch der elektrische Widerstand der einzel- nen Elektroden ermittelt werden.
Allgemein kann als erste elektrische Messung und als zweite elektrische Messung eine Impedanzmessung durchgeführt werden, in dessen Rahmen sowohl die Kapazität zwischen den Elektroden als auch die elektrischen Widerstände gemessen werden.
Anschaulich kann die Erfindung darin gesehen werden, dass durch Entfernen nicht gebundener erster Moleküle oder zweiter Moleküle von der jeweiligen Elektrode der Unterschied zwi- sehen den ermittelten Werten der elektrischen Signale zwischen der ersten elektrischen Messung und der zweiten elektrischen Messung beim Binden von makromolekularen Biopolymeren dadurch weiter vergrößert wird, dass die nicht gebundenen Moleküle, die das Messergebnis verfälschen, keinen störenden Einfluss mehr auf das Messergebnis haben. Em Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung ist den Figuren dar¬ gestellt und wird im weiteren naher erläutert.
Es zeigen
Figuren la bis lc eine Elektrodenanordnung zu unterschiedlichen Verfahrenszustanden, anhand denen das Verfanren gemäß einem Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung erläutert wird;
Figuren 2a und 2b eine Skizze zweier Planarelektroden, mittels derer die Existenz zu erfassender DNA-Strange n einem Elektrolyt (Figur 2a) bzw. deren Nicht-Existenz (Figur 2b) nachgewiesen werden können;
Figur 3 Interdigitalelektroden gemäß dem Stand der Technik;
Figur 4 eines Skizze einer Elektrodenanordnung, die im Rahmen eines zweiten Ausfuhrungsbeispiels eingesetzt wird.
Figur 5 einen Biosensor gemäß einem Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung;
Figur 6 einen Querschnitt eines Biosensors mit zwei Elektro- den, die als Interdigitalelektrodenanordnung angeordnet sind;
Figuren 7a bis 7d Querschnittsansichten einer Interdigitale- lektrode vier Verfahrenszustanden m einem Her- stellungsverfahren eines Biosensors gemäß einem Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung;
Figuren 8a bis 8c Querschnittsansichten eines Biosensors wahrend einzelner Verfanrensschritte des Herstellungs- Verfahrens einer Elektrode des Biosensors gemäß einem weiteren Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung; Figuren 9a bis 9c Querschnittsansichten eines Biosensors während einzelner Verfahrensschritte des Herstellungsverfahrens einer Elektrode des Biosensors gemäß einem weiteren Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung;
Figuren 10a bis 10c jeweils einen Querschnitt eines Biosensors zu verschiedenen Zeitpunkten während des Herstellungsverfahrens gemäß einem weiteren Ausführungsbeispiel der Erfindung;
Figur 11 eine Draufsicht eines Biosensor-Arrays gemäß einem Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung mit zylinderförmi- gen Elektroden;
Figur 12 eine Draufsicht eines Biosensor-Arrays gemäß einem Ausführungsbeispiel der Erfindung mit quaderförmigen Elektroden;
Figur 13 eine Querschnittsansicht eines Biosensors gemäß ei- nem weiteren Ausführungsbeispiel der Erfindung;
Figur 14 eine Querschnittsansicht eines Biosensors gemäß einem weiteren Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung; und
Figuren 15a bis 15g Querschnittsansichten eines Biosensors während einzelner Verfahrensschritte eines Herstellungsverfahrens gemäß einem weiteren Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung;
Fig.la zeigt eine Elektrodenanordnung 100 mit einer ersten Elektrode 101 und einer zweiten Elektrode 102, die in einer Isolatorschicht 103 aus Isolatormaterial angeordnet sind.
Die erste Elektrode 101 ist mit einem ersten elektrischen An- schluss 104 versehen und die zweite Elektrode 102 ist mit einem zweiten elektrischen Anschluss 105 versehen. Die erste Elektrode 101 und die zweite Elektrode 102 sind aus Gold hergestellt.
Alternativ können die Elektroden 101 und 102 auch aus Silizi- umoxid hergestellt sein. Diese können mit einem Material beschichtet werden, das geeignet ist, die Sondenmoleküle darauf zu immobilisieren.
Beispielsweise können bekannte Alkoxysilanderivate verwendet werden wie
3-Glycidoxypropylmethyloxysilan, 3-Acetoxypropyltrimethoxysilan, 3-Aminopropyltriethoxysilan, 4- (Hydroxybutyramido) propyltriethoxysilan, • 3-N,N-bis (2-hydroxyethyl ) aminopropyltriethoxysilan, oder andere artverwandte Materialen, die imstande sind, mit ihrem einen Ende eine kovalente Bindung mit der Oberfläche des Siliziumoxids einzugehen und mit ihrem anderen Ende dem zu immobilisierenden Sondenmolekül eine chemisch reaktive Gruppe wie einen Epoxy-, Acetoxy-, Amin- oder Hydroxylrest zur Reaktion anzubieten.
Reagiert ein zu immobilisierendes Sondenmolekül mit einer solchen aktivierten Gruppe, so wird es über das gewählte Ma- terial als eine Art kovalenter Linker auf der Oberfläche der Beschichtung auf der Elektrode immobilisiert.
Auf den immobilisierten Bereichen der Elektroden 101, 102 sind DNA-Sondenmoleküle 106, 107 aufgebracht.
Auf der ersten Elektrode 101 sind erste DNA-Sondenmoleküle
106 mit einer zu einer vorgegebenen ersten DNA-Sequenz komplementären Sequenz aufgebracht.
Auf der zweiten Elektrode 102 sind zweite DNA-Sondenmoleküle
107 mit einer Sequenz, die komplementär ist zu einer vorgegebenen zweiten DNA-Sequenz ist, aufgebracht. An die Pyπmidmbasen Aden (A) , Guanm (G) , Thy m (T) , oder Cytosm (C) , können jeweils zu den Sequenzen der Sonaen- olekule komplementäre Sequenzen von DNA-Strangen m der ö- liehen Weise, d.h. Basenpaarung über Wasserstoffbruckenbm- dungen zwischen A und T bzw. zwischen C und G, hybridisieren.
Fig.la zeigt ferner e Elektrolyt 108, das mit den Elektroden 101, 102 und den DNA-Sonden olekulen 106, 107 m Kontakt gebracht wird.
Fig.lb zeigt die Elektrodenanordnung 100 für den Fall, dass m dem Elektrolyt 108 DNA-Strange 109 mit der vorgegebenen ersten Sequenz enthalten sind, die komplementär ist zu der Sequenz der ersten DNA-Sondenmolekule 106.
In diesem Fall hybridisieren die zu den ersten DNA-Sondenmolekulen komplementären DNA-Strange 109 mit den ersten DNA- Sondenmolekulen 106, die auf der ersten Elektrode 101 aufge- bracht sind.
Da die Sequenzen von DNA-Strangen nur mit der jeweils spezifischen Komplementarsequenz hybridisieren, hybridisieren d e zu den ersten DNA-Sondenmolekulen komplementären DNA-Strange nicht mit den zweiten DNA-Sondenmolekulen 107.
Wie aus Fxg.lb ersichtlich ist, ist das Resultat nach erfolgter Hybridisierung, dass auf der ersten Elektrode 101 hybridisierte Moleküle aufgebracht sind, d.h. doppelstrangige DNA- Moleküle. Auf der ersten Elektrode sind nur die zweiten DNA„- Sondenmolekule 107 als weiterhin e strangige Moleküle vorhanden.
In einem weiteren Schritt wird mittels eines biochemischen Verfahrens beispielsweise mittels DNA-Nukleasen zu dem Elektrolyt 108 e Hydrolysieren der Emzelstrang-DNA-Sonden- moiekule 107 der zweiten Elektrode 102 bewirkt. Hierbei ist die Selektivität des abbauenden Enzyms für em¬ zelstrangige DNA zu berücksichtigen. Besitzt das für den Ab¬ bau nicht-hybridisierter DNA-E zelstrange ausgewählte Enzym diese Selektivität nicht, so wird möglicherweise auch die zu erfassende, hybridisierte ooppelstrangige DNA unerwünscht mit abgebaut, was zu einer Verfälschung des Messergebnisses fuhren wurde.
Nach Entfernen der Emzelstrang-DNA-Sondenmolekule, d.h. der zweiten DNA-Sondenmolekule 107 auf der zweiten Elektrode 102 sind lediglich die Doppelstrang-Molekule der hybridisierten DNA-Strange mit der zu der ersten Sequenz der ersten DNA-Sondenmolekule 106 komplementären Sequenz vorhanden (vgl. Fig.lc) .
Beispielsweise kann zum Entfernen der Emzelstrang-DNA- Sondenmolekule 107 auf der zweiten Elektrode einer der folgenden Stoffe beigegeben werden: • Nuklease aus Mung-Bohnen,
• Nuklease Pl, oder
• Nuklease Sl.
Die Verwendung von DNA-Polymerasen, die aufgrund ihrer 5'- 3' Exonukleaseaktivitat oder ihrer 3'-> 5' Exonukleaseaktivitat imstande sind, emzelstrangige DNA abzubauen, können zu diesem Zweck ebenfalls verwendet werden.
Wird dem Elektrolyt eine Probesubstanz versetzt, die DNA- Strange mit enthalt, die zα der Sequenz der zweiten DNA- Sondenmolekule 107 auf der zweiten Elektrode 102 komplementär st, so erfolgt eine Hybridisierung der versetzten DNA- Strange der zu den zweiten DNA-Sondenmolekulen 107 komplementären Sequenz mit den zweiten DNA-Sondenmolekulen 107 und es verbleiben die ersten DNA-Sondenmolekule 106 als E zel- strang-Sondenmolekule auf oer ersten Elektrode. Diese werden gemäß dem m Fig.lb dargestellten Verfahren m analoger Weise von der ersten Elektrode 101 mittels der oben dargestellten biochemischen Verfahren entfernt.
Mittels eines an die Elektrodenanschlusse 104, 105 angeschlossenen Messgerats (nicht dargestellt) erfolgt gemäß diesem ersten Ausfuhrungsbeispiel eine Kapazitatsmessung zwi¬ schen den Elektroden 101, 102 m dem m Fig.la dargestellten Zustand, d.h. in nicht-hybπdisiertem Zustand.
Im Rahmen der ersten Kapazitatsmessung wird ein Referenz- Kapazitatswert ermittelt und m einem Speicher (nicht dargestellt) gespeichert.
Eine zweite Kapazitatsmessung erfolgt, nachdem die e stran- gigen DNA-Sondenmolekule 107 von der jeweiligen Elektrode entfernt worden sind.
Dies erfolgt wiederum mittels des nicht dargestellten Messge- rats. Mittels der zweiten Kapazitatsmessung wird em Kapazi- tatswert ermittelt, der mit dem Referenz-Kapazitatswert verglichen wird.
Ist der Differenzwert zwischen diesen Kapazitatswerten großer als em vorgegebener Schwellenwert, so bedeutet dies, dass in dem Elektrolyt 108 DNA-Strange enthalten waren, die entweder mit den ersten DNA-Sondenmolekulen oder mit den zweiten DNA- Sondenmolekulen hybridisiert sind.
In diesem Fall wird em entsprechendes Ausgangssignal von dem Messgerat dem Benutzer des Messgerats ausgegeben.
Es ist m diesem Zusammenhang anzumerken, dass e nach verwendetem Stoff zum Entfernen der Emzelstrang-DNA-Sonden ole- kule 107 auf der zweiten Elektrode der emzelstrangige Anteil der hyoridisierten DNA-Strange 109 erhalten bleiben kann oder auch mit entfernt werden kann. Fig. zeigt eine Sensoranordnung 400, bei der an Stelle der Kapazitatsmessung in einem zweiten Ausfuhrungsbeispiel eine Impedanzmessung durchgeführt wird.
Die in Fig.4 dargestellte Sensoranordnung 400 ist m dem Zustand dargestellt, dass eine Hybridisierung der zu den ersten DNA-Sondenmolekülen 106 komplementären DNA-Strange mit den ersten DNA-Sondenmolekule 106 schon erfolgt ist und nachdem die zweiten DNA-Sondenmoleküle 107, die nicht hybridisiert sind, von der zweiten Elektrode 102 entfernt worden sind.
Für jede Elektrode 101, 102 ist jeweils eine Referenzelektrode 401, 402 vorgesehen, die derart eingerichtet sind, dass die DNA-Sondenmoleküle 106, 107 nicht an diesen Referenzelektroden 401, 402 haften.
Dies kann dadurch gewahrleistet werden, dass em Material für die Referenzelektroden 401, 402 gewählt wird, das keine Schwefelbindung ermöglicht.
Alternativ kann eine unerwünschte Haftung der DNA-Sondenmolekule auf der Referenzelektrode dadurch verhindert werden, dass das zur Immobilisierung der DNA-Sondenmolekule geeignete Beschichtungsmaterial (s. oben) im Voraus nicht auf die Referenzelektrode aufgebracht wird. Somit entstehen keine chemisch reaktive Gruppen auf der Referenzelektrode, die sonst eine kovalente Bindung mit den DNA-Sondenmolekulen eingehen, und somit diese dort immobilisieren wurden.
Alternativ kann dies durch Anlegen eines ausreichend großen negativen elektrischen Feldes gewahrleistet werden, wodurch sichergestellt wird, dass die negativ geladenen DNA-Sondenmolekule 106, 107 nicht an den Referenzelektroden 401, 402 haften. Jede Referenzelektrode 401, 402 ist mit einem elektrischen Referenzanschluss 403, 404 gekoppelt.
Im Rahmen des zweiten Ausführungsbeispiels erfolgt eine erste Impedanzmessung in dem unbelegten Zustand, d.h. beispielsweise in einem Zustand ohne Sondenmoleküle 106, 107 auf den Elektroden 101, 102 oder mit nicht hybridisierten DNA-Sondenmolekülen 106, 107.
Nach erfolgtem Entfernen der einsträngigen DNA-Sondenmoleküle nach eventueller Hybridisierung der passenden DNA-Sondenmoleküle 106, 107 mit einem DNA-Strang der vorgegebenen, zu dem jeweiligen DNA-Sondenmolekül 106, 107 komplementären Sequenz wird eine zweite Impedanzmessung in bekannter Weise durchge- führt und aufgrund der sich möglicherweise veränderten Impedanzwerte wird ermittelt, ob eine Hybridisierung von Sondenmolekülen 106, 107 und DNA-Strängen 109 mit jeweils komplementärer Sequenz stattgefunden hat oder nicht.
Die Erfindung ist nicht auf eine Elektrodenanordnung mit lediglich zwei Elektroden eingeschränkt, insbesondere nicht auf die gemäß dem Ausführungsbeispiel erläuterte Plattenelektro- denanordnung .
Es ist ohne Änderung des Verfahrens möglich, dieses im Rahmen einer Interdigitalelektrodenanordnung durchzuführen oder auch mit einer beliebigen Anzahl unterschiedlicher Elektroden, an denen unterschiedliche DNA-Sondenmoleküle mit unterschiedlichen Sequenzen aufgebracht sind, wodurch es möglich ist, eine Vielzahl unterschiedlicher DNA-Stränge mit unterschiedlichen Sequenzen arrayartig zu erfassen.
Weiterhin ist darauf hinzuweisen, dass die Erfindung nicht auf die Anwendung bei einer Planarelektrodenanordnung be- schränkt ist. Vielmehr kann die Erfindung auch bei einer Elektrodenanord¬ nung eingesetzt werden, bei der die erste Elektrode und die zweite Elektrode derart relativ zueinander angeordnet sind, dass sich zwischen dem ersten Haltebereich und dem zweiten Haltebereich im wesentlichen ungekrummte Feldlinien eines zwischen der ersten Elektrode und der zweiten Elektrode erzeugten elektrischen Feldes ausbilden können.
Im weiteren werden einige solcher Elektrodenanordnungen und Verfahren zu deren Herstellung naher erläutert.
Fig.5 zeigt einen Biosensorchip 500 mit einer weiteren Elek- trodenkonflguration.
Der Biosensorchip 500 weist eine erste Elektrode 501 und eine zweite Elektrode 502 auf, die auf einer Isolatorschicht 503 derart angeordnet sind, dass die erste Elektrode 501 und die zweite Elektrode 502 voneinander elektrisch isoliert sind.
Die erste Elektrode 501 ist mit einem ersten elektrischen An- schluss 504 gekoppelt, und die zweite Elektrode 502 ist mit einem zweiten elektrischen Anschluss 505 gekoppelt.
Die Elektroden 501, 502 weisen eine quaderformige Struktur auf, wobei sich eine erste Elektrodenflache 506 der ersten
Elektrode 501 und eine erste Elektrodenflache 507 der zweiten Elektrode 502 im wesentlichen parallel zueinander ausgerichtet gegenüberstehen.
Dies wird dadurch erreicht, dass gemäß diesem Ausfuhrungsbeispiel die Elektroden 501, 502 im wesentlichen bezuglich der Oberflache 508 der Isolatorschicht 503 senkrechte Seitenwande 506, 507 aufweisen, welche die erste Elektrodenflache 506 der ersten Elektrode 501 bzw. die erste Elektrodenflache 507 der zweiten Elektrode 502 bilden. Wird ein elektrisches Feld zwischen der ersten Elektrode 501 und der zweiten Elektrode 502 angelegt, so wird durch die sich im wesentlichen parallel zueinander ausgerichteten Elektrodenflächen 506, 507 ein Feldlinienverlauf mit Feldlinien 509 erzeugt, die zwischen den Oberflächen 506, 507 im wesentlichen ungekrümmt sind.
Gekrümmte Feldlinien 510 ergeben sich lediglich zwischen einer zweiten Elektrodenfläche 511 der ersten Elektrode 501 und einer zweiten Elektrodenfläche 512 der zweiten Elektrode 502, die jeweils für die Elektroden 501, 502 die oberen Oberflächen bilden, sowie in einem Randbereich 513 zwischen den Elektroden 501, 502.
Die ersten Elektrodenflächen 506, 507 der Elektroden 501, 502 sind als Haltebereiche zum Halten von Sondenmolekülen, die makromolekulare Biopolymere, die mittels des Biosensors 500 zu erfassen sind, binden können.
Die Elektroden 501, 502 sind gemäß diesem Ausfuhrungsbeispiel aus Gold hergestellt.
Es werden kovalente Verbindungen zwischen den Elektroden und den Sondenmolekülen hergestellt, wobei der Schwefel zum Bil- den einer Gold-Schwefel-Kopplung in Form eines Sulfids oder eines Thiols vorhanden ist.
Für den Fall, dass als Sondemoleküle DNA-Sondenmoleküle verwendet werden, sind solche Schwefelfunktionalitäten Teil ei- nes modifizierten Nukleotids, das mittels der Phosphoramidit- chemie während eines automatisierten DNA-Syntheseverfahrens am 3 '-Ende oder am 5 ' -Ende des zu immobilisierenden DNA- Strangs eingebaut wird. Das DNA-Sondenmolekül wird somit an seinem 3 ' -Ende oder an seinem 5 ' -Ende immobilisiert.
Für den Fall, dass als Sondenmoleküle Liganden verwendet werden, werden die Schwefelfunktionalitäten durch ein Ende eines Alkyll kers oder eines Alkylenlmkers gebildet, dessen ande¬ res Ende eine für die kovalente Verbindung des Liganden ge¬ eignete chemische Funktionalität aufweist, beispielsweise ei¬ nen Hydroxylrest, einen Acetoxyrest oder einen Succmi idyle- sterrest .
Die Elektroden, d.h. insbesondere die Haltebereiche werden beim Messeinsatz mit einem Elektrolyt 514, allgemein mit einer zu untersuchenden Losung, bedeckt.
Befinden sich m der zu untersuchenden Losung 514 die zu erfassenden makromolekularen Biopolymere, beispielsweise zu erfassende DNA-Strange mit einer vorgegebenen Sequenz, die mit den immobilisierten DNA-Sondenmolekulen auf den Elektroden hybridisieren können, so hybridisieren die DNA-Strange mit den DNA-Sondenmolekulen.
Sind in der zu untersuchenden Losung 514 keine DNA-Strange mit der zu der Sequenz der DNA-Sondenmolekulen komplementären Sequenz enthalten, so können keine DNA-Strangen aus der zu untersuchenden Losung 514 mit den DNA-Sondenmolekulen auf den Elektroden 501, 502 hybridisieren.
Fig.6 zeigt einen Biosensor 600 mit einer weiteren Elektro- denkonfiguration gemäß einem weiteren Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung.
Bei dem Biosensor 600 sind in gleicher Weise wie bei dem Biosensor 500 gemäß dem m Fig.5 gezeigten Ausfuhrungsbeispiel zwei Elektroden 501, 502 vorgesehen, die auf der Isolatorschicht 503 aufgebracht sind.
Im Unterschied zu dem Biosensor 500 mit lediglich zwei qua- derformigen Elektroden sind die zwei Elektroden gemäß dem m Fig.6 dargestellten Biosensor 600 als eine Vielzahl von jeweils abwechselnd angeordneten, parallel geschalteten Elek- troden Form der bekannten Interdigitalelektrodenanordnung angeordnet.
Fig.6 zeigt zur weiteren Veranschaulichung ferner em schema- tisches elektrisches Ersatzschaltbild, das m die Darstellung des Biosensors 600 eingezeichnet ist.
Da sich zwischen den im wesentlichen sich parallel gegenüberstehenden Elektrodenflachen 506, 507 der Elektroden 501, 502, wie m Fig.7 dargestellt wurde, im wesentlichen ungekrum te Feldlinien bezüglich der Oberflache 508 der Isolatorschicht 503 ergeben, überwiegt der Anteil der durch die ungekrummten Feldlinien erzeugten ersten Kapazität 602 und des ersten Leitwerts 603 verglichen mit der zweiten Kapazität 604 und des zweiten Leitwerts 605, die durch die gekrümmten Feldlinien 510 erzeugt werden.
Dieser erheblich größerer Anteil der ersten Kapazität 602 und des ersten Leitwerts 603 an dem Gesamtleitwert, der sich aus der Summe der ersten Kapazität 602 und der zweiten Kapazität
604 sowie des ersten Leitwerts 603 und des zweiten Leitwerts
605 ergeben, fuhrt dazu, dass die Sensitivitat des Biosensors 600 bei Änderung des Zustandes des Biosensors 600, d.h. bei Hybπdisierung von DNA-Strangen m der zu untersuchenden Lo- sung 514 mit auf den Haltebereichen auf den Elektrodenflachen 506, 507 immobilisierten DNA-Sondenmolekulen 601 erheblich erhöht wird.
Somit ist anschaulich bei gleichen lateralen Abmessungen der Elektroden 501, 502 und bei gleichen Abmessungen des zuvor eingeführten aktiven Bereichs, d.h. bei gleicher Flache der Haltebereiche auf den Elektrodenflachen em wesentlich größerer Anteil von Feldlinien eines angelegten elektrischen Feldes zwischen den Elektroden 501, 502 m dem Volumen enthal- ten, m dem die Hybridisierung stattfindet, wenn die zu erfassenden DNA-Strange der zu untersuchenden Losung 514 enthalten sind als bei einer Planarelektrodenanordnung. In anderen Worten bedeutet dies, dass die Kapazität der er¬ findungsgemäßen Anordnung pro Chipfläche deutlich größer ist als die Kapazität pro Chipfläche bei einer Planarelektroden- anordnung.
Im weiteren werden einige Alternativenmöglichkeiten zur Herstellung einer quaderförmigen Sensorelektrode mit im wesentlichen senkrechten Seitenwänden erläutert.
Erstes Verfahren zum Herstellen von Metallelektroden mit im wesentlichen senkrechten Seitenwänden, die Sondenmoleküle immobilisieren können
Fig.7a zeigt ein Siliziumsubstrat 700, wie es für bekannte CMOS-Prozesse hergestellt wird.
Auf dem Siliziumsubstrat 700, in dem sich bereits integrierte Schaltungen und/oder elektrische Anschlüsse für die zu bil- denden Elektroden befinden, wird eine Isolatorschicht 701, die auch als Passivierungsschicht dient, in ausreichender Dicke, gemäß dem Ausführungsbeispiel in einer Dicke von 500 nm, mittels eines CVD-Verfahrens aufgebracht.
Die Isolatorschicht 701 kann aus Siliziumoxid Si02 oder Siliziumnitrid Si3N4 hergestellt sein.
Die Interdigitalanordnung des Biosensors 600 gemäß dem oben dargestellten Ausführungsbeispiel wird mittels Photolithogra- phie auf der Isolatorschicht 701 definiert.
Anschließend werden mittels eines Trockenätzverfahrens, z.B. dem Reactive Ion Etching (RIE) , in der Isolatorschicht 701 Stufen 702 erzeugt, d.h. geätzt, gemäß dem Ausführungsbei- spiel in einer Mindesthöhe 703 von ungefähr 100 nm. Die Höhe 703 der Stufen 702 muss ausreichend groß sein für einen anschließenden selbstjustierenden Prozess zum Bilden der Metallelektrode.
Es ist darauf hinzuweisen, dass zum Auftragen der Isolatorschicht 701 alternativ auch ein Aufdampfverfahren oder ein Sputterverfahren eingesetzt werden kann.
Bei der Strukturierung der Stufen 702 ist zu beachten, dass die Flanken der Stufen 702 ausreichend steil sind, so dass sie hinreichend scharfe Kanten 705 bilden. Ein Winkel 706 der Stufenflanken gemessen zur Oberfläche der Isolatorschicht 701 sollte gemäß dem Ausfuhrungsbeispiel mindestens 50D betragen.
In einem weiteren Schritt wird eine Hilfsschicht 704
(vgl. Fig.7b) der Dicke von ungefähr 10 nm aus Titan auf die stufenförmige Isolatorschicht 701 aufgebracht.
Die Hilfsschicht 704 kann Wolfram, und/oder Nickel-Chrom, und/oder Molybdän aufweisen.
Es ist zu gewährleisten, dass die in einem weiteren Schritt aufgetragene Metallschicht, gemäß dem Ausführungsbeispiel eine Metallschicht 707 aus Gold, an den Kanten 705 der Stufen 702 derart porös aufwächst, dass es möglich ist, in einem weiteren Verfahrensschritt an den Stufenübergängen jeweils eine Spalte 708 in die ganzflächig aufgetragene Goldschicht 707 zu ätzen.
In einem weiteren Verfahrensschritt wird die Goldschicht 707 für den Biosensor 600 aufgebracht.
Gemäß dem Ausführungsbeispiel weist die Goldschicht 707 eine Dicke von ungefähr 500 nm bis ungefähr 2000 n auf.
Es ist hinsichtlich der Dicke der Goldschicht 707 lediglich zu gewährleisten, dass die Dicke der Goldschicht 707 ausrei- chend ist, so dass die Goldschicht 707 porös kolumnar auf¬ wachst .
In einem weiteren Schritt werden Offnungen 708 die Gold- schicht 707 geatzt, so dass sich Spalten ausbilden (vgl.
Figure imgf000025_0001
Zum Nassatzen der Offnungen wird eine Atzlosung aus 7,5 g Su¬ per Strip 100™ (Markenname der Firma Lea Ronal GmbH, Deutschland) und 20 g KCN 1000 ml Wasser H20 verwendet.
Durch das kolumnare Wachstum des Goldes, allgemein des Metalls, wahrend des Aufdampfens auf die Haftschicht 704 wird ein anisotroper Atzangriff erzielt, so dass der Oberflachen- abtrag des Goldes ungefähr im Verhältnis 1:3 erfolgt.
Durch das Atzen der Goldschicht 707 werden die Spalten 708 abhangig von der Zeitdauer des Atzvorgangs gebildet.
Dies bedeutet, dass die Zeitdauer des Atzprozesses die Basis- breite, d.h. den Abstand 709 zwischen den sich ausbildenden Goldelektroden 710, 711 bestimmt.
Nachdem die Metallelektroden eine ausreichende Breite aufwei- sen und der Abstand 709 zwischen den sich bildenden Goldelektroden 710, 711 erreicht sind, wird das Nassatzen beendet (vgl. Fιg.7d) .
Es ist anzumerken, dass aufgrund des porösen Aufdampfens das Atzen m zu der Oberflache der Isolatorschicht 701 parallelen Richtung wesentlich schneller erfolgt als zu der Oberflache der Isolatorschicht 701 senkrechten Richtung.
Es ist darauf hinzuweisen, dass alternativ zu einer Gold- schicht auch andere Edelmetalle, wie beispielsweise Platin, Titan oder Silber verwendet werden können, da diese Materialien ebenfalls Haltebereiche aufweisen können bzw. mit einem geeigneten Material beschichtet werden können zum Halten von immobilisierten DNA-Sondenmolekulen oder allgemein zum Halten von Sondenmolekulen, und e kolumnares Wachstum beim Aufdampfen aufweisen.
Für den Fall, dass die Haftschicht 704 m den geöffneten Spalten 712 zwischen den Metallelektroden 710, 711 entfernt werden soll, erfolgt dies ebenfalls selbstjustierend, indem man die Goldelektroden 710, 711 als Atzmaske verwendet.
Gegenüber den bekannten Interdigitalelektroden weist die Struktur gemäß diesem Ausfuhrungsbeispiel insbesondere den Vorteil auf, dass durch das selbstjustierende Offnen der Goldschicht 707 über den Kanten 705 der Abstand zwischen den Elektroden 710, 711 nicht an eine minimale Auflosung des Her- stellungsprozesses gebunden ist, d.h. der Abstand 709 zwischen den Elektroden 710, 711 kann sehr schmal gehalten werden.
Somit ergibt sich gemäß diesem Verfahren der Biosensor 600 gemäß dem m Fig.6 dargestellten Ausfuhrungsbeispiel mit den entsprechenden Metallelektroden.
Zweites Verfahren zur Herstellung von Metallelektroden m t im wesentlichen senkrechten Seltenwanden, die Sonden olekule immobilisieren können
Bei dem m den Fig.8a bis Fig.θc dargestellten Herstellungs- verfahren wird von einem Substrat 801 ausgegangen, beispielsweise von einem Silizium-Substrat-Wafer (vgl. Fig.8a), auf dem bereits eine Metallisierung 802 als elektrischer An- schluss vorgesehen ist, wobei auf dem Substrat 801 schon eine Atzstoppscmcht 803 aus Siliziumnitπd Sι3N4 aufgebracht ist. Auf dem Substrat wird eine Metallschicht 804, gemäß dem Aus¬ führungsbeispiel eine Goldschicht 804 aufgebracht mittels ei¬ nes Aufdampfverfahrens .
Alternativ kann ein Sputterverfahren oder ein CVD-Verfahren zum Aufbringen der Goldschicht 804 auf die Atzstoppschicht 803 eingesetzt werden.
Allgemein weist die Metallschicht 804 das Metall auf, aus dem die zu bildende Elektrode gebildet werden soll.
Auf der Goldschicht 804 wird eine elektrisch isolierende Hilfsschicht 805 aus Siliziumoxid Si02 mittels eines CVD- Verfahrens (alternativ mittels eines Aufdampfverfahrens oder eines Sputterverfahrens) aufgebracht.
Durch Einsatz der Photolithographie-Technologie wird eine Lackstruktur aus einer Lackschicht 806 gebildet, beispielsweise eine quaderförmige Struktur, welche Lackstruktur der Form der zu bildenden Elektrode entspricht.
Soll ein im weiteren beschriebenes Biosensor-Array mit einer Vielzahl von Elektroden erzeugt werden, wird mittels der Photolithographie eine Lackstruktur erzeugt, die in ihrer Form der zu bildenden Elektroden entsprechen, die das Biosensor- Array bilden.
In anderen Worten ausgedrückt bedeutet dies, dass die lateralen Abmessungen der gebildeten Lackstruktur den Abmessungen der zu erzeugenden Sensorelektrode entsprechen.
Die Dicke der Lackstruktur, d.h. die Dicke der Lackschicht 806 entspricht im wesentlichen der Höhe der zu erzeugenden Elektroden.
Nach Aufbringen der Lackschicht 806 und der entsprechenden Belichtung, die die entsprechenden Lackstrukturen vorgibt, wird die Lackschicht in den nicht "entwickelten", d.h. nicht belichteten Bereichen beispielsweise mittels Veraschen oder nasschemisch entfernt.
Auch wird die Hilfsschicht 805 in den nicht durch die Photolackschicht 806 geschützten Bereichen mittels eines Nassätz- verfahrens entfernt.
In einem weiteren Schritt wird nach Entfernen der Lackschicht 806 über der übrig gebliebenen Hilfsschicht 805 eine weitere Metallschicht 807 als Elektrodenschicht derart konform aufgebraucht, dass die Seitenflächen 808, 809 der restlichen Hilfsschicht 805 mit dem Elektrodenmaterial, gemäß dem Ausfuhrungsbeispiel mit Gold, bedeckt sind (vgl. Fig.8b).
Das Aufbringen kann mittels eines CVD-Verfahrens oder eines Sputterverfahrens oder mit einem Ion-Metal-Plasma-Verfahren erfolgen.
In einem letzten Schritt (vgl. Fig.8c) wird eine Spacer- Ätzung durchgeführt, bei der durch gezieltes Überätzen der Metallschichten 804, 807 die gewünschte Struktur der Elektrode 810 gebildet wird.
Die Elektrode 810 weist somit die nicht in dem Ätzschritt des Ätzens der Metallschichten 804, 807 weggeätzten Spacer 811, 812 auf sowie den unmittelbar unter der restlichen Hilfsschicht 805 angeordneten Teil der ersten Metallschicht 804, der mittels des Ätzverfahrens nicht weggeätzt worden ist.
Die Elektrode 810 ist mit dem elektrischen Anschluss, d.h. der Metallisierung 802 elektrisch gekoppelt.
Die Hilfsschicht 805 aus Siliziumoxid kann bei Bedarf durch eine weitere Ätzung, beispielsv/eise im Plasma oder nassche- misch, mittels eines Verfahrens entfernt werden, bei dem Selektivität zur Ätzstoppschicht 803 gegeben ist. Diese ist beispielsweise gewahrleistet, wenn die Hilfsschicht 805 aus Siliziumoxid besteht und die Ätzstoppschicht 803 Si- liziumnitπd aufweist.
Die Steilheit der Wände der Elektrode in dem Biosensorchip 500, 600, repräsentiert durch den Winkel 813 zwischen den Spacer 811, 812 und der Oberflache 814 der Atzstoppschicht 803, wird somit durch die Steilheit Flanken der restlichen Hilfsschicht 805, d.h. insbesondere der Steilheit der Lackflanken 815, 816 der strukturierten Lackschicht 806 bestimmt.
Drittes Verfahren zur Herstellung von Metallelektroden mit im wesentlichen senkrechten Seltenwanden, die Sondenmolekule immobilisieren können
In den Fig.9a bis Fig.9c ist eine weitere Möglichkeit zum Herstellen einer Elektrode mit im wesentlichen senkrechten Wanden dargestellt.
Wiederum wird wie bei dem zweiten Beispiel zum Herstellen einer Elektrode dargestellt, von einem Substrat 901 ausgegangen, auf dem bereits eine Metallisierung 902 für den elektn- sehen Anschluss der zu bildenden Elektrode des Biosensors vorgesehen ist.
Auf dem Substrat 901 aus Silizium wird eine Metallschicht 903 als Elektrodenschicht aufgedampft, wobei die Metallschicht 903 das für die Elektrode zu verwendende Material aufweist, gemäß diesem Ausfuhrungsbeispiel Gold.
Alternativ zu dem Aufdampfen der Metallschicht 903 kann die Metallschicht 903 auch mittels eines Sputterverfahrens oder mittels eines CVD-Verfahrens auf dem Substrat 901 aufgebracht werden. Auf der Metallschicht 903 wird eine Photolackschicht 904 aufgebracht und mittels Photolithographie-Technologie derart strukturiert, dass eine Lackstruktur entsteht, die nach Entwickeln und Entfernen der entwickelten Bereiche den lateralen Abmessungen der zu bildenden Elektrode bzw. allgemein des zu bildenden Biosensor-Arrays entspricht.
Die Dicke der Photolackschicht 904 entspricht im wesentlichen der Hohe der zu erzeugenden Elektroden.
Bei einer Strukturierung n einem Plasma mit Prozessgasen, die zu keiner Reaktion des Elektrodenmaterials fuhren können, insbesondere in einem Inertgas-Plasma, beispielsweise mit Argon als Prozessgas, erfolgt der Abtrag des Materials gemäß diesem Ausfuhrungsbeispiel mittels physikalischem Sputter- Abtrag.
Dabei wird das Elektrodenmateπal aus der Metallschicht 903 m einem Redepositionsprozess an die im wesentlichen senk- rechten Seitenwande 905, 906 der strukturierten, nach Veraschen der entwickelten Lackstruktur nicht entfernten Lackelemente gesputtert, wo es keinem weiteren Sputterangriff mehr ausgesetzt ist.
Eine Redeposition von Elektrodenmateπal auf die Lackstruktur schützt die Lackstruktur vor weiterem Abtrag.
Aufgrund des Sputterns bilden sich an den Seltenwanden 905, 906 der Lackstruktur Seitenschichten 907, 908 aus dem Elek- troden aterial, gemäß dem Ausfuhrungsbeispiel aus Gold.
Die Seitenschichten 907, 908 sind elektrisch mit einem nicht entfernten Teil 909 der Metallschicht 903, der sich unmittelbar unterhalb der restlichen Lackstruktur 906 befindet, ge- koppelt sowie ferner mit der Metallisierung 903 (vgl. Fig.9b) . In einem letzten Schritt (vgl. Fig.9c) wird die Lackstruktur 906, d.h. der Photolack, der sich dem durch die Seiten- schichten 907, 908 sowie die brig gebliebene Metallschicht 909 gebildeten Volumen befindet, mittels Veraschen oder nas- schemisch entfernt.
Ergebnis ist die m Fig.9c dargestellte Elektrodenstruktur 910, die gebildet wird mit den Seltenwanden 907, 908 sowie dem nicht entfernten Te-1 909, der den Boden der Elektroden- Struktur bildet und mit der Metallisierung 903 elektrisch gekoppelt ist.
Wie auch im vorangegangenen dargestellten Herstellungsverfahren wird die Steilheit der Seitenwande 907, 908 der gebilde- ten Elektrode bei diesem Verfahren durch die Steilheit der Lackflanken 905, 906 bestimmt.
In den Fig.10a bis Fig.10c ist ein weiteres Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung mit zylmderformigen, auf dem Substrat senkrecht hervortretenden Elektroden dargestellt.
Zur Herstellung des Biosensors 1000 mit zylmderformigen Elektroden, die im wesentlichen senkrecht auf einem Substrat 1001 aus Siliziumoxid angeordnet sind, wird eine Metall- schicht 1002 als Elektrodenschicht aus dem gewünschten Elektrodenmaterial, gemäß dem Ausfuhrungsbeispiel aus Gold, mittels aufgebracht eines Aufdampf-Verfahrens .
Auf der Metallschicht 1002 wird eine Photolackschicht aufge- bracht und d e Photolackschicht wird mittels einer MasKe belichtet derart, dass sich nach Entfernen der nicht belichteten Bereiche d e m Fig.10a dargestellte zylmderformige Struktur 1003 auf der Metallschicht 1002 ergibt.
Die zylmderformige Struktur 1003 weist einen Photoresist- Torus 1004 sowie e zylmderformiger Photoresist-R g 1005 auf, die konzentrisch um den Photoresist-Torus 1004 angeord¬ net ist.
Zwischen dem Photoresist-Torus 1004 und dem Photoresist-Ring 1005 wird der Photolack entfernt, beispielsweise mittels Ve- raschens oder nasschemisch.
Durch Einsatz eines Sputterverfahrens wird, wie im Zusammenhang mit dem oben beschriebenen Verfahren zur Herstellung ei- ner Elektrode, mittels eines Redepositionsprozess, eine Metallschicht 1006 um den Photolack-Torus 1004 aufgetragen.
In gleicher Weise bildet sich eine innere Metallschicht 1007 um den Photoresist-Ring 1005 (vgl. Fig.10b).
In einem weiteren Schritt wird das strukturierte Photolack- Material mittels Veraschen oder nasschemisch entfernt, so dass zwei zylinderförmige Elektroden 1008, 1009 gebildet werden.
Das Substrat 1001 wird in einem letzten Schritt so weit entfernt, beispielsweise mittels eines zu dem Elektrodenmaterial selektiven Plasma-Ätzprozesses, dass die Metallisierungen in dem Substrat freigelegt sind und mit den zylmderformigen Elektroden elektrisch koppeln.
Die innere zylinderförmige Elektrode 1008 ist somit mit einem ersten elektrischen Anschluss 1010 elektrisch gekoppelt und die äußere zylinderförmige Elektrode 1009 ist elektrisch ge- koppelt mit einem zweiten elektrischen Anschluss 1011.
Die restliche Metallschicht 1002, die durch das Sputtern zwischen den zylinderför igen Elektroden 1008, 1009 noch nicht entfernt wurde, wird in einem letzten Schritt mittels eines Sputter-Ätzprozesses entfernt. Ebenso wird die Metallschicht 1002 auf diese Weise entfernt. Es ist in diesem Zusammenhang anzumerken, dass auch gemäß diesem Ausfuhrungsbeispiel die Metallisierungen für die elektrischen Anschlüsse 1010, 1011 in dem Substrat 1001 zu Beginn des Verfahrens schon vorgesehen sind.
Fig.11 zeigt eine Draufsicht eines Biosensor-Arrays 1100, in dem zylinderförmige Elektroden 1101, 1102 enthalten sind.
Jede erste Elektrode 1101 weist ein positives elektrisches Potential auf.
Jede zweite Elektrode 1102 des Biosensor-Arrays 1100 weist ein bezüglich der jeweiligen benachbarten ersten Elektrode 1101 negatives elektrisches Potential auf.
Die Elektroden 1101, 1102 sind in Zeilen 1103 und Spalten 1104 angeordnet.
In jeder Zeile 1103 und in jeder Spalte 1104 sind jeweils die ersten Elektroden 1101 und die zweiten Elektroden 1102 alternierend angeordnet, d.h. jeweils unmittelbar neben einer ersten Elektrode 1101 ist in einer Zeile 1103 oder einer Spalte 1104 eine zweite Elektrode 1102 angeordnet und neben einer zweiten Elektrode 1102 ist jeweils in einer Zeile 1103 oder einer Spalte 1104 eine erste Elektrode 1101 angeordnet.
Auf diese Weise ist sichergestellt, dass zwischen den einzelnen Elektroden ein elektrisches Feld erzeugt werden kann mit in Richtung der Höhe der Zylinderelektroden 1101, 1102 im we- sentlichen ungekrümmten Feldlinien.
Auf den Elektroden ist jeweils, wie oben dargestellt, eine große Anzahl DNA-Sondenmoleküle immobilisiert.
Wird nun ein eine zu untersuchende Losung (nicht dargestellt) auf das Biosensor-Array 1100 aufgebracht, so hybridisieren die DNA-Strange mit den auf den Elektroden immobilisierten, dazu komplementären DNA-Sondenmolekulen.
Auf diese Weise kann mittels des oben beschriebenen Redox- Recycling-Vorgangs wiederum die Existenz oder Nicht-Existenz von DNA-Strangen einer vorgegebenen Sequenz m einer zu untersuchenden Losung mittels des Biosensor-Arrays 1100 erfasst werden.
Fig.12 zeigt ein weiteres Ausfuhrungsbeispiel eines Biosensor-Arrays 1200 mit einer Vielzahl quaderformiger Elektroden 1201, 1202.
Die Anordnung der quaderformigen Elektroden 1201, 1202 ist entsprechend der Anordnung der zylmderformigen Elektroden
1201, 1202, wie sie in Fig.12 dargestellt worden ist und oben erläutert wurde.
Fig.13 zeigt eine Elektrodenanordnung eines Biosensorchips 1300 gemäß einem weiteren Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung.
Auf der Isolatorschicht 503 ist die erste Elektrode 501 aufgebracht und mit dem ersten elektrischen Anschluss 504 elektrisch gekoppelt.
Die zweite Elektrode 502 ist ebenfalls auf der Isolatorschicht 503 aufgebracht und mit dem zweiten elektrischen Anschluss 505 elektrisch gekoppelt.
Wie Fig.13 gezeigt ist, weist die zweite Elektrode 502 gemäß diesem Ausfuhrungsbeispiel gegenüber der vorangegangenen beschriebenen zweite Elektrode eine unterschiedliche Form auf.
Die erste Elektrode ist, wie aus Fig.13 ersichtlich, eine
Planarelektrode und die zweite Elektrode ist T-formig ausgestaltet. Jede T-formige zweite Elektrode weist einen ersten Schenkel 1301 auf, der im wesentlichen senkrecht zu der Oberflache 1307 der Isolatorschicht 703 angeordnet.
Weiterhin weist die zweite Elektrode 502 senkrecht zu dem ersten Schenkel 1301 angeordnete zweite Schenkel 1302 auf, die zumindest teilweise über der Oberflache 1303 der jeweiligen ersten Elektrode 501 angeordnet sind.
Wie Fig.13 zu entnehmen ist, sind mehrere erste Elektroden 501 und mehrere zweite Elektroden 502 parallelgeschaltet, so dass sich aufgrund der T-formigen Struktur der zweiten Elektrode 502 em Hohlraum 1304 ausbildet, der gebildet wird durch zwei neben einander angeordnete zweite Elektroden 502, eine erste Elektrode 501 sowie die Isolatorschicht 503.
Die einzelnen ersten und zweiten Elektroden 501, 502 sind mittels der Isolatorschicht 503 voneinander elektrisch ISO- liert.
Zwischen den einzelnen zweiten Schenkeln 1302 der zweiten Elektrode 502 ist für jeden Hohlraum 1304 eine Öffnung 1305 vorgesehen, die ausreichend groß ist, so dass bei Aufbringen eines Elektrolyts 1306 auf den Biosensor 1300 das Elektrolyt und eventuell in der zu untersuchenden Losung 1306, beispielsweise einem Elektrolyt, enthaltene DNA-Strange durch die Öffnung 1305 m den Hohlraum 1304 gelangen können.
Auf Haltebereichen an den ersten und zweiten Elektroden sind DNA-Sondenmolekule 1309 immobilisiert, die mit den entsprechenden zu erfassenden DNA-Strangen vorgegebener Sequenz hybridisieren können.
Wie Fig.13 zu entnehmen ist, bilden sich aufgrund der einander gegenüberliegenden, im wesentlichen parallel zueinander ausgerichteten Oberflachen der zweiten Elektrode 1308 bzw. der ersten Elektrode 1303, an denen die Haltebereiche zum Halten der DNA-Sondenmolekule 1309 vorgesehen sind, bei Anle¬ gen eines elektrischen Feldes zwischen der ersten Elektrode 501 und der zweiten Elektrode 502 im wesentlichen ungekrummte Feldlinien aus.
Fig.14 zeigt einen Biosensor 1400 gemäß einem weiteren Ausfuhrungsbeispiel der Erfindung.
Der Biosensor 1400 gemäß einem weiteren Ausfuhrungsbeispiel entspricht im wesentlichen dem oben erläuterten und in Fig.13 gezeigten Biosensor 1300 mit dem Unterschied, dass an Seiten- wanden des ersten Schenkels 1301 der zweiten Elektrode 502 keine Haltebereiche mit immobilisierten DNA-Sondenmolekulen 1309 vorgesehen sind, sondern dass die Oberflache 1401 der ersten Schenkel 1301 der zweiten Elektrode 502 mit Isolator- material der Isolatorschicht 503 oder einer weiteren isolierenden Schicht bedeckt sind.
Gemäß dem Fig.14 gezeigten Ausfuhrungsbeispiel sind Haltebereiche auf der ersten und auf der zweiten Elektrode 501, 502 demnach lediglich an unmittelbar sich gegenüberliegenden Oberflachen der Elektroden, d.h. an der Oberflache 1402 des zweiten Schenkels der zweiten Elektrode 502, und an der Ober- flache 1403 der ersten Elektrode 501.
In den Fig.15a bis Fig.15g sind einzelne Verfahrensschπtte zum Herstellen der ersten Elektrode 501 und der zweiten Elektrode 502 m den Biosensoren 1300, 1400 dargestellt.
In die Isolatorschicht 503 als Substrat, gemäß dem Ausfuhrungsbeispiel aus Siliziumoxid wird unter Verwendung einer Maskenschicht, beispielsweise aus Photolack, eine Struktur m die Isolatorschicht 503 geatzt, deren Form der zu bildenden ersten Elektrode 501 entspricht. Nach Entfernen der Maskenschicht durch Veraschen oder durch e nasschemisches Verfahren wird ganzflachig eine Schient aus dem gewünschten Elektrodenmaterial auf der Isolatorschicht 503 aufgebracht derart, dass die zuvor geatzte Struk- tur 1501 (vgl. Fig.15a) zumindest vollständig gefüllt ist, wobei die Struktur 1501 auch überfüllt sein kann (vgl. Fig.15b) .
In einem weiteren Schritt wird mittels eines chemisch-mecna- nischen Polierverfahrens (vgl. Fig.15c) das außerhalb der vorgefertigten Struktur 1501 sich befindende Elektrodenmaterial 1502, vorzugsweise Gold, entfernt.
Nach Beendigung des che isch-mecnanischen Polierverfahrens ist somit die erste Elektrode 501 bundig die Isolatorschicht 503 eingebettet.
Elektrodenmaterial 1502 außerhalb, d.h. zwischen den weiteren zweiten Elektroden 502 bzw. zwischen den ersten Elektroden 501 ist restfrei entfernt.
Auf die erste Elektrode 501 kann ferner eine Deckschicht 1503 beispielsweise aus Siliziumnitr d aufgebracht werden mittels eines geeigneten Beschichtungsverfahrens wie beispielsweise einem CVD-Verfahren, einem Sputterverfahren oder einem Aufdampfverfahren (vgl. Fιg.l5d).
Fιg.l5e zeigt mehrere erste Elektroden 1501 aus Gold, die nebeneinander m die Isolatorschicht 503 eingebettet sind und die darauf sich befindende Deckscmcht 1503.
In einem weiteren Schritt (vgl. Fig.lδf) wird auf der Deckschicht 1503 eine zweite Elektrodenschicht 1504 aufgebracht.
Nach erfolgter Strukturierung einer Maskenschicht 1506 aus beipielsweise Siliziumoxid, Siliziumnitrid oder Fotolack, m der die gewünschten Offnungen 1505 zwischen den zweiten Eier.- troden berücksichtigt sind, die aus der zweiten Elektroden¬ schicht 1504 gebildet werden soll, werden die gewünschten Hohlräume 1304 gemäß der in Fig.12 oder Fig.13 dargestellten Biosensoren 1300, 1400 in der zweiten Elektrodenschicht 1504 über der ersten Elektrodenschicht 1502 mit einem isotropen Ätzverfahren gebildet (Trockenätzverfahren, z.B. in einem Downstream-Plasma, oder Nassätzverfahren) (vgl. Fig.15g).
Es ist in diesem Zusammenhang anzumerken, dass die Deck- schicht 1503 nicht unbedingt erforderlich ist, jedoch vorteilhaft ist, um die ersten Elektroden 501 vor Anätzung bei der Bildung des Hohlraums 1304 zu schützen.
In einer alternativen Ausführungsform kann die T-förmige Struktur der zweiten Elektrode 502 gebildet werden, indem nach Bilden der ersten Elektrode 501 gemäß dem oben beschriebenen Verfahren eine weitere Isolatorschicht mittels eines CVD-Verfahrens oder eines anderen geeigneten Beschichtungs- verfahrens auf die erste Isolatorschicht oder, bei Existenz der Deckschicht 1503 auf der Deckschicht 1503 gebildet wird. Anschließend werden in der Deckschicht 1503 entsprechende Gräben gebildet, die zur Aufnahme des ersten Schenkels 1301 der T-förmigen Struktur der zweiten Elektrode 502 dienen. Diese Gräben werden mit dem Elektrodenmaterial Gold gefüllt und gemäß dem Damascene-Verfahren wird mittels eines chemisch-mechanischen Polierens das Elektrodenmaterial entfernt, das sich in dem Graben und oberhalb der zweiten Isolatorschicht gebildet hat, bis auf eine vorgegebene Höhe, die der Höhe der zweiten Schenkel 1302 der T-förmigen zweiten Elek- trode 502 entspricht.
Mittels Photolithographie wird die Öffnung 1305 zwischen den zweiten Elektroden 502 gebildet und anschließend wird das Isolatormaterial mittels eines Trockenätzverfahrens in einem Downstream-Plasma aus dem Volumen, das als Hohlraum 1304 ausgebildet werden soll, zumindest teilweise entfernt. Weiterhin ist darauf hinzuweisen, dass die oben beschriebenen Ausführungsformen nicht auf eine Elektrode beschränkt ist, deren Haltebereich mittels Gold realisiert ist. Es können alternativ Elektroden mit Materialien in den Haltebereichen beschichtet sein, beispielsweise mit Siliziummonoxid oder Siliziumdioxid, die mit den oben dargestellten Amin-, Acetoxy-, Isocyanat-, Alkysilanresten eine kovalente Verbindung bilden können zum immobilisieren von Sondenmolekülen, in dieser Variante insbesondere zum immobilisieren von Liganden.
In diesem Dokument sind folgende Veröffentlichungen zitiert:
[1] R. Hintsche et al . , Microbiosensors Using Electrodes Made in Si-Technology, Frontiers in Bicsensorics, Fundamental Aspects, edited by F. W. Scheller et al., Dirk Hauser Verlag, Basel, S. 267 - 283, 1997
[2] N.L. Thompson, B.C. Lagerholm, Total Internal Reflection Fluoresence: Applications in Cellular Biophysics, Current Opinion in Biotechnology, Vol. 8, S. 58 - 64, 1997
[3] P. Cuatrecasas, Äffinity Chromatography, Annual Revision Biochem, Vol. 40, S. 259 - 278, 1971
[4] P. van Gerwen, Nanoscaled Interdigitated Electrode Arrays for Biochemical Sensors, IEEE, International Conference on Solid-State Sensors and Actuators, Chicago, S.907 - 910, 16. - 19. Juni 1997

Claims

Patentansprüche
1. Verfahren zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren mittels einer Elektrodenanordnung, die eine erste Elektrode und eine zweite Elektrode aufweist, wobei die erste Elektrode mit ersten Molekülen versehen ist, die makromolekulare Biopo¬ lymere eines ersten Typs binden können und wobei die zweite Elektrode mit zweiten Molekülen versehen ist, die makromolekulare Biopolymere eines zweiten Typs binden können, • bei dem eine erste elektrische Messung an den Elektroden durchgeführt wird, wobei bei der elektrischen Messung die ersten Moleküle und/oder die zweiten Moleküle auf den Elektroden vorhanden sind oder nicht,
• bei dem ein Medium mit den Elektroden in Kontakt gebracht wird derart, dass a) für den Fall, dass sich in dem Medium makromolekulare Biopolymere des ersten Typs befinden, sich diese an die ersten Moleküle binden können, b) für den Fall, dass sich in dem Medium makromolekula- re Biopolymere des zweiten Typs befinden, sich diese an die zweiten Moleküle binden können,
• bei dem nicht gebundene erste Moleküle oder zweite Moleküle von der jeweiligen Elektrode entfernt werden,
• bei dem anschließend eine zweite elektrische Messung zwi- sehen den Elektroden durchgeführt wird,
• bei dem abhängig von einem Vergleich der Ergebnisse der zwei elektrische Messungen an den Elektroden die makromolekularen Biopolymere erfasst werden.
2. Verfahren nach Anspruch 1,
• bei dem als makromolekulare Biopolymere Proteine oder Peptide erfasst werden, und
• bei dem als erste und zweite Moleküle Liganden verwendet werden, die die Proteine oder Peptide spezifisch binden können.
3. Verfahren nach Anspruch 2, bei dem nicht gebundene erste Liganden oder zweite Liganden von der jeweiligen Elektrode entfernt werden, indem ein Mate¬ rial mit den Elektroden in Kontakt gebracht wird, das imstan¬ de ist, die chemische Verbindung zwischen dem Ligand und der Elektrode zu hydrolysieren.
4. Verfahren nach Anspruch 3, bei dem das Material, das mit den Elektroden in Kontakt gebracht wird, ein Enzym ist.
5. Verfahren nach Anspruch 4, bei dem das Enzym, das in mit den Elektroden in Kontakt gebracht wird, eine Carboxylester-Hydrolase (Esterase) ist.
6. Verfahren nach Anspruch 1,
• bei dem als makromolekulare Biopolymere eines ersten Typs DNA-Einzelstränge einer vorgegebenen ersten Sequenz erfasst werden sollen,
• bei dem als makromolekulare Biopolymere eines zweiten Typs DNA-Einzelstränge einer vorgegebenen zweiten Sequenz erfasst werden sollen,
• bei dem als erste Moleküle DNA-Sondenmoleküle mit zu der ersten Sequenz komplementärer Sequenz verwendet werden, und • zweite Moleküle DNA-Sondenmoleküle mit zu der zweiten Sequenz komplementärer Sequenz verwendet werden.
7. Verfahren nach Anspruch 6, bei dem nicht gebundene erste DNA Moleküle oder zweite DNA Moleküle von der jeweiligen Elektrode entfernt werden, indem ein Enzym mit Nukieaseaktivität mit den Elektroden in Kontakt gebracht wird.
8. Verfahren nach Anspruch 7, bei dem als Enzym mit Nukieaseaktivität mindestens einer der folgenden Stoffe verwendet wird:
• Nuklease aus Mung-Bohnen, • Nuklease Pl,
• Nuklease Sl, oder
• DNA-Polymerasen, die aufgrund ihrer 5'- 3' Exonukleaseaktivitat oder ihrer
3'-> 5' Exonukleaseaktivitat imstande sind, emzelstrangige DNA abzubauen.
9. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 8, bei dem als Medium ein Elektrolyt verwendet wird.
10. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 9, bei dem bei der ersten elektrischen Messung und der zweiten elektrischen Messung die Kapazität zwischen den Elektroden gemessen wird.
11. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 9, bei dem bei der ersten elektrischen Messung und der zweiten elektrischen Messung der elektrische Widerstand der Elektroden gemessen wird.
12. Verfahren nach einen der Ansprüche 1 bis 11, bei dem bei der ersten elektrischen Messung und der zweiten elektrischen Messung eine I pedanzmessung durchgeführt.
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JP2001573025A JP2003529773A (ja) 2000-03-30 2001-03-29 電極配置を用いた巨大分子生体高分子の検出方法
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Cited By (10)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
DE10155892A1 (de) * 2001-11-14 2003-05-28 Infineon Technologies Ag Verfahren zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren mittels mindestens einer Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren und Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren
WO2003078991A1 (de) * 2002-03-14 2003-09-25 Infineon Technologies Ag Vertikal-impedanz-sensor-anordnung und verfahren zum herstellen einer vertikal-impedanz-sensor-anordnung
DE10228125A1 (de) * 2002-06-24 2004-01-22 Infineon Technologies Ag Biosensor-Array und Verfahren zum Betreiben eines Biosensor-Arrays
DE10228124A1 (de) * 2002-06-24 2004-01-29 Infineon Technologies Ag Biosensor-Array und Verfahren zum Betreiben eines Biosensor-Arrays
WO2003102602A3 (de) * 2002-06-03 2004-02-26 Infineon Technologies Ag Dna-sensoranordnung und verfahren zur impedanzmessung an einer dna sensoranordnung
WO2004003538A3 (de) * 2002-06-28 2004-04-22 November Ag Molekulare Medizin Multi-elektroden anordnung zur detektion eines analyten
WO2006002617A1 (de) 2004-06-30 2006-01-12 Siemens Aktiengesellschaft Planar-sensor-anordnung, sensor-array und verfahren zum herstellen einer planar-sensor-anordnung
US7413859B2 (en) 2001-11-14 2008-08-19 Siemens Aktiengesellschaft Method and biosensors for detecting macromolecular biopolymers
EP1581810A4 (de) * 2002-12-31 2008-12-31 Univ Oregon Health & Science Einrichtungen und verfahren zur direkten elektrischen detektion von molekülen und molekül-molekül-wechselwirkungen
US8702921B2 (en) 2002-06-24 2014-04-22 Siemens Aktiengesellschaft Biosensors array and method for operating a biosensor array

Families Citing this family (8)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US20050100938A1 (en) * 2002-03-14 2005-05-12 Infineon Technologies Ag Vertical impedance sensor arrangement and method for producing a vertical impedance sensor arrangement
DE10259821B4 (de) * 2002-12-19 2006-03-09 Siemens Ag Bio-Chip
DE102004031370B4 (de) * 2004-06-29 2022-03-24 Siemens Aktiengesellschaft Vorrichtung und Verfahren zur Emulation einer Gegenelektrode in einem monolithisch integrierten elektrochemischen Analysesystem
DE102004045210A1 (de) * 2004-09-17 2006-04-06 Infineon Technologies Ag Sensor-Anordnung und Verfahren zum Ermitteln eines Sensorereignisses
JP4779468B2 (ja) * 2005-07-01 2011-09-28 ソニー株式会社 相互作用検出部、バイオアッセイ用基板、及びそれらに係わる方法
AT503742B8 (de) 2006-05-15 2011-08-15 Arc Austrian Res Centers Gmbh Elektronische biosensoranordnung
DE102007003161B4 (de) * 2007-01-22 2018-02-15 Intel Deutschland Gmbh Konfigurierbare Fernbedienung und entsprechende Verfahren zur Konfigurierung
US8834794B2 (en) * 2010-11-22 2014-09-16 Mehdi M Yazdanpanah Apparatus and methods for detection of tumor cells in blood

Family Cites Families (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO1991005261A1 (en) * 1989-10-04 1991-04-18 E.I. Du Pont De Nemours And Company Assay method for biological target complexes on the surface of a biosensor
US5391272A (en) * 1992-03-06 1995-02-21 Andcare, Inc. Electrochemical immunoassay methods
US5606662A (en) * 1995-03-24 1997-02-25 Advanced Micro Devices, Inc. Auto DRAM parity enable/disable mechanism
EP0859229A1 (de) * 1997-02-10 1998-08-19 Gist-Brocades B.V. Nachweis von Analyten unter Verwendung von Elektrochemie
EP0962773A1 (de) * 1998-06-03 1999-12-08 Mark Howard Jones Prüfverfahren, Vorrichtung und Markierungsmittel basierend auf Elektrochemie
US6824669B1 (en) * 2000-02-17 2004-11-30 Motorola, Inc. Protein and peptide sensors using electrical detection methods

Cited By (16)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
DE10155892A1 (de) * 2001-11-14 2003-05-28 Infineon Technologies Ag Verfahren zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren mittels mindestens einer Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren und Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren
US7413859B2 (en) 2001-11-14 2008-08-19 Siemens Aktiengesellschaft Method and biosensors for detecting macromolecular biopolymers
DE10211358B4 (de) * 2002-03-14 2006-10-26 Siemens Ag Vertikal-Impedanz-Sensor-Anordnung und Verfahren zum Herstellen einer Vertikal-Impedanz-Sensor-Anordnung
WO2003078991A1 (de) * 2002-03-14 2003-09-25 Infineon Technologies Ag Vertikal-impedanz-sensor-anordnung und verfahren zum herstellen einer vertikal-impedanz-sensor-anordnung
DE10211358A1 (de) * 2002-03-14 2003-10-02 Infineon Technologies Ag Vertikal-Impedanz-Sensor-Anordnung und Verfahren zum Herstellen einer Vertikal-Impedanz-Sensor-Anordnung
US7756560B2 (en) 2002-06-03 2010-07-13 Siemens Aktiengesellschaft Sensor arrangement and method for operating a sensor arrangement
WO2003102602A3 (de) * 2002-06-03 2004-02-26 Infineon Technologies Ag Dna-sensoranordnung und verfahren zur impedanzmessung an einer dna sensoranordnung
DE10224567B4 (de) * 2002-06-03 2014-10-23 Boehringer Ingelheim Vetmedica Gmbh Sensor-Anordnung und Verfahren zum Betreiben einer Sensor-Anordnung
DE10228124A1 (de) * 2002-06-24 2004-01-29 Infineon Technologies Ag Biosensor-Array und Verfahren zum Betreiben eines Biosensor-Arrays
DE10228125A1 (de) * 2002-06-24 2004-01-22 Infineon Technologies Ag Biosensor-Array und Verfahren zum Betreiben eines Biosensor-Arrays
US8702921B2 (en) 2002-06-24 2014-04-22 Siemens Aktiengesellschaft Biosensors array and method for operating a biosensor array
WO2004003538A3 (de) * 2002-06-28 2004-04-22 November Ag Molekulare Medizin Multi-elektroden anordnung zur detektion eines analyten
EP1581810A4 (de) * 2002-12-31 2008-12-31 Univ Oregon Health & Science Einrichtungen und verfahren zur direkten elektrischen detektion von molekülen und molekül-molekül-wechselwirkungen
US7732140B2 (en) 2002-12-31 2010-06-08 Oregon Health & Sciences University Method for direct electrical detection of molecules and molecule-molecule interactions
WO2006002617A1 (de) 2004-06-30 2006-01-12 Siemens Aktiengesellschaft Planar-sensor-anordnung, sensor-array und verfahren zum herstellen einer planar-sensor-anordnung
EP1761762B1 (de) * 2004-06-30 2012-01-04 Siemens Aktiengesellschaft Planar-sensor-anordnung, sensor-array und verfahren zum herstellen einer planar-sensor-anordnung

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Publication number Publication date
JP2003529773A (ja) 2003-10-07
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