MX2008013708A - Inulina de cadena muy larga. - Google Patents

Abstract

La invención se refiere a una insulina de cadena larga y a su preparación a partir de raíces de alcachofas, a su uso en productos alimenticios y en preparaciones cosméticas y a productos alimenticios y preparaciones cosméticas que contiene la inulina de cadena larga.

Description

I ULINA DE CADENA MUY LARGA DESCRIPCION DE LA INVENCION La invención se refiere a una inulina de cadena especialmente larga y a su preparación a partir de raices de alcachofas, a su uso en productos alimenticios y en preparaciones cosméticos y a productos alimenticios y preparaciones cosméticas que contienen la inulina de cadena especialmente larga. En las últimas décadas aumentó en gran medida la demanda por productos alimenticios que contienen menor contenido graso y más materias primas naturales. Ya se han propuesto muchas sustancias como sustituyentes de grasas, tales como los productos sobre la base de carbohidratos o proteina o sustancias sintéticas sustituyentes de grasas como ácidos grasos de poliéster de azúcar. Sin embargo, éstos en todos los casos presentan desventajas como una reducida estabilidad al calor, una sensación desagradable en el paladar o una influencia no deseada sobre el ser humano o el medio ambiente . Ya desde hace un tiempo prolongado se sabe que la inulina es apropiada para el uso en productos alimenticios. La inulina tiene un reducido valor energético disponible para los humanos y de este modo el uso de la inulina como sustituyente de las grasas asegura una importante reducción del valor de calorías del producto final. Además, la inulina se utiliza Ref. 196195 como agregado prebiótico y agente de volumen en los productos alimenticios . La inulina es un polisacárido que pertenece al grupo de los fructanos. Está compuesta por una cadena de moléculas de fructosa con uniones beta-2-1, y esta cadena puede contener en un extremo una unidad de alfa-D-glucosa en su extremo reductor. La inulina existe en cantidades extraibles económicamente en varias plantas como, por ejemplo, en raices de achicoria, en alcachofa de Jerusalén y en bulbos de dalias. Las longitudes de cadena medias de las distintas inulinas y sus propiedades fisicoquímicas son diferentes de una especie de planta a otra. Las inulinas empleadas hasta ahora en el área alimenticia no presentan propiedades totalmente satisfactorias respecto de sus propiedades de procesamiento como, por ejemplo, la viscosidad en la forma pastosa-acuosa , la estabilidad térmica y la estabilidad a ácidos, la emulsionabilidad y la capacidad de aglutinarse con agua. Además existe una necesidad de inulinas con mejoradas propiedades de fermentación y un mayor efecto prebiótico . Otra dificultad radica en que al extraer inulina con agua caliente del tejido de las plantas el extracto contiene además del polímero de inulina en bruto también monosacáridos como glucosa y fructosa, disacáridos como sacarosa y fructooligosacáridos (DP 3-10). Estos subproductos accesorios (mono- y disacáridos, fructooligosacáridos (DP 3-10) pueden interferir en el posterior procesamiento de la inulina. Por ejemplo, los mono- y disacáridos son indeseables en la preparación de productos alimenticios dietéticos. En determinadas aplicaciones en el área de los productos alimenticios interfiere el sabor dulce de los mono- y disacáridos y fructooligosacáridos (DP 3-10). Los fructooligosacáridos (DP 3-10), debido a su higroscopicidad o pegajosidad, pueden interferir en gran medida con el uso de inulina en bruto en productos alimenticios tanto durante el procesamiento y durante el almacenamiento. Durante el procesamiento posterior de la inulina en bruto, por ejemplo mediante derivatización química, los mono- y disacáridos y fructooligosacáridos (DP 3-10) pueden conducir a mezclas indefinidas de productos los que no permiten su purificación o sólo se pueden purificar con métodos de elevado costo. Además, una elevada proporción de azúcares reductores tiene la desventaja que en los procesos térmicos en la presencia de compuestos amino pueden haber reacciones doradoras indeseables, la formación de sabores fuera de sitio y la producción de acrilamida (reacción de Maillard) . La presente invención se basa en el objetivo de proveer una inulina con la cual es posible solucionar los problemas previamente definidos.

La intención es lograr especialmente propiedades ventajosas de procesamiento para aplicaciones en la cosmética y en la industria alimenticia. Son ejemplos de ello un comportamiento ventajoso de viscosidad, una elevada estabilidad térmica y estabilidad a los ácidos, una buena emulsionabilidad y una elevada capacidad de aglutinarse con agua . Un problema al que se enfocó la invención fue proveer adicionalmente una inulina que tenga mejorado propiedades de fermentación y mejoradas efecto prebiótico para aplicaciones en productos alimenticios. Finalmente, fue deseable proveer una inulina la cual, en comparación con la inulina en bruto, presenta un contenido reducido de mono- y disacáridos y de fructooligosacáridos (DP 3-10). Los objetivos anteriores se cumplen mediante la disposición de las modalidades indicadas en las reivindicaciones . La presente invención se refiere a una inulina la cual tiene un grado medio de polimerización DPW de entre 65 y 81, de preferencia entre 65 y 79, de mayor preferencia entre 66 y 78, de especial preferencia entre 66 y 76 y aún con mayor preferencia entre 66 y 74 y con máxima preferencia entre 66 y 73. En relación a ello y con la presente invención, el concepto "entre" también pretende incluir los limites numéricos respectivamente indicados. El concepto "inulina" pretende entenderse en relación con la presente invención un polifructano el cual se compone de una cadena de moléculas de fructosa con uniones beta-2-1. De preferencia esta cadena contiene en su extremo una unidad reductora de alfa-D-glucosa . En relación con la presente invención, el concepto "grado medio de polimerización DPW" (peso DP promedio) significa el cociente del peso promedio de masa molecular Mw y la masa molecular del monómero M0. El peso promedio de masa molecular Mw resulta de ? iMx2 Mw = ? NiMi donde Ni es el número de moléculas con la masa molecular Mi. El "grado medio de polimerización DPW" se determina en relación con la presente invención de preferencia según el método de "cromatografía de permeación de gel con detección de la difusión de luz y el índice de refracción (sistema GPC-RI-MALLS)" que se describe a continuación en la misma. La inulina de la invención presenta, en comparación con las inulinas que se describen en la técnica anterior, la sorprendente ventaja de que con ellas pueden elaborarse cremas que presentan una estabilidad extraordinariamente elevada frente al tratamiento de calor o tratamiento ácido, de modo que por ejemplo son más apropiadas para determinadas aplicaciones industriales o aplicaciones en la industria de la cosmética y/o de los productos alimenticios. Además, las cremas que contienen la inulina de la invención presentan una estabilidad inesperadamente elevada frente a fuerzas de cizallamiento . La inulina de la invención por lo tanto presenta la ventaja adicional, respecto de las inulinas usuales, que permite una mejor elaboración en procesos industriales en los cuales actúan grandes fuerzas de cizallamiento . La inulina de la invención se caracteriza adicionalmente por presentar propiedades de viscosidad especialmente apropiadas y una elevada fuerza de gel y una muy reducida solubilidad, lo que es una ventaja para los usos en productos alimenticios. Además, la inulina según la invención presenta cualidades sorprendentemente buenas como sustituto de grasa en productos alimenticios con excelentes cualidades sensoriales en la boca. La inulina de la invención asimismo muestra en comparación con los productos utilizados antiguamente una fermentación más lenta, lo que es ventajoso para la prevención de enfermedades en la parte posterior del intestino grueso. La fermentación más lenta es acompañada de una reducida formación de gases en el intestino, en especial de hidrógeno. La inulina de la invención además posee respecto de los productos utilizados hasta el momento un mayor efecto prebiótico. En especial, la inulina de la invención estimula de modo ventajoso la generación de bacterias bifidas con una simultánea reducción de bacterias no deseadas y/o bacterias patógenas. Por lo tanto la inulina de la invención es apropiada para su uso en productos alimenticios y/o medicamentos para la prevención y el tratamiento de trastornos del funcionamiento intestinal y de enfermedades, en especial en el intestino grueso posterior. Finalmente, la inulina de la invención también le brinda a diferentes productos alimenticios ventajosas propiedades de uso como, por ejemplo, incrementar la viscosidad, emulsionabilidad, capacidad de aglutinarse con agua y formación de grumos. A los productos horneados la inulina de la invención les concede cualidades de horneado sorprendentemente mejoradas e incrementa el aprovechamiento de la masa. La inulina de la invención es por otra parte un medio efectivo para la modificación de sabor y la estabilización de la espuma. En otra modalidad, la inulina de la invención tiene un contenido de fructooligosacáridos (oligofructanos ) con un DP de 3 a 10 el cual es inferior al 3%, de preferencia menor al 1.5%, de especial preferencia menor al 0.7%, de preferencia muy especial menor al 0.3%. En otra modalidad, la inulina de la invención tiene un contenido de glucosa inferior al 2%, de preferencia menor del 1%, de especial preferencia menor del 0,5%, de preferencia muy especial menor del 0.2%, y de máxima preferencia menor a 0.1%. En otra modalidad, la inulina de la invención tiene un contenido de fructosa inferior al 2.5%, de preferencia menor del 1.5%, de especial preferencia menor del 1.0%, de preferencia muy especial menor del 0.3% y de máxima preferencia menor a 0.15%. En otra modalidad, la inulina de la invención tiene un contenido de sacarosa inferior al 2%, de preferencia menor al 1%, de especial preferencia menor al 0.5%, de preferencia muy especial menor al 0.3%, y de máxima preferencia menor a 0.1%. En una modalidad la cual es especialmente ventajosa para aplicaciones en productos alimenticios de la inulina de la invención, el contenido de mono- y disacáridos es inferior a 0.5%. Todos los valores porcentuales son, salvo indicación de lo contrario, porcentajes por peso basados en el peso total en seco de inulina y otras sustancias. "Otras sustancias" son todas las sustancias en la mezcla seca que son diferentes de la inulina.

El contenido de fructosa, glucosa y sacarosa se determina en relación con la presente invención según el método óptico enzimático que se describe a continuación (métodos generales: "determinación de azúcar"). En otra modalidad, que puede incluir las modalidades anteriores, la inulina de la invención presenta un peso promedio de masa molecular Mw de entre 10,500 g/moles y 13,150 g/moles, de preferencia entre 10,500 y 12,800 g/moles, de especial preferencia entre 10,650 g/moles y 12,650 g/moles, de mayor preferencia entre 10,650 g/moles y 12,350 g/moles, y de máxima de preferencia entre 10,650 g/moles y 12,000 g/mol. El peso promedio de masa molecular Mw se determina en relación con la presente invención de preferencia según el método de "cromatografía de permeacion de gel con detección de la difusión de luz y el índice de refracción (sistema GPC-RI-MALLS)" que se describe a continuación en la misma. En otra modalidad, que puede incluir las modalidades anteriores, la inulina de la invención tiene en la medición con cromatografía de permeacion de gel (GPC) presenta un grado medio de polimerización DPn (GPC) de entre 54 y 75, preferentemente entre 54 y 72, de mayor preferencia entre 57 y 71, de especial preferencia entre 60 y 71. El "grado medio de polimerización DPn" se determina en relación con la presente invención de preferencia según el método de "cromatografía de permeacion de gel con detección de la difusión de luz y el índice de refracción (sistema GPC-RI- MALLS)" que se describe a continuación en la misma. En relación con la presente invención, se entiende por el concepto "grado medio de polimerización DPn" (significa número DP) el cociente del número promedio de masa molecular Mn y la masa molecular del monómero enlazado M0 (anhidrofructosa = 162 g/moles) . El número promedio de masa molecular Mn resulta de ? NÍMÍ, MN = ? Ni , donde Ni es el número de moléculas que tiene la masa molecular Mi. En otra modalidad, que puede incluir las modalidades anteriores, la inulina de la invención presenta una distribución de peso molecular en el intervalo de 650 a 48000, de mayor preferencia 970 a 40000 g/moles, de mayor preferencia aún 1300 g/moles a 34000 g/moles y de máxima preferencia de 4000 g/moles a 26800 g/moles. En aún otra modalidad, que puede incluir las modalidades anteriores, la inulina de la invención muestra una masa total de moléculas de inulina que tienen un peso molecular de < 10000 g/moles en base a la masa total de todas las moléculas de inulina es de 25-40% y una masa total de moléculas de inulina con un peso molecular de > 20000 g/moles en base a la masa total de todas las moléculas de inulina es de 5-20%. Es de mayor preferencia para la masa total de moléculas de inulina con un peso molecular de < 10000 g/moles en base a la masa total de todas las moléculas de inulina sea 30-36% y la masa total de moléculas de inulina con un peso molecular de > 20000 g/moles en base a la masa total de todas las moléculas de inulina sea 9-15%. La distribución del peso molecular se determina en relación con la presente invención preferentemente según el método de "Cromatografía de permeacion de gel con detección de la difusión de luz y el índice de refracción (sistema GPC-RI-MALLS) " que se describe a continuación en la misma. En una modalidad de la inulina de la invención con propiedades especialmente ventajosas, el grado de ramificación es de 0.5- 2.0% de moles, de mayor preferencia 0.7 - 2.0% de moles, de mayor preferencia aún 0.9 a 2.0% de moles y de máxima preferencia 1.1 a 2.0% de moles. El grado de ramificación se define aquí como la cantidad porcentual de monómeros de fructosa con uniones beta-2-1 con punto de ramificación adicional en la posición 6 del monómero de fructosa (también abreviado a continuación en la misma como "2-1,6-") en base a la cantidad total de todos los monómeros de inulina medidos en una muestra de la inulina de la invención con pesos moleculares distribuidos en forma aleatoria. En su posición 6, un monómero de fructosa "2-1,6-" dentro de una cadena de polifructosa está enlazado a otra cadena de polifructosa, que consiste en al menos dos monómeros de fructosa enlazados en beta-2-1, o a un único monómero de fructosa. El término "punto de ramificación" designa una posición de un monómero de fructosa, dentro de una cadena de polifructosa , a la cual se enlaza otra cadena de polifructosa que consiste en al menos dos monómeros de fructosa enlazados en beta-2-1, o a un único monómero de fructosa. El grado de ramificación se determina por el método del análisis de metilación estándar o de modo alternativo por el método de la degradación reductiva luego de la metilación. Ambos métodos se describen en forma detallada en los ejemplos adjuntos. Una modalidad de la inulina de la invención la cual es especialmente ventajosa en sus propiedades y que puede incluir las modalidades que se describieron anteriormente tiene una distribución especialmente estrecha del peso molecular expresada por el cociente entre la media de peso del grado de polimerización y el número medio del grado de polimerización DPw/DPn. Esta cantidad también se denomina índice de polidispersión . En una modalidad preferida, el cociente DPw/DPn es inferior a 1.25, en una modalidad de mayor preferencia es inferior a 1.20, en una modalidad de mayor preferencia aún es inferior a 1.15 y en la modalidad de máxima preferencia es inferior a 1.10. Los valores para DPw y DPn se determinan en esta concentración según el método "cromatografía de permeación de gel con detección de la difusión de luz y el índice de refracción (sistema GPC-RI-MALLS)" que se describe a continuación en la misma. El peso molecular de un monómero para las conversiones se fija a 162 g/moles . La presente invención se refiere también a una pasta acuosa de la inulina de la invención que puede obtenerse al dispersar la inulina en agua, se somete la dispersión resultante a ci zallamiento hasta su homogeneización, el producto obtenido de este modo se almacena durante 12 - 24 h a 4-15°C y, luego del acondicionamiento a temperatura ambiente, agitando para obtener una pasta homogénea. Una pasta preferida contiene agua y 1 - 40% en peso, de mayor preferencia 1 - 35% en peso, aún con mayor preferencia 1 - 30% en peso, todavía con mayor preferencia 2 - 25% en peso, aún con mayor preferencia 2 - 20% en peso, y de especial preferencia 10 -20% en peso de inulina en base al peso total de la pasta. De acuerdo con la invención el término "pasta" es equivalente a una suspensión de inulina cristalina y/o amorfa. En consecuencia, el término "pasta acuosa" debe entenderse como una suspensión de inulina cristalina y/o amorfa en fase acuosa. La fase acuosa se basa en agua la cual puede contener adicionalmente sustancias disueltas o suspendidas, tales como sales, otros carbohidratos, proteínas, aminoácidos. En una modalidad ventajosa la inulina en la pasta es una inulina secada por aspersión, es decir, una inulina la cual se secó por aspersión antes de formar la pasta. La pasta descrita anteriormente se puede utilizar como componente en sistemas acuosos. Los sistemas acuosos preferidos son productos alimenticios en base acuosa y cosméticos, en donde el término "producto alimenticio" se define en otras partes de la presente descripción. Ejemplos de productos alimenticios preferidos se mencionan también en otras partes de la presente descripción. En productos alimenticios y cosméticos, de acuerdo con la invención una pasta se puede utilizar como un componente que imparte estructura, un agente espesante, un agente para la textura, un agente mejorador de la estabilidad o un agente que crea viscosidad, en donde la pasta en esta conexión puede cumplir una o más de las funciones mencionadas anteriormente. En los productos alimenticios, de acuerdo con la invención una pasta además se puede utilizar como un sustituto de grasas, un sustituto del aceite, un agente prebiótico y/o un componente de fibra dietética, en donde la pasta en esta conexión puede cumplir una o más de las funciones antes mencionadas. El uso más preferido es el uso en la forma de un sustituto de aceite o grasa. Los productos alimenticios más preferidos en donde de acuerdo con la invención se utiliza una pasta como componente, son productos lácteos, tales como yogurt, yogurt bebible, crema, créme fraiche, cuajada, manteca, leche, especialmente leche descremada, suero de la leche, leche agria, kéfir, queso, tales como queso crema, queso blando, queso en rebanadas, queso duro, suero, leche en polvo, bebidas a base de leche. La inulina de la invención muestra una estabilidad al ácido sorprendentemente elevada. En especial, una pasta acuosa de la inulina de la invención muestra una elevada estabilidad al ácido. Asimismo es excepcional la estabilidad al ci zallamiento de una pasta acuosa de inulina según la invención en comparación con los productos comerciales accesibles. La inulina de la invención es distinguible de otras, inulinas comerciales accesibles por una sorprendente alta resistencia del gel. Las resistencias del gel de 4 - 100 N, con mayor ventaja 10 - 100 N, aún con mayor ventaja 20 - 100 N y con máxima ventaja 40 - 100 N, se obtienen a con una concentración de 1 - 35% (p/p) , con mayor preferencia 1 - 30% (p/p) , aún con mayor preferencia 2 - 25% (p/p) , todavía con mayor preferencia 2 - 20% (p/p) , con máxima preferencia aproximadamente 20% (p/p) de la inulina de la invención en agua cuando se disuelve la inulina a 90°C y luego se almacena durante un período de 24 h a temperatura ambiente (23°C) . Las elevadas resistencia del gel como se indicó previamente se pueden obtener particularmente bien con inulinas de la invención que se secan por aspersión y luego se emplean para la formación de gel. Los geles obtenidos de esta forma muestran un carácter particulado (geles de partículas). El método de medición para determinar la resistencia del gel se describe en detalle en la parte de los ejemplos (formación de estructuras por inulinas después de calentar en agua) . La presente invención se refiere en un aspecto más a un procedimiento para la obtención de inulina, en el que a) se trituran las raíces de alcachofas b) por el tratamiento de las raíces trituradas con agua se obtiene un extracto, c) se eliminan los componentes colorantes del extracto obtenido, d) se precipita la inulina a partir del extracto, e) se vuelve a precipitar la inulina al menos una vez . El procedimiento es especialmente adecuado para la obtención de las inulinas de la invención que se describieron previamente, pero sin limitarse a éstas. Como material de partida se utilizan raíces de alcachofas, pero el procedimiento no se limita a una determinada especie. Ventajosamente previo a la trituración se eliminan los contaminantes adheridos a las raíces, por ejemplo mediante un lavado intensivo con agua con un limpiador de alta presión. Se puede efectuar ventajosamente el lavado de las raíces en un estado congelado profundo a fin de minimizar la pérdida de masa del material de raíz.

En caso necesario, las raíces son en primer lugar trituradas toscamente, por ejemplo por picado. Para el triturado posterior se prefieren trituradoras. El producto obtenido es material de raíces triturado en forma de trozos fibrosos. En la modalidad más ventajosa del proceso, se utilizan raíces de alcachofas con las siguientes características: raíces maduras con respecto a la formación de masa seca e inulina. El grado de maduración se puede establecer a partir de la relación del contenido de inulina y el contenido de materia seca y la proporción del contenido de fructosa y el contenido de inulina. El contenido de inulina está preferentemente en el intervalo de 30 - 70% en peso, con mayor preferencia 40 - 65% en peso, aún con mayor preferencia 50 - 60% en peso, en base al peso total de la masa seca de raíces, y la proporción fructosa/inulina está preferentemente en el intervalo de 3 - 24% en peso, con mayor preferencia 3 -12% en peso, con máxima preferencia inferior a 6% en peso. El contenido de masa seca de las raíces de alcachofas limpias es preferentemente 20 - 50% en peso, con mayor preferencia 30 -40% en peso, con mayor preferencia 30 - 35% en peso, en base al peso total de las raíces limpias. En el caso que las raíces de alcachofas deban almacenarse antes de usarlas en el proceso de la presente invención, las raíces deberían conservarse de modo de prevenir la contaminación microbiana, pudrición o disminución del peso molecular de la inulina debido a la degradación enzimática. Los métodos preferidos para la conservación de las raices son congelamiento o secado por aire caliente de las raices trituradas para almacenamiento. Luego de la trituración, el material de raices trituradas se extrae con agua, preferentemente a una temperatura de 60°C a 95°C, de máxima preferencia de 80 -95°C. La extracción se realiza preferentemente en un intervalo de pH neutral hasta levemente alcalino. Una temperatura de como mínimo 60°C a un valor de pH de 7 - 9 es ventajosa porque de ese modo se suprime la hidrólisis enzimática y ácida. La concentración del material de raíces triturado en el agua es preferentemente a 10-40% en peso, con mayor preferencia 20-30% en peso, medido como peso fresco de raíces en base al peso total de la mezcla de extracción. De preferencia se establece una proporción entre la masa seca del material triturado utilizado y el agua como medio de extracción lo cual conduce a un contenido de masa seca en el extracto de 8 - 12% en peso y un contenido de inulina de más de 6% en peso, preferentemente 6 - 8% en peso, basado en el peso del extracto. Una elección adecuada correspondiente de las condiciones de extracción, tal como la proporción del agua y el peso de la raíz, pueden conducir a una transferencia de 80 - 90% en peso de la inulina presente en las raíces dentro del extracto. Las condiciones antes mencionadas son adecuadas para lograr una cristalización favorable y un rendimiento elevado de la inulina del extracto, basado en la observación que la inulina de elevado peso molecular se cristaliza a partir del extracto aún con una concentración tan baja como del 5% en peso, basado en el peso del extracto. El equipamiento de extracción no está especialmente limitado, y pueden aplicarse las técnicas convencionales de extracción para material de plantas. De máxima preferencia según la invención que la extracción se lleve a cabo en un extractor con calefacción en el revestimiento exterior con agitador. En otra modalidad muy preferida se utiliza un barril de separación que puede calentarse como extractor por agitación. De este modo, la extracción de la inulina de las raíces se combina con la separación del extracto de los trozos gastados por filtración, como se describe a continuación. El tiempo de extracción luego de equilibrar la mezcla de raíces-agua es preferentemente de 30 min - 4 horas, preferentemente 1-2 horas. Después de ese tiempo, se separa el extracto de los trozos gastados, por ejemplo mediante bombeo o clarificación o filtración . Después de separar el extracto de los trozos gastados, donde se aplique, pueden permanecer material fibroso y fragmentos de plantas como materiales suspendidos en el extracto. Si están presentes, estos materiales suspendidos son asimismo eliminados del extracto. En esta variante del procedimiento, de este modo luego del paso b) del procedimiento, previo al paso c) , por un paso en el cual son eliminados del extracto los materiales suspendidos, que principalmente se componente de fibras. El especialista decidirá en cada caso las cantidades de materiales suspendidos aceptables y si debe efectuarse una eliminación. La eliminación de los materiales suspendidos puede efectuarse mediante las técnicas convencionales de separación, tales como centrifugación o filtración. Resultó especialmente adecuado un separador de eliminación de sedimentos. También puede usarse una criba o filtro con fineza adecuada. En una modalidad muy preferida, el material suspendido puede filtrarse utilizando los trozos gastados como un material de filtro. En esta modalidad los trozos gastados se precipitan en el fondo del recipiente de extracción equipado con un colador en el fondo, como un barril de separación. El colador es preferentemente un colador con hendidura. Los trozos gastados precipitados se utilizan como un lecho de filtración a través del cual fluye el extracto. Al utilizar esta técnica una eliminación casi cuantitativa del material suspendido es posible sin utilizar otros pasos de filtración antes de refinar o clarificar adicionalmente el extracto o cristalizar la inulina.

Los extractos están coloreados debido a sus contenidos de componentes colorantes y la materia colorida suspendida en forma coloidal. Los componentes colorantes se componen, entre otros, de taninos y flavanoides y por lo general le brindan una coloración amarilla o amarillo cafecito y/o cafecito oscuro en el extracto. Las inulinas que pueden obtenerse directamente de tales extractos no cumplen con los requisitos deseados relacionados con un color neutral. Por lo tanto es necesario eliminar los componentes colorantes del extracto en el paso c) del procedimiento. El paso c) de procedimiento de la invención para la eliminación de componentes colorantes de extractos de plantas es por lo general también conocido como decoloración, clarificación o "aclaramiento" de extractos de plantas. Estos conceptos son equivalentes en el contexto de la presente invención. El aclaramiento puede realizarse según la invención mediante el agregado de cal y la posterior carbonación (agregado de C02) . El procedimiento del agregado de cal se conoce de la técnica anterior y se usa por ejemplo para obtener sacarosa de remolachas azucareras. En un procedimiento de aclaramiento alternativo, se elimina los componentes interferentes usando un intercambiador iónico. En una modalidad especialmente ventajosa del procedimiento, se eliminan los componentes colorantes en el paso c) al i) mezclar al extracto de planta iones de magnesio ( g2+) , ii) mezclar al extracto de planta al menos un componente alcalino, iii) formar un precipitado, y iv) eliminar el precipitado el cual se formó del extracto de una planta. Los pasos i) - iv) en esta particular variante preferida son pasos inferiores del paso del procedimiento c) . Esta variante de procedimiento sorprendentemente posibilita respecto al procedimiento de aclaramiento con cal una decoloración más efectiva del extracto. Además, los auxiliares utilizados, las sales de magnesio y los álcalis, son de bajo costo. El procedimiento de ese modo es de menor costo que el uso de un intercambiador iónico. También el consumo de tiempo y equipo al realizar este paso del procedimiento es especialmente reducido. Finalmente, mediante este tipo de aclaramiento también de forma simultánea se eliminan materiales causando turbiedad del extracto. Al extracto de planta acuoso se dosifican según la invención iones de magnesio (Mg2+) . En una variante del paso i) es posible adicionar al extracto de planta una solución acuosa de una sal de magnesio. En una adicional variante de mayor preferencia, se agrega directamente al extracto de planta una sal de magnesio en forma sólida y se disuelven en el mismo. Si se agrega una sal de magnesio, preferentemente es una sal la cual es muy fácilmente soluble en agua, debido a su elevado producto de solubilidad. Las sales de magnesio especialmente apropiadas se seleccionaron entre cloruro de magnesio, sulfato de magnesio, nitrato de magnesio, sales de magnesio de ácidos grasos bajos como el acetato y el propionato de magnesio, y sus mezclas. Se entiende por componente alcalino en ii) según la invención un componente que contiene iones de hidróxido (OH") o luego de combinarse con el extracto de planta forma iones de hidróxido en el extracto. El componente alcalino puede ser liquido, sólido o gaseoso. De preferencia se utiliza un componente alcalino liquido. Al agregar iones de magnesio y un componente alcalino como se describe en los pasos i) y ii) del procedimiento, se forma un precipitado debido a una reacción de precipitación. Los pasos i) y ii) en el contexto del presente procedimiento pueden realizarse en principio de forma simultánea, en especial si en el paso i) se utiliza una solución de iones de magnesio y en el paso ii) se utiliza un liquido alcalino. Sin embargo, es de preferencia realizar primero el paso del procedimiento i) y a continuación el paso ü) - Es ventajoso para el paso de procedimiento c) que tanto los iones de magnesio y el componente alcalino se distribuyan del modo más homogéneo posible en el extracto para que también la reacción de precipitación en el extracto sea homogénea y lo más cuantitativa posible. Por lo tanto se prefiere utilizar como componente alcalino líquidos alcalinos acuosos como, por ejemplo, soluciones alcalinas o suspensiones alcalinas las cuales pueden mezclarse en forma rápida y homogénea en el extracto de planta. Una solución o suspensión alcalina contiene según la invención iones de hidróxido (OH") o forma estos después de combinarse con el extracto de planta. En una variante de procedimiento muy preferida, primero en el paso i) se disuelve en forma homogénea una sal de magnesio en el extracto. A continuación, en se agrega en el paso ii) una solución o suspensión alcalina acuosa. En una modalidad, el componente alcalino es una solución o suspensión acuosa de un hidróxido de metal alcalino o de metal alcalinotérreo . El hidróxido se selecciona preferentemente de los hidróxidos de los metales alcalinos o metales alcalinotérreos , como el hidróxido de litio, hidróxido de sodio, hidróxido de potasio, hidróxido de calcio e hidróxido de bario. En una variante de preferencia muy especial, el componente alcalino es una suspensión de hidróxido de calcio. La ventaja del uso de hidróxido de calcio radica en que en el paso iii) se obtiene una cantidad especialmente pequeña del centrifugado. Además, con la simultánea precipitación del hidróxido de magnesio y del sulfato de calcio se logra una mayor velocidad de sedimentación y una mayor capacidad de compresión del precipitado. Se denota en muy reducido grado la consistencia gelatinosa del precipitado. De ese modo en esta variante de procedimiento queda especialmente reducida la unión de inulina en el precipitado. Otro componente alcalino que puede usarse es amoniaco, preferentemente en solución acuosa. Tampoco está excluido en principio el uso de amoniaco gaseoso, pero es de menor preferencia que el uso de una solución acuosa. En una modalidad más, el componente alcalino es una solución o suspensión acuosa de una base orgánica como etilenodiamina y trietanolamina . También pueden usarse sales de ácidos orgánicos débiles como acetatos de metales alcalinos y de metales alcalinotérreos , en especial acetato de sodio, acetato de potasio, acetato de calcio y acetato de magnesio. Se forma como precipitado el hidróxido de magnesio. Según la invención permanecen los componentes colorantes del extracto acuoso en el precipitado y son separados de ese modo de la fase liquida. Se obtiene un extracto esencialmente desprovisto de color. Cuan cuantitativa es la decoloración depende entre otros de las cantidades empleadas de iones de Mg2+ y componentes alcalinos y de este modo de la cantidad de precipitado formado. La optimización de la cantidad del reactivo queda dentro de la competencia de una especialista en el área. En el caso del sulfato de magnesio, la concentración preferida está en el intervalo de 0.5 - 3% en peso, con mayor preferencia 0.5 - 2% en peso del extracto acuoso. En la variante preferida del paso c) , como se describió previamente, la proporción de moles de los iones de hidróxido respecto de los iones de magnesio OH~ : Mg2+ es preferentemente de 2.2 : l a 1.8 : 1. De mayor preferencia, la proporción es exactamente del medidor básico, es decir, OH" : Mg2+ = 2 : 1. La cantidad de componente alcalino por lo tanto debe escogerse de modo tal que la cantidad apropiada de iones de hidróxido esté presente para los iones de magnesio. La disolución de la sal de magnesio y la dosificación del componente alcalino en los pasos de procedimiento i) y ii) se realiza preferentemente con agitación a fin de lograr la disolución y homogeneización lo más rápido posible y de este modo una rápida reacción. Sin embargo, por lo demás no está especialmente limitada la técnica de mezclado. De ese modo, el procedimiento por ejemplo también puede realizarse por otras técnicas de mezclado usuales para el especialista. Para acelerar el procedimiento, se realiza el paso i) preferentemente a una temperatura de 60-80°C. El tiempo de reacción después del agregado del componente alcalino en general es de aprox. 1 a 15 rain, en promedio aproximadamente 10 min. El paso de eliminación iv) se lleva a cabo preferentemente por sedimentación o filtración. La sedimentación puede acelerarse mediante un centrifugo, preferentemente un centrifugo de disco, en especial un centrifugo de eliminación de sedimentos. Sin embargo, también puede usarse otras técnicas de separación familiares para el especialista. Estas pueden realizarse combinadas entre si, por ejemplo centrifuga de eliminación de sedimentos del extracto aclarado con posterior filtración del extracto de sedimentos eliminados, por ejemplo con un filtro de plato. El paso c) completo del procedimiento de la invención de ser necesario también puede realizarse más de una vez. Si se usa la variante preferida que se describió previamente del paso c) con los pasos inferiores i) - iv) , también para los pasos inferiores i) - iv) individualmente llevarse a cabo más de una vez. Después del paso c) , la inulina se precipita a partir del extracto en el paso d) . La precipitación puede efectuarse por ejemplo mediante el agregado de alcoholes tales como etanol, metanol o isopropanol. En este caso, según la cantidad agregada de alcohol o la polaridad ajustada de la fase liquida, en primer lugar se precipitan fracciones de inulina de peso molecular alto, de modo que es posible influenciar, a través de la cantidad de alcohol agregada, que cantidad de inulina presente en el extracto se precipita y cuales fracciones de pesos moleculares se obtienen de modo preponderante. Además del alcohol, también pueden emplearse otros líquidos orgánicos no polares los que son miscibles con agua . Para este propósito, en una modalidad especialmente ventajosa de este paso del procedimiento, para limitar el uso de alcohol, en especial etanol e isopropanol, en primer lugar el preparado de extracto se concentra, preferentemente a una cuarta o una quinta parte de su volumen inicial. La concentración puede realizarse por evaporización o filtración por membrana y una combinación de ambos procedimientos. Debe tenerse cuidado en este caso que el concentrado se mantenga caliente durante la concentración, preferentemente a 60- 95°C, a fin de evitar una precipitación de la inulina. Una ventaja de la filtración por membrana es el agotamiento, asociado allí mismo, en las sustancias de bajo peso molecular que acompañan a la inulina. La posterior precipitación de la inulina a partir del concentrado puede manejarse mediante la selección de una creciente concentración de alcohol de modo que la inulina se fraccione según intervalos de tamaños de moléculas las cuales por ejemplo están caracterizadas por el promedio de peso del grado de polimerización (DPw) . Dependiendo en la selección de las condiciones de precipitación, los resultados son fracciones las que tienen el DPW según la invención. Dependiendo en la pureza deseada. La obtención de la inulina se realiza de mayor preferencia por refrigeración del extracto que mediante la precipitación alcohólica. Las condiciones de preferencia son aquellas en que se enfria el extracto a una temperatura de 2-10°C, con mayor preferencia 2-8°C, y se mantiene esta temperatura durante un periodo de entre 6 a 140 h, preferentemente 6 a 48 horas, durante las cuales se precipita la inulina. El grado de refrigeración y la temperatura, asi como la duración de la refrigeración influyen la precipitación de la inulina del extracto y la amplitud de la distribución del peso molecular y con ello simultáneamente la cantidad. La selección de un mayor periodo y menor la temperatura resulta en la precipitación de más inulinas de bajo peso molecular y una distribución del peso molecular más amplia y con ello un menor peso molecular medio de la fracción precipitada. La inulina precipitada es separada de la fase liquida mediante las técnicas de separación habituales como, por ejemplo, centrifugación, decantación, filtración. En una modalidad preferida, la inulina se cristaliza por primera vez después del paso de extracción b) y antes del paso c) del proceso descrito anteriormente. La cristalización se realiza preferentemente como se describe previamente. La cristalización antes del paso c) conduce a un incremento en el rendimiento de la inulina de alto peso molecular en comparación con la aclaramiento directa del extracto, y economiza el uso de los agentes de aclaramiento, es decir el compuesto de magnesio y el componente alcalino. Es ventajoso aclarar el extracto después de la primera cristalización de la inulina como en este caso sólo los constituyentes colorantes unidos a los cristales de inulina deben ser eliminados, lo que conduce a una cantidad similar más pequeña de inulina unida al sedimento de aclaramiento. Después de una primera precipitación y separación de la inulina precipitada el extracto puede refrigerarse nuevamente o mezclarse con alcohol a fin de obtener cualquier fracción de inulina que aún se encuentren disueltas. En cada caso se debe decidir la repetición del procedimiento en vista de la cantidad de inulina que va a obtenerse de las plantas y qué distribución de peso molecular se desea en el producto final . La concentración de la inulina en el extracto esencialmente depende del contenido de inulina de las raices y la concentración de las raices trituradas en el extracto y es una variable más que tiene un efecto en la precipitación de la inulina mediante la refrigeración del extracto. Por lo tanto, puede utilizarse la dependencia de la precipitación en la concentración a fin de concentrar la fase liquida después de la primera precipitación, por ejemplo por evaporización, a fin de precipitar también las fracciones de bajo peso molecular, en tanto se procure esto. En el último paso de procedimiento e), la inulina precipitada es precipitada nuevamente. Se entiende por "nueva precipitación" en el contexto de la invención que la inulina sólida, que surge del paso del proceso anterior, se disuelve nuevamente y luego se precipita y/o cristaliza de la solución nuevamente. De este modo, el paso e) del proceso también puede escribirse como: la inulina se disuelve y se precipita y/o cristaliza otra vez, en donde este paso se realiza al menos una vez. La cristalización se diferencia de la precipitación en que predominantemente se obtienen estructuras cristalinas. La disolución de la inulina se realiza preferentemente bajo la influencia de calor y preferentemente en agua. Es especialmente adecuada el agua con una temperatura de 70-100°C, en especial de 90-100°C. La precipitación en el paso e) puede efectuarse por precipitación alcohólica como se describió previamente. Sin embargo, de preferencia se obtiene la inulina por enfriado de la solución a 2 - 10°C, con mayor preferencia 2 - 8°C, durante un periodo de 6 a 140 horas, preferentemente 6 a 48 horas. La precipitación de la inulina disuelta en el paso e) puede repetirse a fin de obtener la inulina que aún existe en la fase liquida. Se debe decidir en cada caso sobre la repetición de acuerdo a cuan cuantitativamente se va a obtener la inulina de las plantas y qué distribución del peso molecular se desea en el producto final. Puede concentrarse la fase liquida a fin de facilitar la precipitación. Después de la precipitación, la inulina sólida resultante es separada de la fase liquida mediante las técnicas habituales de separación como, por ejemplo, centrifugación, decantación, filtración. A fin de influir en distribución de la masa molecular y la pureza del producto de inulina resultante, puede realizarse más de una vez el paso de procedimiento e) . Se ha demostrado que los valores medios del peso molecular y los valores medios del grado de polimerización cambian a valores más altos al repetir el paso de precipitación e) . De ese modo es posible ajustar dentro del intervalo reivindicado diferentes valores medios del peso molecular/grado de polimerización de la inulina de la invención. En tanto aún subsisten impurezas de partículas finas, es ventajoso incluir dentro del procedimiento uno o varios pasos de filtración. Durante la filtración se eliminan impurezas de partículas finas que eventualmente existan. El especialista escoge la fineza del filtro dependiendo del tamaño de partícula de las impurezas. El o los pasos de filtración pueden insertarse en cualquier punto del procedimiento luego de obtener el extracto. Es ventajoso, por ejemplo un paso de filtración directamente luego de obtener el extracto en el paso b) . El paso de filtración debe distinguirse de la eliminación de materiales en suspensión como se describió previamente, porque las partículas eliminadas por filtración son más finas que los materiales en suspensión, los que en su mayor parte se componen de fibras. En otra modalidad preferida, el paso de filtración se realiza antes del paso d) . De preferencia el paso de filtración se combina con una nueva precipitación como se describe en el paso del procedimiento e) . Esto conlleva que se disuelva la inulina como se describió previamente en el paso e) , y la solución luego se filtra. Después de la filtración, la inulina se precipita o se cristaliza de la solución filtrada. Luego de la precipitación o cristalización la inulina sólida resultante puede separarse de la fase líquida mediante las técnicas de separación habituales, tales como, por ejemplo, centrifugación, decantación y filtración. En algunos casos la inulina resultante puede decolorarse por sustancias que no pueden eliminarse por filtración. En estos casos se prefiere eliminar las impurezas colorantes mediante un tratamiento con carbono activado. En una modalidad el carbón activo se suspende en agua y se agrega a una solución de inulina a una temperatura superior a 80°C, preferentemente superior a 90°C. En el caso de una solución de inulina de un 20% en peso la cantidad de carbono activo se encuentra preferentemente en un intervalo de 1 - 10% en peso, preferentemente 2 - 6% en peso, con mayor preferencia 2 - 3% en peso, basado en el peso de la solución de inulina. Después de la adsorción de las impurezas colorantes, el carbono activado se elimina por centrifugación y/o filtración. La suspensión de carbono activado puede preclarificarse por separación centrifuga del sedimento de carbono activado y luego se clarifica por filtración en dos etapas, por ejemplo con una combinación de filtro pre-recubierto Keiselguhr y un filtro de lámina. Es importante que durante la separación del carbón vegetal activo de la solución de inulina, la temperatura se mantenga por encima de 80°C, preferentemente por encima de 90°C, a fin de mantener la inulina en la solución. Después de la eliminación del carbón vegetal activo, la inulina puede precipitarse o cristalizarse y separarse de la fase liquida según se describió anteriormente. Después de separada de la fase liquida, el producto final puede lavarse nuevamente con agua o una mezcla de alcohol /agua . Es preferido el lavado con agua fría a una temperatura de 2-10°C. Para este propósito, el precipitado de inulina es remojado en agua y la inulina luego se sedimenta nuevamente . De preferencia, la inulina resultante es secada en un adicional, último paso de procedimiento. El secado puede efectuarse mediante secado por congelación, secado por aspersión o secado por rodillos. En una modalidad preferida, la inulina de la invención esta en forma de secado por aspersión. En los ejemplos que se acompañan se describen los parámetros apropiados de secado por aspersión. Es auto evidente que en caso de un proceso de secado por aspersión una inulina precipitada o cristalizada debe ser llevada a suspensión (en agua por debajo de aproximadamente 80°C) o dentro de solución (en agua por encima de aproximadamente 80°C) nuevamente. Alternativamente, se puede omitir un último paso de precipitación o cristalización, según se describió anteriormente, y la inulina suspendida o disuelta del proceso puede secarse por aspersión directamente. Es posible agregar las inulinas secadas por aspersión de la invención a productos alimenticios preparaciones líquidos para que el aumento de la viscosidad sea particularmente efectivo. Al agregar cantidades iguales de inulina de la invención, se logra un mayor aumento en la viscosidad con una inulina secada por aspersión en comparación con una inulina secada de otra manera (por ejemplo, liofilizada ) . En aún otra modalidad preferida, la inulina de la invención está en forma granulada por aspersión. La inulina granulada por aspersión se obtiene por medio de los procedimientos conocidos, p.ej. introduciendo como origen de granulación un material ya secado por aspersión y secándose por aspersión más inulina. Como carga inicio puede servir por ejemplo una inulina con un tamaño de partícula de 10-100 ym. Son condiciones adecuadas de granulación por aspersión p.ej. una composición de suministro de 70% de agua y 30% de inulina y una temperatura de suministros de 90°C. Con muy especial preferencia la inulina de la invención posee un diámetro medio de partícula de 50 - 350 ym, con mayor preferencia de 80 - 300 ym, con preferencia mayor aún de 100 - 250 ym y con máxima preferencia de 100 - 200 ym. Por lo tanto una inulina tal es otro aspecto de esta invención . El diámetro medio de partícula puede determinarse tanto por medio de una muestra seca mediante análisis de cribado como por difracción de luz. Sin embargo, el método preferido es el análisis de cribado de modo que la inulina según la invención posee preferentemente un diámetro medio de partícula de 50 - 350 ym, con mayor preferencia de 80 - 300 ym, con preferencia mayor aún de 100 - 250 ym y con máxima preferencia de 100 - 200 ym, determinado por análisis de cribado. En una modalidad, la inulina según la invención se obtiene en los tamaños de partícula que se describieron mediante un proceso de secado por aspersión o de granulado por aspersión. Por lo tanto una inulina secada por aspersión o granulada por aspersión con los tamaños de partícula antes descritos es otro aspecto de esta invención. Es posible ajustar el diámetro preferido medio de la partícula de una inulina secada por medio del fraccionado por cribado en el evento de que, después del secado, aún estuviera fuera del intervalo preferido. La selección del tamaño adecuado de la criba queda dentro del conocimiento del especialista ordinario. Las partículas de inulina según la invención poseen de preferencia una fracción cristalina inferior a 45%, de mayor preferencia inferior a 40%, de mayor preferencia aún inferior a 35%. En otra modalidad preferida, inferior a 20%, de mayor preferencia inferior a 10%. En la modalidad de máxima preferencia, el grado de cristalinidad es inferior a 1%. Los grados de cristalinidad que se indicaron se determinan con el método de Ruland-Vonk (W. Ruland, Acta Cryst., 14, 1180 (1961); C.G. Vonk, J. Appl . Cryst. 6, 148 (1973)). El método para la determinación del grado de cristalinidad se describe con más detalle en los ejemplos que se acompañan. Un grado de cristalinidad bajo otorga a la inulina mejores propiedades de solubilidad, lo que es ventajoso para determinadas aplicaciones en productos alimenticios. En otro aspecto más, la invención también se refiere a composiciones las cuales contienen la inulina de la invención que se describió previamente y uno o varios ingredientes comestibles o farmacéuticamente aceptables. Las composiciones típicas incluyen productos alimenticios para humanos y animales, bebidas, productos alimenticios funcionales, medicamentos y composiciones farmacéuticas (incluyendo composiciones profilácticas y composiciones terapéuticas), y productos intermedios de los mismos. Los productos alimenticios funcionales significan en el contexto de la presente invención un producto alimenticio que además de los nutrientes tradiciones contiene un ingrediente que puede tener un efecto promotor de la salud (definición según el Institute of Medicine of the National Academy of Sciences, EUA, 1994). Los mencionados ingredientes comestibles o farmacéuticamente aceptables se seleccionaron preferentemente del grupo que se compone de azúcares (por ejemplo glucosa, fructosa, sacarosa, lactosa, galactosa, maltosa, isomaltosa, polidextrosa) , polioles (por ejemplo sorbitol, lactitol, maltitol, isomalta, manitol, xilitol), maltodextrinas , edulcorantes, jarabes de glucosa hidrogenados, aditamentos para alimentos de humanos y animales, intermedios para alimentos de humanos y animales, productos alimenticios de humanos y animales, líquidos comestibles, bebidas, fuentes biodisponibles para minerales, portadores farmacéuticamente aceptables, sustancias de actividad farmacéutica y terapéutica, composiciones farmacéuticas y medicamentos. Una composición de especial preferencia de la presente invención incluye la inulina de la invención en la presencia de una fuente biodisponible de minerales comestible o farmacéuticamente aceptable, en especial una fuente de calcio y/o de magnesio y/o de hierro, tales como, por ejemplo, productos lácteos y sales y complejos de calcio, de magnesio y hierro . Como se explicó anteriormente, el objetivo de la presente invención consistió en proveer una inulina con propiedades especialmente ventajosas para el uso en productos alimenticios, con conceptos comestibles y productos alimenticios que son equivalentes según la invención. En otro aspecto, la presente invención se refiere por lo tanto también a productos alimenticios y suplementos dietéticos los que contienen la inulina que se describió previamente. Los conceptos productos alimenticios incluyen según la presente invención, tanto productos alimenticios para humanos y alimentos para animales o forrajes. Los suplementos dietéticos incluyen suplementos dietéticos para personas y para animales. De especial preferencia un producto alimenticio se seleccionó entre productos lácteos, yogures, helados, helados suaves elaborados con leche, aderezos elaboradas con leche, pudines, batidos con leche, crema de huevos, quesos, barritas nutricionales , barritas energéticas, barritas de desayuno, dulces, masas, galletitas saladas, galletas, bizcochos, chips de cereales, bocadillos, té helado, helado suave elaborado con jugo de fruta, bebidas dietéticas, bebidas refinadas, bebidas para deportistas, bebidas energizantes , mezclas de bebidas en polvo como suplemento dietético, alimento para niños y lactantes, jugo de naranja complementado con calcio, pan, medias lunas, cereales, fideos, untables para pan, bizcochos y chocolates sin azúcar, golosinas masticables con calcio, productos de carne, mayonesa, aderezos para ensalada, mantequilla de nuez, comidas congeladas, salsas, sopas y comidas preparadas. De máxima preferencia es el producto alimenticio que contiene la inulina según la invención un producto lácteo, en especial un yogurt. La inulina según la invención presenta un efecto especialmente bueno sobre la estabilidad, la textura, el cuerpo y la sensación en la boca de productos lácteos, en especial el yogur, siendo las posibilidades yogurt batido o fermentado en el frasco o yogurt bebible . Otros productos lácteos útiles de acuerdo con la presente invención son la crema, créme fraiche, cuajada, manteca, leche, especialmente leche descremada, suero de leche, leche agria, kéfir, queso, tales como queso crema, queso blando, queso en rebanadas, queso duro, suero, leche en polvo, bebidas a base de leche. Un nivel preferido de inulina en los productos alimenticios, especialmente en lácteos, particularmente en yogurt, es 0.2 - 5% en peso, preferentemente 0.5 - 4.5% en peso de inulina seca, basado en el peso total de todos los componentes del producto alimenticio, lácteo o yogurt. En una modalidad de la invención, el producto alimenticio es un alimento preparado por un procedimiento de extrusión, tal como, por ejemplo, de un cereal. En otro aspecto, la presente invención se refiere a preparaciones cosméticas las que contienen la inulina que se describió precedentemente. De especial preferencia la preparación cosmética está en la forma de cremas, en especial de cremas para la piel y el rostro. En otro aspecto, la presente invención se refiere a también el uso de la inulina que se describió previamente como suplemento en productos alimenticios, productos alimenticios funcionales y preparaciones cosméticas. El uso se refiere en especial también a todos los productos alimenticios específicos y preparaciones cosméticas como se citaron previamente . En otro aspecto más, la presente invención se refiere al uso de la inulina de la invención para la preparación de una composición farmacéutica o de un medicamento . La inulina de la invención puede usarse de modo ventajoso en productos alimenticios, productos alimenticios funcionales, composiciones farmacéuticas o medicamentos los que sirven para modificar o regular la composición de la flora bacteriana en el intestino grueso, en especial en el área distal del intestino grueso, de humanos, mamíferos y otros vertebrados . Es asimismo posible usar la inulina de la invención en productos alimenticios, productos alimenticios funcionales, composiciones farmacéuticas o en medicamentos los que sirven para modificar o regular el patrón de fermentación de inulina en el intestino grueso, en especial en el área distal del intestino grueso, de humanos, mamíferos y otros vertebrados. Otro uso preferido de la inulina de la invención es el uso como sustituto de la grasa o el aceite y/o como una fibra dietética en productos alimenticios, en donde el término "producto alimenticio" abarca al menos todos los productos alimenticios mencionados anteriormente, especialmente todos los productos lácteos mencionados. Es ventajoso que las propiedades sensoriales, especialmente el sabor en la boca, son excelentes en comparación con las inulinas convencionales. De este modo, la inulina de la presente invención también puede ser utilizada como mejorador de las propiedades sensoriales, especialmente como mejorador del sabor de la boca, en productos alimenticios. Otro uso de la inulina de la invención es el uso de un agente para la textura, un agente mejorador de la estabilidad, un agente formador de viscosidad, especialmente en productos alimenticios y cosméticos. El término "producto alimenticio" abarca al menos todos los productos alimenticios mencionados anteriormente, especialmente todos los productos lácteos mencionados anteriormente. Finalmente, la inulina de la invención puede usarse en productos alimenticios, productos alimenticios funcionales, composiciones farmacéuticas o en medicamentos los que presentan los siguientes efectos ventajosos: efectos de forraje duro, regulación del funcionamiento intestinal, efecto prebiótico y/o bi f idogeneidad, mayor absorción mineral, por ejemplo de calcio, de magnesio y hierro, aumento de la densidad mineral ósea, aumento del máximo valor de la masa ósea, mejoramiento de la estructura ósea, reducción de la pérdida de densidad mineral ósea, reducción de la pérdida de estructura ósea, regulación del metabolismo lipido, estimulación del sistema inmunitario, prevención de cáncer y reducción del riesgo de cáncer, prevención del cáncer del intestino grueso y reducción del riesgo de cáncer de intestino grueso y prevención de cáncer de mama. A continuación la invención se explica mediante ejemplos los cuales no pretenden limitar el concepto general de la invención.

EJEMPLOS Métodos Generales 1. Determinación de fructano 1.1 Determinación de fructano por hidrólisis con exoinulinasa Para la preparación de las soluciones de inulina a medir, se pesan exactamente 50.0 +/- 5.0 mg de inulina en un matraz con graduación de 1 mi. Para disolver se agregan 700 µ? de H20 dd. A continuación se agita la muestra a fin de soltar el material de muestra lo mejor posible del fondo del recipiente, y luego se coloca durante 8 min en un baño de agua que se encuentra prácticamente hirviendo (~99°C). Durante la incubación, se agita el matraz con graduación cada 30 segundos. Después de la incubación, se deja enfriar la muestra a temperatura ambiente y para completarla luego con ?20 dd a la marca de 1-ml. La solución de muestra tiene una concentración de inulina de 5.0 +/- 0.5%. Para la determinación del azúcar previo a la digestión, se retiran 200 µ? y se congelan a -20°C. Previo a la medición del azúcar, se descongela esa muestra a temperatura ambiente, se mezcla, se disuelve durante 5 min por agitación a 1400 rpm en el bloque de calentamiento a 95°C y se centrifuga durante 2 min a 4000 rpm. Para la hidrólisis, se ponen 50 µ? de la solución de inulina de fibra de aprox. al 5% en la mezcla de digestión que se compone de 50 µ? de citrato de Na 1M pH 4.6, 25 µ? de exo-inulinasa ( egazyme International Irlanda Ltd, Wicklo , Irlanda, articulo N°. E-EXOl, 2.5 U/µ?) y 375 µ? de H20 dd. El producto de la digestión se mezcla y se centrifuga durante 1 min a 4000 rpm. A continuación, el producto de la digestión se incuba en un bloque de calentamiento a 40°C durante 4 h. Todas las muestras de digestión son congeladas a -20°C. Antes de la medición del azúcar, se descongelan estas muestras a temperatura ambiente, se mezclan y se centrifugan durante 2 min a 4000 rpm. Para la medición de fructosa, se prepara una dilución de 1:10, al agregar 10 µ? del producto de la digestión a 90 µ? de H20 dd. Para determinar la fructosa y glucosa liberada durante la digestión, se realiza en todas las muestras una medición fotométrica de la glucosa y la fructosa como se describen en "Determinación de azúcar (glucosa, fructosa, sacarosa)". En la muestra se determina también antes de la digestión la sacarosa, además de la glucosa y la fructosa. Para la medición del azúcar previo a la digestión, se utiliza la solución de inulina al 5% en fibra sin diluir. Se agregan 10 µ? de esta solución a 200 µ? de regulador de pH de medición. Para la medición de glucosa en las muestras de digestión, se agregan 10 µ? de las muestras sin diluir a 200 µ? de regulador de pH de medición. Para la medición de fructosa en las muestras de digestión, se agregan 10 µ? de las muestras diluidas 1:10 a 200 µ? de regulador de pH de medición . El cálculo se basa, al igual que en la determinación de azúcar, para la conversión de NADP en NADPH en un coeficiente de moles de extinción de 6.23 l*mmoles"1*cm"1. De las concentraciones de glucosa y fructosa en las muestras de digestión se resta la concentración de glucosa y fructosa que ya existe previo a la digestión. Asimismo, se resta la glucosa y fructosa las que serian liberadas de la sacarosa hidrolizada que existe en la muestra previa a la digestión. Se obtiene asi las concentraciones de fructosa y glucosa que se formaron durante la digestión de la inulina. Se obtiene el contenido de fructano por adición de los contenidos de glucosa y fructosa y con la inclusión del factor 162/180 para la conversión de las hexosas libres medidas dentro de las hexosas unidas en el fructano. 2. Determinación de azúcar (glucosa, fructosa y sacarosa) Se determino los contenidos de glucosa, fructosa y sacarosa fotométricamente en un ensayo enzimático a través de la conversión de NADP+ (fosfato de dinucleótido de nicotinamida adenina) en NADPH (fosfato de dinucleótido de nicotinamida adenina reducido) . En la reducción se pierde la propiedad aromática en el anillo de nicotinamida y de este modo modificándose el espectro de absorción. Esta modificación en el espectro de absorción puede detectarse fotométricamente . Se convierte la glucosa y la fructosa mediante la enzima hexocinasa y adenosintrifosfato (ATP) en glucosa 6-fosfato y fructosa 6-fosfato. La glucosa 6-fosfato luego es oxidada por la enzima deshidrogenasa glucosa-6-fosfato a 6-fosfogluconato . En esta reacción se reduce NADP+ a NADPH y la cantidad de NADPH formada se determina fotométricamente . El NADPH formado se presenta en una relación 1:1 con la glucosa existente en el extracto, de modo que el contenido de glucosa puede calcularse a partir del contenido de NADPH utilizando el coeficiente de extinción de moles del NADPH (6.23 1 mmoles"1 crn-1) según la ley de Lambert-Beer. Después de la completa oxidación de la glucosa-e-fosfato, se transforma la fructosa-6-fosfato que se formó asimismo en la solución mediante la enzima fosfoglucoisomerasa dentro de glucosa-6-fosfato, la que a su vez es oxidada en 6-fosfogluconato . También la fructosa y la cantidad de NADPH formado está en una relación 1:1. El contenido de fructosa se calcula, como se describió para la glucosa, a partir de la cantidad de NADPH formada. A continuación, la sacarosa que existe en el extracto se corta por la enzima sacarasa (de Megazyme) en glucosa y fructosa. Las moléculas de glucosa y fructosa liberadas posteriormente son transformadas en 6-fosfogluconato por las enzimas que se indicaron previamente en una reacción dependiente de NADP+. Durante la transformación de una molécula de sacarosa en 6-fosfogluconato se forman dos moléculas de NADPH. La cantidad de NADPH formado asimismo se determina fotométricamente, y a partir de ello se calcula el contenido de sacarosa utilizando el coeficiente de extinción de moles de NADPH. Para la determinación del azúcar se utiliza una solución de inulina al 5% en fibra como se describe en "Determinación de fructano por hidrólisis con exo-inulinasa" . Se agregan 10 µ? de esta solución a 200 µ? de regulador de pH de medición. La medición se realizó como determinación doble en placas de microtitulación utilizando los fotómetros SPECTRAmax (Molecular Devices). Todas las soluciones enzimáticas utilizadas se preparan en el regulador de pH de medición que se compone de imidazol HC1 50 mm de pH 6.9, MgCl2 2.5 mm, ATP 1 mm y NADP 0.4 mm. La transformación de NADP a NADPH se sigue con una longitud de onda de 340 nm. La determinación de glucosa se realizó mediante el agregado de 2 µ? de una mezcla de hexocinasa (de levadura, 0.3 U/µ?) y deshidrogenasa glucosa-6-fosfato (de levadura, 0.14 U/µ?). Después de la transformación completa de la glucosa, se agregan para la determinación de fructosa, 2 µ? de fosfoglucosa isomerasa (de levadura, 0.14 ?/µ?). Después de la transformación completa de la fructosa, se agregan 2 µ? sucarasa (de Megazyme, 0.2 U/µ?) para el corte de la sacarosa existente. El cálculo de la glucosa, fructosa y sacarosa se realiza como se describió. 3. Análisis de la distribución de peso molecular 3.1 Cromatografía de permeación de gel con detección de la difusión de luz y el índice de refracción (sistema GPC-RI-MALLS) Las inulinas/fructanos se disuelven en agua purísima a una concentración de 0.5% (p/v) . Se calientan las soluciones durante 30 minutos a 95°C. El análisis de los polímeros se realiza con los siguientes equipos: sistema de cromatografía Alliance ( aters Corporation, Milford, Massachusetts, EUA) , detector de difusión lumínica DAWN-EOS ( yatt Technology Santa Barbara, EUA) con ?0 = 658 nm y 16 detectores en el área angular de 14.4 a 163.3°, celda de flujo K5. Los polímeros son fraccionados en una precolumna y tres columnas con las áreas de separación de 300 - 104, 5 x 104 - 2 x 106 y 106 - 108 (SUPREMA-Gel, PSS Polymer Standards Service GmbH, Mainz, Alemania) . Se inyectaron 100 µ? de solución. El f accionamiento se realizó a una temperatura de 30°C y un caudal de flujo de 0.8 ml/min con el eluyente como NaNC> 3 0.05 M. La evaluación de la distribución de pesos moleculares de las muestras se efectúa en el programa Astra V 5.1.8.0 (de Wyatt Technology, Santa Barbara, EUA) . 3.2 Cromatografía de permeación de gel con detección del Indice de refracción (sistema GPC-RI) Las inulinas se disuelven en el eluyente (DMSO+90ram NaN03) en una concentración de 1% (v/p) a 95°C durante 10 minutos bajo leve agitación en un agitador térmico. Después de un breve enfriado, se diluye la solución de inulina al 0.1% con eluyente (100 µ? de solución de inulina + 900µ1 de eluyente) y se colocó de inmediato en el automuestreador a 60°C. El análisis de los polímeros se realiza con los siguientes equipos: bomba Dionex P580, automuestreador Dionex AS50, horno de columna Dionex modelo 585 (Dionex GmbH, Idstein, Alemania), detector Shodex RI-71 ( Shodex/Shoko Co. LTD, Tokio, Japón) . El control de los sistemas se realizó mediante el software Chromeleon (Dionex GmbH, Idstein, Alemania) . Los polímeros son fraccionados en una precolumna PSS GRAM, 10 µ, y en las columnas de separación PSS GRAM 3000, 10 µ y PSS GRAM 100, 10 µ (PSS Polymer Standards Service GmbH, Mainz, Alemania) . Para el análisis se inyectaron 50 µ? de la solución de inulina al 0.1%. El fraccionamiento se realiza en el horno de columna a una temperatura de 60 °C y con un caudal de flujo de 0.7 ml/min con el eluyente DMSO+90mm NaN03. Para determinar las masas moleculares, se calibra el sistema con los siguientes estándares de dextrina (producto N° 31430, Fluka Riedel-deHaen, Seelze, Alemania): dextrina TI (Mw 1270), T5 (Mw 5220), T12 (Mw 11600), T25 Mw 23800), T50 (Mw 48600), T80 (Mw 80900), T150 (Mw 147600), T270 (Mw 273000), T410 (Mw 409800) T670 (667800) . La evaluación de la distribución del peso molecular de las muestras se realiza a través del programa PSS WinGPC compact V.6.20 (PSS, Mainz, Alemania). 4. Determinación del contenido de agua La determinación del contenido de agua se efectúa con el titulador de Karl-Fischer AQUA 40.00 (de analytikjena AG) . Como anolito se utiliza Hydranal-Coulomat AG (Riedel-deHaén, articulo N° 34836). Como sustancia de referencia se utiliza dihidrato de tartrato de sodio dibásico (Riedel-deHaén, articulo N° 32323) con un contenido de humedad de 15.61-15.71%. Se realiza el pesaje de 10-20 mg de muestra dentro de recipientes de ensayo de 5 mi (N20-5DIN, Machery-Nagel, articulo N° 702 04.36), se cierran los recipientes con tapas rebordeadas (N20 TS/oA, Machery-Nagel , articulo N° 702 815), y se determina el contenido de agua de la muestra con el titulador de Karl-Fischer. 5. Determinación del grado de ramificación Las inulinas en primer lugar se permetilan y se revisa la terminación de la metilación mediante espectroscopia ATR-IR (por el equipo y las condiciones, véase abajo) . A continuación se descomponen las muestras mediante hidrólisis ácida (análisis estándar de metilación) o alternativamente mediante la degradación reductiva dentro de sus bloques de formación de monómeros y se determinó la composición de moles relativa mediante cromatografía gaseosa (por el equipo y las condiciones, véase abajo) y espectroscopia de masa de cromatografía gaseosa (GC-MS, por el equipo y las condiciones, véase abajo) de los acetatos de alditol y los acetatos de alditol anhídrido parcialmente metilados. ATR-IR Equipo: Bruker Tensor 27 Técnica: Diamond ATR GC: Equipo : Cario Erba HRGC 5160 Mega Series Columna Chrompack CPSÍ18CB (25 m) con ranura de retención (1.5 m) ID: 0.25 mm FD: 0.25 pm Gas portador: He (80 kPa) Detector : FID Inyector : en columna Integrador : Cromato-Integrador Merck Hitachi D-2500 Programa de temp 60°C (1 min isotérmica), 10°C/min a 170°C, 3°C/min a 230°C, 20°C/min a 290°C (20 min isotérmica ) GC-MS GC : Equipo: Agilent 6890 GC Columna HP-5, 30 m Gas portante He Inyector: Split 5:1 Prog. de temp. : 60°C (1 min isotérmica), 10°C/min a 170°C, 3°C/min a 230°C, 20°C/min a 290°C (20 min isotérmica) MS : Equipo: JEOL GCmate II espectrómetro de campo sectorizado de doble focalización Modo: El, 70 eV Evaluación: AMDIS32, Wsearch32 5.1 Permetilación (según Ciucanu y Kerek / Ciucanu, I. & Kerek, F. (1984) A simple and rapid method for the permetilation of carbohydrates. Carbohydr. Res. 131, 209-217.) Se disolvieron aprox. 50 mg de muestra en 2.5 mi de sulfóxido de dimetilo. Luego se agregan hidróxido de sodio finamente molido OH/3 equiv. y OH/3 equiv. de yoduro de metilo y se agitan 24 horas a temperatura ambiente. Luego se agregan nuevamente la mitad de la cantidad de los reactivos. Las muestras luego se dializan durante cuatro días contra agua destilada (membrana de diálisis Spectra/Por MWCO 3500, Spectrum Laboratories, Rancho Domínguez, CA, EUA) y se seca por congelación. Se verificó la terminación de la metilación mediante espectroscopia ATR-IR. En la permetilación debería haber desaparecido la oscilación de valencia OH en el intervalo de 3300 - 3400 cm"1. .2 Análisis estándar de metilacion Hidrólisis Se mezclaron aproximadamente 2 mg de inulina permetilada en un frasco V de 1 mi con 0.9 mi de ácido trifluoroacético 0.5 M y se hidroliza bajo agitación a 90°C durante una hora. Luego de enfriada la solución, ésta se evapora a sequedad en una corriente de nitrógeno. Los restos del ácido trifluoroacético se eliminan mediante la co-destilación con tolueno. Reducción La muestra hidrolizada se mezcla con 500 µ? de una solución NaBD4 0.5 M en NH3 2M y se calientan durante una hora a 60°C. Luego de enfriado se descompone el borohidruro de sodio excedente mediante el agregado de algunas gotas de ácido acético glacial. El borato formado se elimina mediante la co-destilación con ácido acético metanólico al 15% fuerza.

Acetilación Los alcoholes de azúcares parcialmente metilados formados durante la reducción se mezclan con 200 µ? de anhídrido de acético y 50 µ? de piridina y se acetilan durante 2 horas a 90°C. La solución se enfría y se mezcla luego con solución saturada de bicarbonato de sodio hasta que no se observa más formación de gas. Luego se extrae cuatro veces en cada caso con 15 mi de diclorometano . Las fases orgánicas reunidas se lavaron dos veces en cada caso con 15 mi de solución saturada de NaHC03, una vez con 20 mi de HC1 0.1 M frío y una vez con 25 mi de agua destilada. A continuación se seca sobre cloruro de calcio la solución y se concentra al vacio, y se lleva en diclorometano para la medición GC . 5.3 Degradación reductiva Se disuelven aproximadamente 1 mg de las muestras permetiladas en un frasco de vidrio de tapa a rosca en 500 µ? de diclorometano, se mezclan con la unión de glucósidos/6 equiv. en trietilsilano y triflato-TMS 4 equiv. y se agita durante 2 horas a temperatura ambiente. Después del agregado de 20 µ? anhídrido de acético, se continúa agitando durante 2 horas a temperatura ambiente. La reacción luego se detiene mediante el agregado de solución de NaHC03 acuosa saturada, y se continúa agitando por 1 hora. El procesamiento se efectúa mediante la extracción con diclorometano y posterior lavado de las fases orgánicas reunidas con solución de NaHC03 saturada acuosa y agua destilada. Finalmente se seca sobre cloruro de calcio la solución y se concentra en una corriente de nitrógeno y se lleva en diclorometano para la medición GC . 5.4 Análisis cualitativo y cuantitativo Los productos de degradación se analizaron cuantitativamente mediante cromatografía gaseosa con inyección en columna y detector de ionización de llama (FID) . Las superficies pico se corrigieron según su respuesta de carbono efectiva. La asignación de los picos se realizó en base a sus espectros de masa (GC-MS) y los tiempos de retención de muestras comparativas conocidas. 6. Calorimetría de escaneo diferencial de inulina Se prepararon 40 mi de una solución de inulina al % en fuerza (v/p) en tubos de polipropileno con graduación de 50 mi (30.0 x 115 mm, de Greiner, número de pedido 227261). Esto se logró al agregar el respectivo polvo a agua destilada doble y se agita. A continuación se colocan todas las suspensiones existentes en un baño de agua (95°C) y se disuelven con repetida agitación. Al cabo de 20 minutos, se establece visualmente que todas las suspensiones se disolvieron por completo. Luego las soluciones preparadas se distribuyen en partes iguales en tubos de polipropileno con graduación de 50 mi (30.0 x 115 mm, de Greiner, número de pedido 227261) y de inmediato se congelan a profundidad en nitrógeno liquido. Luego las soluciones congeladas se sometieron durante dos días a secado por congelación (contenido de agua de aproximadamente 10%) y se molieron con mortero . La determinación del contenido de agua de las muestras se realiza mediante un titulador automático Karl-Fischer (véase Métodos Generales 4). Para una medición DSC, se pesan aproximadamente 10 mg de sustancia seca de inulina en un crisol de acero inoxidable (volumen 50 µ?) , se encuentra el peso exacto, y se añade 30 µ? de agua destilada. Luego los crisoles se sellan herméticamente. Como referencia se utiliza un crisol de acero inoxidable vacio. En un dispositivo DSC con automuestreador (Perkin Elmer; Diamond) se calienta la muestra de 10-160°C con una velocidad de calentamiento de 10 °C/minuto . El análisis de datos se realizó mediante el programa de software PYRIS 7.0 (Perkin Elmer, 63110 Rodgau-Jügesheim, Alemania). Esto conllevó a la determinación de T0 (principio) y la entalpia libre dH . 7. Determinación de la viscosidad Se prepararon soluciones acuosas de inulina de distintas concentraciones (peso por volumen de agua destilada) bajo agitación a 98°C, y las soluciones claras se midieron de inmediato luego de un tiempo de disolución no excediendo 13 min. Las mediciones se realizaron en un reómetro BOHLIN Gemini Advanced (Malvern Instruments; Herrenberg, Alemania) aplicando el modo de viscosimetria isotérmica (90°C) en un sistema de placa-cono CP4°/40mm. La ranura de medición se recubrió con una capa de aceite de parafina extraliviano . Como precizallamiento se utilizó una velocidad de cizallamiento de 10 s"1 durante 60 s con un tiempo de relajación de 10 s. El cizallamiento se midió en un modo de velocidad de cizallamiento en pasos logarítmicos. La velocidad inicial de cizallamiento fue de 20 s"1, la velocidad final de cizallamiento de 30 s_1, en una rampa ascendente con 20 s de tiempo de permanencia y 10 s de integración. Los datos se basan en los valores promedio en el intervalo de 20 s"1 a 30 s"1 y son los medios de tres mediciones independientes por punto de datos. Todas las mediciones que fueron declarados como periféricas no se incluyeron como valores promedio. La definición de "periférica" se realizó con el asi llamado "método de cuartil". Esto conllevó que las periféricas se especificaran como todos los valores de medición que se encuentran fuera del criterio de intervalo Q2 - k* (Q3-Q1) = sin periféricas < Q2 k* (Q3-Q1) (SACHS, Lothar: Angewandte Statistik, 10a edición, Springer-Verlag Berlín (2002), pág. 364 y seguidas) . En este caso C y Gh es el cuartil de 25% y el cuartil de 75%, respectivamente, y Q2 el valor medio (cuartil de 50%) de los datos de medición. Para el factor k se utilizó un valor de 1.5. 8. Determinación de la resistencia del gel y el comportamiento viscoelástico Se colocan 70 g de una suspensión de inulina de 17% en peso en agua (destilada) dentro de un vaso de medición MV de un viscosímetro Haake Rotovisco VT 550. A continuación se insertó un agitador a paletas y se instaló en el dispositivo precalentado (90°C, revestimiento de calentamiento). Luego se calentó la mezcla bajo agitación a 128 rpm durante 15 min. Al cabo de 15 min, se pasó la mezcla a 90°C a un recipiente el cual estaba compuesto de un fondo y una pared de dos anillos cilindricos de hoja de acrilico (cada uno 20 mm de altura, 30 mm diámetro) los que estaban superpuestos y fijados entre si mediante una cinta adhesiva (19 mm de ancho) . La mezcla se vertió sin burbujas hasta un nivel de llenado de aproximadamente 5 mm por debajo del borde superior dentro del recipiente. A continuación se tapó herméticamente el recipiente con una lámina de aluminio y se dejó en reposo hasta el día siguiente a temperatura ambiente (23°C) durante la noche. La medición de la resistencia del gel se realizó luego del almacenamiento durante aproximadamente 20 horas a temperatura ambiente (23°C) mediante un dispositivo analizador de textura TA XT2. Para que fuera posible realizar la medición de la resistencia del gel en una superficie lisa, sin secar, en primer lugar se retiró la cinta adhesiva que mantenía unidos los dos anillos cilindricos del recipiente. A continuación se dividió el gel entre los dos anillos con una navaja de afeitar de modo que la parte inferior del gel presentara una superficie plana. Se medió la resistencia del gel con el analizador de textura TA XT2 por introducción (1 mm) de un casquete plano (diámetro 24.5 mm) en el gel. Los parámetros en el analizador de textura fueron los siguientes: Principio de medición: fuerza en sentido de la presión Velocidad delantera: 2 mm/s Velocidad de prueba: 2 mm/s Valor inicial: 0.01 N Velocidad de retorno: 2 mm/s Recorrido : 1 mm Se indica el valor máximo en Newtons de una única introducción del casquete. EJEMPLO 1 Caracterización de la inulina de raices de alcachofas 1. Cultivo de plantas de alcachofas El cultivo de plantas de alcachofas de la especie Madrigal se realizó en las cercanías de Valencia, España. La siembra de las semillas se efectuó en abril de 2005, y la cosecha de las plantas en agosto/setiembre 2005. Se separaron las raíces de la parte de crecimiento superior al suelo, se retiró la tierra adherida y se secó. Las raíces luego fueron transportadas sin refrigerar desde España a Alemania. Hasta la extracción de la inulina se almacenaron las raíces a -20°C. 2. Preparación de inulina a partir de raices de alcachofas Para la preparación de la inulina se utilizaron raíces de plantas de alcachofas de la especie Madrigal de aproximadamente 4-5 meses de edad. De 60 kg de raíces se retiran los restos de tierra adheridos mediante lavado en el estado congelado profundo con un limpiador de alta presión (Kárcher, innenden, tipo HD 700) antes de ser procesados adicionalmente a trozos en una cortadora (Gloria Universal garden shredder natura 2800L) . Los trozos se colocan dentro de un extractor con calefacción de recubrimiento con agitador de entrada que contiene agua precalentada a 70-90°C. La cantidad total de agua agregada es de 180 kg. El pH del extracto se ajusta mediante el agregado de NaOH a 9.0. Después de un calentado rápido de los trozos triturados a 80-85°C a través del revestimiento del extractor, el triturado se agita durante aprox. 60 min a 80-85°C a fin de extraer la inulina (fructano) de los trozos. Después de ese periodo, se separa el extracto en bruto de los trozos mediante bombeo. La decoloración del extracto en bruto se realiza en un proceso de de dos etapas mediante la formación de un total de 0.7 g de Mg (OH2) /100 mi de extracto. En la primera etapa se disuelven en 170 de extracto teñido de color café oscuro, 3400 g de MgS04 * 7 H20 (correspondiente a 0.5 g Mg(OH2)/100 mi de extracto) bajo agitación en el lapso de 10 min. A continuación, se agregan 1015 g de Ca(OH)2 al 96% de fuerza como suspensión en 3 1 de agua y se agita durante 10 min. Se fija un pH de 9.4. La mezcla completa del precipitado se somete a clarificación cuantitativa en un lapso de 120 min en un separador en forma de placa (GEA, estfalia, tipo SC 6-06-076) . La solución de extracción decolorada tiene un color amarillo claro y está libre de materiales que causan turbiedad. Como fracción de sedimento eliminado se obtiene una fase sólida a modo de pasta espesa. Con la solución de extracción asi obtenida y que comprende 150 1, se realiza repetidamente el paso completo de decoloración con MgS04 * 7 H20 (equivalente a 0.2 g Mg(OH2)/100 mi de extracto) y 410 g de Ca(OH)2 al 96% de fuerza como suspensión en 1.5 1 de agua. La mezcla completa del precipitado se clarifica de modo cuantitativo durante 30 min en un separador de plato. La solución de extracción decolorado con un pH de 9.4 es clara, tiene una coloración amarilla pálido y está libre de materiales que causan turbiedad. Como fracción sedimento se obtiene nuevamente un centrifugado en la forma de pasta espesa de 7 1. Del extracto asi aclarado se obtiene inulina sólida mediante refrigeración durante un periodo de 48 h a una temperatura de 4°C. La inulina se obtiene por separación centrifuga con el separador de plato como sedimento tipo sedimentado . El sedimento se continúa purificando dos veces sucesivas en la misma concentración que la existente en el extracto aclarado mediante disolución de la inulina en agua caliente y una nueva precipitación por almacenamiento durante 48 h a 2°C. El sedimento de inulina se obtiene luego de que la segunda precipitación se seca por congelación. La Figura 1 se muestra una representación esquemática del progreso de extracción. Durante el proceso de extracción, se analizó la distribución polimérica después de los distintos pasos de extracción y purificación mediante cromatografía de permeacion de gel con detección del índice de refracción y calibración con estándares de dextrina (sistema GPC-RI, véase Método 3.2 en "Métodos Generales") . Como puede verse en la Figura 2, la distribución polimérica del extracto (B) después de la extracción de agua caliente es comparable con la de las raíces lavadas (A) . La Figura 2 muestra un análisis GPC-RI de la distribución polimérica en las raíces lavadas de alcachofas (A) y el extracto después de la extracción de la inulina con agua caliente (B) . El análisis de la distribución polimérica después de la precipitación de la inulina en frío (4°C) demostró que se separó una fracción de inulina de elevado peso molecular (C) de una fracción de bajo peso molecular (D) (Figura 3) . La Figura 3 muestra un análisis GPC-RI-A de la distribución polimérica en el extracto después de la extracción de la inulina (B) con agua caliente, en el sedimento después de la precipitación de la inulina a 4°C (C) y en el flujo superior que se obtuvo luego de la centrifugación de la inulina después de la precipitación (D). Se logró un enriquecimiento adicional de la inulina de elevado peso molecular y una perdida de sustancias de bajo peso molecular, en especial mono- y disacáridos, mediante la precipitación nueva de la fracción de inulina de elevado peso molecular (Figura 4) . La Figura 4: análisis GPC-RI de la distribución polimérica en la inulina (C) precipitada a 4°C, en el sedimento después de la precipitación nueva (F) y la fase transparente luego de la precipitación nueva (E) . 3. Determinación de la pureza de la inulina preparada La determinación de la pureza de la inulina de alcachofas obtenida se efectuó por la determinación del contenido de fructano y de agua del material secado por congelación. Para la inulina de alcachofas se determinó un contenido de agua de 1.7% (véase método "Determinación del contenido de agua") . La determinación del contenido de fructano se efectuó mediante hidrólisis de la inulina con la enzima exo-inulinasa (véase Método "Determinación de fructano mediante hidrólisis con exoinulinasa" ) . A partir del contenido de fructano y del contenido de agua se encontró la pureza en base a la masa seca (MS) . Pureza = contenido de fructano x 100/(100- contenido de agua) Como puede verse de Tabla 1, el grado de pureza promedio de la inulina de alcachofas preparada es de 97% de la masa seca (MS ) .

Digestión de exo-inulinasa Contenido Material Fructano [% de Pureza [% de agua [%] peso inicial] TM] Inulina de 1.7 95 ± 3 97 alcachofas Tabla 1: Determinación de la pureza de la inulina de alcachofas preparada 4. Determinación del peso molecular mediante GPC-RI- MALLS De la inulina de alcachofas purificada obtenida en el Punto 2, asi como de las muestras de referencia Raftiline HP obtenidas en el mercado (de Orafti, Lote: HPBN03DN03) y de la inulina de bulbos de dalia (de Sigma, articulo N° 1-3754, Lote: 75H7065) se prepararon soluciones acuosas 0.5% (p/v) , y se determinó la distribución de masas molares de las inulinas mediante cromatografía de permeación de gel (véase método 3.1) . Esta distribución se representó en la Figura 5, y se han resumido en la Tabla 2 las masas de moleculares (anhidrofructosa = 162 g/moles) y longitudes medias de cadena calculadas a partir de ello. El análisis de la distribución de pesos moleculares usando el sistema GPC-RI-MALLS resultó para la inulina de alcachofas en un peso promedio de masa molecular Mw de 12088 g/moles y una masa molecular promedio numérica Mn de 11500 g/moles. Ello equivale a una longitud media de cadena para DPw de 75 y para DPn de 71. Las longitudes de cadena de la inulina de alcachofas purificada son notoriamente más prolongadas en promedio que aquellas de Raftiline HP (DPw = 33, DPn = 29) y de la inulina de dalias (DPw = 39, DPn = 33) .

Ello también se refleja en las masas moleculares mínimas máximas, las que son notoriamente mayores para la inulina alcachofas .

Tabla 2: Distribución de masa molecular de diferentes inulinas 5. Resultados de la determinación de glucosa, fructosa y sacarosa La determinación de la proporción de glucosa, fructosa y sacarosa en la inulina de alcachofas obtenida en el punto 2 se realizó mediante determinación fotométrica del azúcar en soluciones de inulina al 5% de fuerza como se describe en el Método 3 ("Determinación de azúcar"). Como puede verse en la Tabla 3, en la inulina de alcachofas purificada el contenido de glucosa y sacarosa son inferiores a 0.1% de la inulina en polvo, el contenido fructosa es de 0.12% de la inulina en polvo.

Tabla 3: contenido de glucosa, fructosa y sacarosa en la inulina de alcachofas purificada 6. Grado de ramificación 6.1 Análisis de metilación estándar El grado de ramificación se determinó en una muestra inulina de la invención con un DPw de 75 y un DPn de 71 y una distribución de 1256 - 31631 g/moles. Como ejemplos comparativos se utilizaron Raftiline HP (de Orafti, lotes HPBN03DN03 y HPBNH4 DNH ) e inulinas de bulbos de dalia (de Sigma, articulo N° 1-3754, lote: 022K7045 o 75H7065) y raices de alcachofa de Jerusalén (de Sigma, articulo N° 1-2880 lotes 111H7045 y 88F7220) se determinó el grado de ramificación mediante análisis de metilación (véase Métodos Generales, 5.1) . La hidrólisis, reducción y acetilación de fructanos con uniones 2-1 resulta en 1 , 2 , 5-tri-0-acetil-3 , 4 , 6-tri-0-metil-D-manitol y -sorbitol. Los radicales fructosilo terminales proporcionan 2 , 5-di-0-acetil-l , 3 , 4 , 6-tetra-0-metil-D-manitol y -sorbitol. Una unidad de glucopiranosilo terminal resulta en 1 , 5-di-0-acetil-2 , 3 , 4 , 6-tetra-O-metil-D-sorbitol . Los bloques formadores ramificados adicionalmente en posición 6 entregan los correspondientes 1 , 2 , 5 , 6-tetra-O-acetil-3 , 4-di-O-metilalditoles . En todas las muestras de fructano, además de los productos que evidencian uniones 2-1, es posible detectar aquellos bloques formadores de fructosa y glucosa terminal. En los cromatogramas se observó además dianhidrido de difructosa (DFDA, aprox. 3% en moles) la que al eliminar el TFA se forma en la corriente de nitrógeno a partir de fructosa con uniones 2-1. A partir de los espectros de masa pudieron adicionalmente identificarse en todas las muestras productos resultantes de una unión 2-1,6. También se identificaron compuestos 1,3- y 1 , -acetilados , los que provienen con ramificaciones en la posición 3 y 4, respectivamente, pero también pueden provenir de metilación incompleta. La ocurrencia no especifica de productos 1,3- y 1 , -acetilados es un indicio de submetilación . Suponiendo que la posición 6 está afectada por la submetilación en la misma medida que las posiciones 3 y 4, la proporción no especifica (valor medio de compuestos 1,3-Ac y 1,4-Ac) se resta de la proporción de unidades de fructosa 2-1 , 6-ramificadas . En la siguiente Tabla 4 se muestran los resultados emergentes de estas formas. Tabla 4 2-1 , 6-Fructosa Muestra [% en moles] * Inulina Alcachofa ]_ _ * * Raftiline HP 0.4 Dalia 0.2 Alcachofa de Jerusalén no se detectó * basado en todas las especies encontradas **valor medio de dos mediciones La evaluación del análisis de metilación reveló para la inulina de alcachofas un grado de ramificación de 1.1% en moles. El grado de ramificación de esta inulina es de ese modo notablemente más elevado que en las inulinas de las muestras de referencia de achicoria (RaftilineHP) , dalia y alcachofa de Jerusalén . EJEMPLO 2 Propiedades de la inulina de raices de alcachofas Todos los estudios posteriores se refieren a la inulina de alcachofas de la invención que se describió anteriormente en el Ejemplo 1 y se detallo anteriormente en las Tablas 1-4. Las inulinas comparativas Raftiline HP y de dalia también son asimismo las detalladas en el Ejemplo 1. 1. Investigación por calorimetría diferencial de escaneo de inulina El análisis por calorimetría diferencial de escaneo de inulina (para el procedimiento; véase Métodos) demostró notorias diferencias entre los diferentes materiales (véase Tabla 5 a continuación) respecto del comportamiento de fundición. Ambas muestras de inulina presentaron una gran diferencia respecto de la entalpia de fusión. Esta se ubicó en la inulina de alcachofas en más de 29 J/g (6.9cal/g) y en Raftiline HP sólo de 22.8 J/g (5.4Cal/g) . En TiniCi0 (To) las diferencias fueron algo menores, pero la temperatura de fundición inicial en la inulina de alcachofa fue 40.4°C, lo que fue más de 2.5°C más elevada que en el caso de la inulina de achicoria comparativa. Esa estabilidad térmica aumentada de la inulina de alcachofas puede ser una ventaja considerable en determinados procesamientos térmicos en el área de los productos alimenticios, dado que la inulina de alcachofas presenta una sensibilidad notoriamente inferior frente a temperaturas elevadas que la inulina de achicoria.

Entalpia de fusión Material A [°C] dH [J/g] Inulina de alcachofas 40.4 29.1 (6.9cal/g) Raftiline HP 37.8 22.8 (5.4Cal/g) Tabla 5 2. Viscosidad Tabla 6: Comparación de la viscosidad dinámica de inulina de achicoria e inulina de alcachofas en agua como función de la concentración (T = 90°C) Como puede verse en la Tabla anterior, ambas inulinas en concentraciones de hasta 24% (v/p) muestran valores muy bajos de viscosidad a 90°C (agua = 1 mPas) . En concentraciones de 26% (v/p) y en especial de 28%, la inulina de la invención se tornó viscosa, mientras que Raftiline HP se mantuvo hasta un 28% (v/p) muy similar al agua en su viscosidad . 3. El tamaño de las partículas luego del secado por congelación La muestra liofilizada del Ejemplo 1 se molió en un molinillo de cuchillas (Grindomix GM200, Retsch Technologie GmbH, Haan, Alemania) y se determinó el tamaño de las partículas mediante el análisis de cribado (máquina cribadora vibradora "Analysette 3" de Fritsch, frecuencia 2.0, auxiliares para cribado: 8 bolillas de ágata (lOmm 0) /criba, tiempo de cribado 1-2 minutos, cantidad colocada aprox. 50 g) . El resultado se muestra en la Tabla 7 siguiente. A partir del análisis de cribado pudo determinarse el diámetro medio de las partículas en 126 µp?. Tabla 7 Ancho de la malla/ µ?? Masa/g <63 12.80 25.78 <90 4.99 10.05 <125 6.60 13.29 <160 6.26 12.61 <200 5.09 10.25 <500 13.75 27.69 >500 0.16 0.32 Suma 49.65 100.00 4. Secado por aspersión, tamaño de las partículas Se preparó una inulina con DPw = 81 como se describe en el ejemplo 1. Después de una secado por congelación inmediato, se disolvió otra vez y luego se secó por aspersión en una unidad de secado por aspersión en lecho fluidizado Glatt GPCG3.1. A ese fin, se introdujo inulina liofilizada en agua, se calentó a 85-90°C y se disolvió. La solución calentada se secó por aspersión con variación de la temperatura del aire de escape, y se observó las propiedades del proceso y las propiedades del producto. La temperatura de entrada se mantuvo constante a 120°C. El suministro se componía de 80% de agua y 20% de inulina, la temperatura del suministro era de 85-90°C y la temperatura del aire de escape era de 80°C. La distribución del tamaño de las partículas se determinó mediante el análisis de cribado como se describió arriba. Los resultados de análisis de cribado de la muestra secada por aspersión se indican en la Tabla 8 siguiente. A partir de la distribución del tamaño de las partículas del análisis de cribado se determinó el tamaño promedio de partículas del producto secado por aspersión en <60µp?. Tabla 8 Ancho de la malla/ µp? Masa/ g <63 34.63 69.9 <90 9.43 19.0 <125 3.03 6.1 <160 1.05 2.1 <200 0.53 1.1 <500 0.86 1.7 >500 0.00 0.0 Suma 49.53 100.00 5. Cristalinidad Las muestras de inulina en forma de polvo se prepararon sin tratamiento previo alguno en un portador de muestras (estándar) de 2 mm de espesor entre dos películas de cubierta PET. Las mediciones con rayos X se efectuaron con un difractómetro D5000 de dos círculos de Bruker-AXS en transmisión simétrica usando la radiación Cu-?a monocromática (Ge (111) monocromador ) . Las tomas se efectuaron a 30 mA y 40 kV en el intervalo angular 2T de 3-29° (amplitud de paso ?2T=0.1°) y 29.5-104 (amplitud de paso ?2T=0.5), paso/ ?2T: 60 segundos . El software basado en el método de Ruland-Vonk ( AXS 7, desarrollado por Fraunhofer Instituts für angewandte Polymerforschung, Potsdam (DE), descrito en http://edocs.tu-berlin.de/diss/2003/rihm_rainer.pdf, pág. 19 y sigs.) se usó para establecer el grado de cristalinidad xc, los tamaños de los cristalitos D(hki) y el parámetro de desorden k, el cual es una medida de la interferencia de cuadriculado en los cristalitos, de los esquemas de dispersión. Se utilizó el esquema de dispersión para la muestra 2 (ver abajo) como expediente antecedente amorfo. La fructosa se utilizó como base química y se calculó con una densidad de 1.65 g/cm3. Los tamaños de los cristalitos D(hki) se determinaron a partir de las anchuras-medias de los reflejos de rayos X en las dos primeras interferencias principales a 2T = 8o y 12° mediante la fórmula de Scherrer. La muestra de una inulina liofilizada fue medida con un DPw de 77-82 y la de una inulina secada por tambor con un DPw 81. Se obtuvieron los resultados indicados en la siguiente Tabla 9: Tabla 9 Cristalinidad Parámetro de D(hkl) 2T D(hki) 2T Xc [%] desorden k = 8o = 12° [10~2nm2] [nm] [nm] Inulina 35 4.9 5.7 7.3 liofilizada Inulina 28 2.4 6.7 10.1 secada por rodillos 6. Formación de la estructura de las inulinas después de calentadas en agua Se prepararon respectivamente porciones de 15ml de suspensiones al 20% en fuerza de las inulinas en agua en frascos de aluminio (frascos RVA-3d de Winopal Forschungsbedarf GmbH; Volumen aprox. 70ml; diámetro 38mm) , se agitaron y equiparon con una barra agitadora magnética y finalmente se cubrieron. Las suspensiones se calentaron con agitación usando un agitador multitérmico (VARIOMAG Multitherm 15 de H+P Labortechnik AG) . Para el control de temperatura en este caso se utilizó un sensor PT 100 (accesorio del VARIOMAG Multitherm 15) el que estaba en un frasco de referencia cubierto con agua destilada en el bloque de calentamiento. El agitador multitérmico se precalentó de modo que la temperatura de la muestra de referencia permaneciera estable a 90°C. Las suspensiones a calentarse se colocaron sobre el agitador multitérmico y se agitó durante 8 minutos a 90°C. Después las muestras se retiraron del agitador multitérmico y se almacenaron a temperatura ambiente por 24 horas. Luego se midió la resistencia de los geles resultantes utilizando un analizador de textura TA-TX2 (Stable Micro Systems) . La medición se efectuó usando como sistema de medición el pistón de inserción SMSP/0.5 R076 (Stable Micro Systems) con un diámetro de 12mm. Se aplicaron los siguientes parámetros para la medición de TA con la celda de medición de 5 kg : • Opciones: medir la fuerza en el sentido de la presión • Un ensayo • Parámetro: velocidad hacia adelante 2.00mm/s · Velocidad de ensayo 0.50mm/s • Velocidad de retorno 0.50mm/s • Trayecto (profundidad de penetración) 3mm Fuerza de gatillo 2g Se investigó el comportamiento de la formación de la estructura de distintas inulinas después del tratamiento térmico en agua. Aquí se demostró que las inulinas de achicoria (Raftiline HP® y Beneo HPX®) en estas condiciones no forman estructuras del tipo gel (Tabla 10) . En contraste de esto, las inulinas de alcachofa con DPw = 77-81 o DPw = 75 forman estructuras muy resistentes. Sorprendentemente, la muestra en la que fue utilizada inulina secada por aspersión con DPw = 81 formó geles más resistentes aún que las muestras comparables (DPw = 77-81 o bien DPw = 75) en las que la fructosa fue liofilizada. Esto en especialmente claro a partir del hecho de que las resistencias de geles encontradas en una concentración de sólo 15% (p/p) en la inulina utilizada estaban a un nivel similar a aquellas muestras comparativas liofilizadas de 20%.

Tabla 10: Formación de la estructura de los fructanos después de calentados en agua * - n=2 ** - n=4 7. Propiedades prebióticas En un modelo de estudio in vivo se investigó el efecto prebiótico de la inulina según la invención en un sistema de fermentación de tres etapas (modelo de intestino) . Se averiguaron los tipos de bacterias que colonizan el sistema de fermentación, asi como sus actividades metabólicas (formación de ácidos grasos de cadenas cortas) . 1. Materiales y métodos: a) Sistema continuo de cultivo de tres etapas: En este estudio se utilizó un sistema continuo de cultivo de tres etapas el que fue descrito anteriormente por Pereira y otros (2003) Appl Environ Microbiol 69(8), 4743-4752 y Probert y otros (2004) Appl Environ Microbiol 70, 4505-4511. El modelo de intestino constaba de tres recipientes de cultivo VI, V2 y V3 dispuestos en serie con volúmenes de trabajo de 0.28, 0.30 y 0.30 litros. Cada recipiente estaba provisto de un agitador magnético, la temperatura se mantuvo en 37 °C mediante un baño de agua, y el pH se controló en los recipientes individuales con un controlador Electrolab pH . El sistema completo (incluyendo el depósito de medios) se manejó bajo condiciones anaeróbicas mediante el paso de nitrógeno estéril libre de oxigeno a través del liquido. El pH en los tres recipientes se ajustó mediante el agregado de una correspondiente cantidad de HCl-NaOH 0.5 M a 5.5 (VI), 6.2 (V2) y 6.8 (V3) . El recipiente 1 simuló las condiciones microbianas del intestino grueso anterior. Era relativamente rico en nutrientes, presentaba un pH relativamente más ácido y un tiempo de espera más breve que el recipiente 3 con un pH más neutral y comparativamente menos sustrato. El recipiente 3 simuló la parte posterior del intestino grueso. El recipiente 2 era el modelo de la parte central, transversal del intestino grueso (colon transverso) .

En forma continua se sopló nitrógeno libre de oxigeno dentro del medio de cultivo estéril, y éste fue introducido por medio de una bomba peristáltica dentro de VI el cual sucesivamente comunicaba con V2 y V3. El medio de cultivo constaba de los siguientes componentes en agua destilada (g/1): almidón de papa, 5.0; pectina (citrus), 2.0, caseína (sal de sodio), 3.0; Raftiline LS (Orafti, Tienen; BE), 1.0; xilano (cáscara de avena), 2.0; arabinogalactona (Fluka), 2.0; goma guar, 1.0; mucino (gástrica de los porcinos del tipo III), 4.0; triptona (Oxoide), 5.0; agua de peptona (Oxoide) , 5.0; extracto de levadura (Oxoide), 4.5; sales biliares Nro. 3 (Oxoide), 0.4; HC1 de L-cisteína, 0.8; NaHC03 (Fisher Scientific) , 1.5; hemina, 0.05; NaCl (Fisher Scientific) , 4.5; KC1 (Fisher Scientific), 4.5; CaC12x6H20 (BDH), 0.15; KH2P04 (BDH), 0.5; FeS04x7H20 (BDH), 0.005; MgS04x7H20 (Fisher Scientific), 1.25. Además, se agregaron 1.0 mi Tween 80 (BDH) y 10 microlitros vitamina K. Como indicador para condiciones anaeróbicas se agregó una concentración al 0.025% (v/p) de 4 mi de solución de resazurin al medio de crecimiento. El medio se sometió a autoclave a 121°C durante 15 minutos y se enfrió bajo atmósfera de nitrógeno. En tanto no se indica lo contrario, todos los productos químicos fueron comprados de Sigma Chemical Co., UK. Recolección y preparación de materia fecal: El volumen restante de cada recipiente se llenó con suspensión fecal recién preparada proveniente de un hombre de 30 años quien durante los tres meses anteriores al ensayo no había ingerido antibiótico alguno. El 20% (p/p) de la suspensión fecal fresca fue producida con una solución salina reguladora de pH con fosfato (PBS) previamente reducida y digerida a velocidad normal durante 2 minutos en un aparato de digerir (estómago) . Los residuos grandes de alimentos se extrajeron mediante un saco filtrante. Después fueron empelados cien mi de la suspensión resultante para inocular cada uno de los tres recipientes de fermentación. El sistema fue inicialmente operado como cultivo de lote usando el medio de cultivo durante 48 horas. Después de 48 horas de fermentación del cultivo en lote, se introdujo el complejo medio de crecimiento el cual imita la composición del fluido intestinal dentro de VI y luego dentro de V2 y V3 a través de la bomba peristáltica. El tiempo de espera (R) se calculó como tasa recíproca de dilución para cada recipiente. El tiempo de espera se fijó en 27.1 horas, y el sistema se operó durante 12 días después de las 48 horas iniciales del período de equilibrio para asegurar un estado estable. El tiempo total de espera era la suma de los tiempos individuales de espera R de cada termentador. Recolección de muestras: La primera muestra (5 mi) (día 0) se recolectó al cabo de 24 h de fermentación. La fermentación continuó hasta que se alcanzó un estado estable (al cabo de 10-12 días) (SS1). En esta etapa, se retiraron muestras del líquido de cultivo de cada recipiente para análisis posterior de bacterias y de ácidos grasos de cadena corta, y utilizándolas como indicador de SS1. Después de alcanzar SS1, se agregó al recipiente 1 el sustrato de ensayo cada día durante otro período de 10-12 días. La fermentación se continuó hasta que se hubo alcanzado otro estado estable (SS2) y nuevamente se tomaron muestras del líquido de cultivo de cada recipiente para análisis posterior. Conteo de bacterias en muestras fecales y muestras del modelo de intestino mediante el análisis FISH: Las muestras de recipientes individuales del sistema de fermentación fueron tratadas como se indica a continuación. Preparación de muestras: se retiraron muestras (375 µ?) de los cultivos de lote, agregados a 1125 µ? de solución filtrada de paraformaldehído al 4% (v/p) (pH 7.2), mezclada y almacenada durante la noche a 4°C a fin de fijar las células. Las células fijadas se centrifugaron a 13000 rpm durante 5 minutos y se lavaron dos veces en una solución filtrada de regulador de pH de fosfato y se volvieron a suspendieron en 150 µ? de PBS . Se agregó etanol (150 µ?), y la muestra fue mezclada y almacenada a -20°C hasta su uso, pero no por más de 3 meses. Hibridación : Las células fijadas (16 µ?) se agregaron a 264 µ? de regulador de pH de hibridación filtrado precalentado (horno) (precalentado en X (30 mm Tris-HCl, 1.36 M NaCl, pH 7.2, 0.1% v/v dodecilsulfato de sodio, SDS) y se mezclaron. La mezcla se agregó a la sonda apropiada rotulada Cy3 (50 ng/µ?) en una proporción de 9:1 (v/v), se mezcló y se colocó durante la noche a temperatura adecuada en el horno de hibridación. Lavado y filtrado: La muestra hibridizada (alícuotas apropiadas para la lograr de 30 a 150 células por campo de visión) se agregó a 5 mi de regulador de pH de hibridación filtrado precalentado (20 mm Tris-HCl, 0.9 M NaCl, pH 7.2) junto con 20 µ? DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindol , 500 ng/µ?) y se dejó por 30 minutos a temperatura de hibridación apropiada. La mezcla se colocó en un filtro de membrana negra con un tamaño de poros de 0.2 ym (GTBP 01300, Millipore Corp.). Se colocó en el filtro Slowfade-Light Antifade (Molecular Probes Europe, Leiden, NL) a fin de evitar un desvanecimiento de la fluorescencia, y los soportes se almacenaron en la oscuridad durante un máximo de 3 días a 4°C. Un mínimo de 15 campos de visión por soporte se analizó con un microscopio de fluorescencia Nikon Microphot EPI (aumento de 1000 x) . Se empleó el filtro DM510 (550 nm) para contra las células hibridizadas, y se utilizó el filtro de extracción DM400 para las células teñidas con DAPI. La siguiente fórmula se utilizó para calcular la concentración de células C (células/ml) en cada muestra: C = N x 15.56 x 14873.74 ? (1000/q) N: cantidad promedio de células contadas por campo de visión q: volumen de la mezcla de hibridación empleada 14873.74: constante de aumento 15.56: factor para todas las diluciones realizadas Para el conteo de grupos importantes de bacterias, se utilizaron sondas de o 1 i gonu c 1 e ó t i do 16S dirigidas al ARNr especificas del género rotuladas con el colorante fluorescente Cy 3 las que con anterioridad fueron diseñadas y validadas. Las sondas empleadas eran Bifl64, especifica para bi f idobacter ium (Langedijk (1995), Appl Environ Microbiol 61, 3069-3075) , Bac303, especifica para bacteroides (Manz y otros (1996) Microbiology 142, 1097-1106) , Hisl50, especifica para el subgrupo Clostridium histolyticum y Erec482, especifica para el grupo Clostridium coc co ide s - Euba c t e r i um rectale (Franks y otros (1998) Appl Environ Microbiol 64, 3336-3345) , Labl58, especifica para Lactobacillus/Enterococcus (Harmsen y otros (1999) Microb Ecol Health Dis 11, 3-12) , Ato291, especifica para la agrupación Atopobium. El colorante de ácido nucleico 4 ' , 6-diamidino-2 -phenyl indol (DAPI) se utilizó para el conteo total de células (Tabla 11) . Tabla 11: Análisis de ácidos grasos de cadena corta: Los ácidos grasos de cadena corta (SCFA) en muestras que se tomaron de distintos recipientes del modelo de intestino se analizaron como se describió en Pereira y otros, Appl. Environ Microbiol (2003) 69(8), 4743-4752. Se centrifugaron las muestras (6000 g, 10 min) a fin de eliminar bacterias y sólidos y después se filtraron a través de un filtro Polysulfon-HPLC con un tamaño de poros de 0.2 µp? Luego se diluyeron 200 µ? de cada sobrenadado filtrado con 800 µ? de acetonitrilo (1:4) el que contenia 3.7 mm ácido 2- etilbutirico como estándar interno. Los ácidos grasos se determinaron mediante cromatografía gaseosa con un sistema HP 5890 Serie II GC provisto de una columna capilar empaquetada en sílice fusionado (Permabond FFAP, Macherey Nagel, DE) (25 m x 0.32 mm, espesor de película 0.25 µp?) . Como gas portador se empleó helio con un flujo de volumen de 2.42 ml/min. La temperatura de la columna era de 140°C y la temperatura del inyector y del detector era de 240°C. 5 minutos después de inyectar la muestra, se elevó en pasos la temperatura de la columna en 20°C/min a 240°C y dejando que el sistema funcionara por otros 5 minutos más. La composición del gas se analizó usando un software HP 3365 Serie II ChemStation Apg-top, Versión A0.03.34. Los ácidos subsiguientes se emplearon como estándares externos, en cada caso con concentraciones en el intervalo de 0.5 a 40 mm: ácido acético, ácido propiónico, ácido n-butírico, ácido n-valérico, ácido isovalérico (Fluka), ácido isobutírico (Fluka) y ácido n-caproico. En tanto no se indica lo contrario, todos los ácidos fueron comprados de Sigma y eran puros en más del 99%. Las concentraciones de SCFA se calcularon empleando una calibración estándar interna y se expresaron en mm por litro. 2. Resultados En el modelo de intestino que se describió arriba, se ensayaron las siguientes inulinas: Inulina de la invención: DPw = 77-81 Muestra comparativa: Raftinline HP® (Orafti), DPw = 33 Se ejecutó la comparación entre el segundo estado estable (SS2) y el primer estado estable (SS1) y los datos se analizaron usando Prueba t de Student. La Figura 5 muestra la comparación de la población bacteriana en el recipiente 1 (VI) entre el estado estable 1 (SS1) y el estado estable 2 (SS2) después del tratamiento con la inulina de la invención. Las Figuras 6 y 7 muestran las comparaciones correspondientes para el recipiente 2 (V2) y 3 (V3) . La Figura 8 muestra la comparación de la población bacteriana en el recipiente 1 (VI) entre el estado estable 1 (SS1) y el estado estable 2 (SS2) después del tratamiento con la muestra comparativa. Las Figuras 9 y 10 muestran comparaciones correspondientes para el recipiente 2 (V2) y 3 (V3) . Se observó una respuesta bifidogénica después de agregar la inulina de la invención en el modelo de intestino. En los tres recipientes el nivel de incremento era significativo para b i f i doba ct e r i a y era significativo para lactobacilo en el recipiente 2 (P<0.05) . Los niveles de Clostridia permanecieron inalterados. En la muestra comparativa se observó un incremento de bi f idobacter ia en el recipiente 1, pero éste no era significativo. En el recipiente 3 la población de lactobacilos fue significativamente superior (P<0.05) , pero en la población de Clostridia no se observó alteración alguna. Los Bacteroides y el grupo Clostridium coccoides-E. rectale eran significativamente inferiores en el recipiente 2 ( P<0.05 ) . La Figura 11 muestra la comparación de la concentración de ácido grasos de cadena corta (SCFA) en todos los recipientes ente el estado estable 1 (linea de base) (SS1) y el estado estable 2 (SS2) después del tratamiento con la inulina de la invención. Por cada recipiente y estado estable (p.ej. V1-SS1) se concluyeron los ácidos grasos individuales como diagrama de barra en cada caso. De izquierda a derecha: ácido acético, ácido propiónico, ácido isobutirico, ácido butírico, ácido isovalérico, ácido n-valérico y ácido n-caproico. La Figura 12 muestra la comparación de la concentración en ácidos grasos de cadena corta (SCFA) en todos los recipientes entre el estado estable 1 (línea de base) (SS1) y el estado estable 2 (SS2) después del tratamiento con la muestra comparativa. El agregado de la inulina de la invención en el modelo de intestino condujo a un incremento significativo de las concentraciones de butiratos y propionatos en el recipiente 3 (V3) (P<0.05) . La concentración de butirato no se elevó significativamente en los demás recipientes. El agregado de la muestra comparativa en el modelo de intestino condujo a una elevación de la concentración de acetato, propionato y butirato en todos los recipientes, pero que solamente era significativo en el recipiente 2 (V2) . El ensayo in vivo revela que la inulina de la invención es un fuerte prebiótico porque tanto la cantidad de la b i f i doba c t e r i a , como la cantidad de lactobacilo se incrementó en los tres recipientes. Esto estaba acompañado de un incremento de la concentración de butirato en todos los recipientes y de un incremento significativo de butirato y propionato en el recipiente 3. El incremento de butirato y propionato en el recipiente 3 es un fuerte indicativo de que la inulina según la invención presenta un efecto prebiótico en la parte posterior del intestino grueso. Ello es ventajoso porque una gran parte de las enfermedades de cáncer de intestino se presenta en el área distal del intestino grueso/recto . 8. Producción de yogurt Métodos El yogurt se preparó en lotes de 700 g. La leche se estandarizó en diferentes contenidos de sólidos lácteos sin grasa (MSNF) en el intervalo de 11.0 - 14.0 porcentuales por peso en base a la composición total. Las cantidades de inulina (inulina de la invención e inulina comparativa Beneo HP® de Orafti) se ajustaron en 0.0 a 4.5% por peso. Las recetas de yogurt están enumeradas en la Tabla 12. La inulina de la invención (inulina de cadena muy larga, en lo siguiente abreviado como VLCI) correspondía a la inulina del ejemplo 1/Tabla 2 y tenía un grado medio de polimerización de DPw de 75; la muestra comparativa Beneo HP® presentó un DPw de 34. Todos los valores porcentuales se refirieron al porciento por peso en base a la composición total, mientras no se indique lo contrario . Los ingredientes secos se mezclaron entre sí para facilitar la dispersión de inulina y leche en polvo libre de grasa, y para luego agregarlas a la leche con ci zallamiento moderado a fin de formar la base del yogurt. La base estandarizada se mantuvo durante 3 horas a 4°C para que la leche en polvo libre de grasa pudiera disolverse completamente. Cada lote se pasteurizó durante 30 minutos a 80°C, enfriado rápidamente a 44°C e inoculado con Yo-Flex 88 (Streptococcus thermophilus y Lact obaci 1 lus delbruecki i , de Chr. Hansen Inc.) en una concentración de 3.6 g/1. Para el yogurt fermentado en frasco (yogurt estilo natilla) , previo a la incubación se vertió la base inoculada dentro de los empaques finales. El yogurt agitado se incubó en grandes tanques. Las mezclas base se incubaron a 44°C durante 4-6 horas hasta alcanzar un pH 4.5 (pH inicial de aprox. 6.8) . Cuando el yogur había alcanzado un pH 4.5, las muestras de yogurt estilo natilla se enfriaron a 4°C y se dejaron en este punto por 48 horas a fin de lograr la máxima viscosidad. Las muestras agitadas se enfriaron a 35°C, se mezclaron a bajo c i z a 11 ami ent o , se envasaron en frascos de plástico, se enfriaron a 4°C y se dejaron en este punto durante 48 horas a fin de alcanzar la máxima viscosidad. La viscosidad se midió mediante un viscómetro Brookfield con un accesorio Heliopath.

La Tabla 12 (todas las indicaciones numéricas en % por peso basado en la masa total, alvo la viscosidad) Ensebo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 Variación en el contenido de inulina Menos sólido con 3.5% de Azúcar Sin estabilizador inulina a) Datos de los ingredientes individuales 2% leche 69.84 — — — — 70.33 — 67.62 — 71.00 Azúcar — 3.87 3.90 4.04 — — 4.08 — — Leche 89.05 89.92 90.88 91.79 23.38 89.05 90.74 91.58 92.43 90.74 85.61 86.42 89.45 23.55 90.54 22.64 91.37 23.77 descreieda Leche en 5.81 5.86 5.93 5.99 6.08 5.81 5.01 4.13 3.25 5.01 5.58 5.64 5.83 6.12 5.90 4.98 5.04 5.23 polvo sin grasa Estabilizador 0.67 0.68 0.68 0.69 0.70 0.67 0.68 0.69 0.70 0.68 0.64 0.65 0.67 — — 0.68 — — __ __ _- -- -_ -- -- -- — 10 -- -- -- __ -- _- -- -- -- -- — cualitativos Sólidos H H H H H H M L VL M H H H H H M M M Inulina H M L VL 0 H(B) M M M M(B) H M 0 0 M 0 M 0 Grasa 0 0 0 0 M 0 0 0 0 0 0 0 0 H 0 H 0 H Estabilizador H H H H H H H H H H H H H 0 0 H 0 0 Azúcar 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 H H H 0 0 H 0 0 H = M = L = O = VL = alta iredia baja cero muy baja D Viscosidad 7250 5550 4666 3400 3300 3400 4690 4275 3860 3175 4750 5183 2950 3250 6000 2550 5500 2825 (relativa) Resultados : La Figura 13 muestra los efectos de inulina y de sólidos de la leche sobre la viscosidad del yogurt. La inulina de la invención (VLCI) desarrolló una significativa viscosidad en yogurt libre de grasa, se alcanzó un nivel de viscosidad de 4.5% VLCI que es dos veces superior que el del yogurt con 1.5% de grasa sin inulina alguna. La curva del lado derecho en la Figura 13 muestra la dramática modificación en viscosidad cuando los contenidos de VLCI en yogurt con aproximadamente 13.5% de sólidos de la leche aumentan de 1.5% a 4.5%. En comparación con ello, una modificación del contenido de Beneo-HP® afecta la viscosidad sólo poco significativamente, aún cuando se modifica el contenido de sólidos de la leche en 1%. En la curva superior de la izquierda en la Figura 13 se evidencia el efecto de la creciente cantidad de sólidos de la leche en yogurt que contiene un 3.5% de VLCI. Por lo general, un aumento del 1% del VLCI aumentó la viscosidad del yogurt libre de grasa en alrededor de 30%, mientras que Beneo HP® tuvo un efecto mucho menor en la viscosidad. Dependiendo del contenido de sólidos de la leche, la cantidad de VLCI necesaria para generar el nivel de viscosidad de un yogurt comparativo con 1.5% de grasa, fue de 1.5 -3.5%. Se necesitaron al menos 3.5% de Beneo HP® para lograr el nivel de viscosidad de un yogurt comparativo con 1.5% de grasa. En otro ensayo, se mezclaron 2.5% de VLCI y 4.5% de Beneo HP® en un yogurt libre de grasa. Se utilizó en comparación un yogurt reducido en grasa con 1 . 5% de grasa . La mues tra con VLCI presentó una viscosidad más elevada que las dos muestras comparativas con Beneo HP® y 1 . 5% de grasa , como se mues tra en la Tabla a continuación . Tabla 13 Sin lugar a duda la VLCI es más ef ectiva que Beneo HP® para modi f icar la textura de yogurt l ibre de grasa , dado que logra valores más elevados de viscosidad con contenidos más reducidos . Ello brinda la posibilidad de emplear más económicamente la inulina en yogurt mientras que mantiene un contenido de inulina necesario para lograr un buen efecto de abultado . En los ensayos anteriores, se mantuvieron cantidades mínimas de 3 g de inulina por porción como la cantidad necesaria para un efecto de abultado . En la Tabla 14 se muestran otros ensayos con yogurt fermentado en bote (estilo natilla) . La producción se realizó como se indicó previamente. Puede verse que una inulina de la invención secada por aspersión tiene un efecto especialmente fuerte de aumento de viscosidad en comparación de las inulinas liofilizadas y secadas por rodillo . 2 . 5% de la inulina de la invención secada por aspersión o secada por rodillo de todos modos ocasionan aproximadamente un mayor aumento de viscosidad que 4.5% de inulina del ejemplo comparativo. En la Tabla 15 se muestran ensayos con yogures sin agitar, fermentados en vaso (natilla) y con yogurt agitado. Las muestras A-D se fermentaron normalmente. Una parte de cada muestra se mezcló con cizallamiento leve mientras que el yogurt aún se estaba tibio (37-40°C) . En cada muestra se analizó la viscosidad de las preparaciones (natillas) agitadas y no agitadas después de 48 horas. Las muestras E-I fueron nuevamente fermentadas normalmente, pero las fracciones agitadas E-G se mezclaron en tibio, como indicado previamente, y se agregó sacarosa durante el proceso de mezclado. Las muestras H e I se mezclaron después de que la temperatura había descendido a 10°C, a fin de analizar el efecto de la temperatura sobre la viscosidad de la inulina y del yogurt. El agregado de la inulina de la invención secada por aspersión (ensayo C) aumentó la viscosidad en las preparaciones agitadas y las preparaciones de natilla, con la viscosidad de yogurt de grasa entera (ensayo D) siendo alcanzado. En las segundas series (ensayos E-I) , al agregar la inulina comparativa Beneo HP® la viscosidad fue prácticamente igual que después del agregado de la inulina de la invención, pero el producto del ensayo F era granulado y la suavidad era inferior. Otra observación fue que en todos los ensayos se formó una capa de 5 mm de proteína desnaturalizada del suero en el fondo del recipiente de fermentación - con excepción de los ejemplos en los que se agregó inulina de la invención. Esto es una indicación de que la inulina de la invención tiene un efecto positivo sobre la estabilidad del yogurt .

Tabla 14 Ej emplo Ejemplo 2.5% Ejemplo 2.5% Ejemplo 2.5% Ejemplo Ejemplo comparativo inulina inulina Inulina comparativo compara¬ 4.5% liof ilizada secada por secada por tivo inulina rodillo aspersión 1.5% grasa comercial 3.35% grasa a) Datos en ingredientes individuales Leche entera -- -- -- -- -- 95.91 2% leche -- -- -- 71.85 -- Azúcar -- -- -- -- Leche descremada 91.51 93.44 93.44 93.44 24.06 -- Leche en polvo sin 3.21 3.28 3.28 3.28 3.37 3.37 grasa Estabilizador CC723 0.69 0.70 0.70 0.70 0.72 0.72 Beneo HPX® 4.59 -- -- -- -- Inulina DPw = 75 -- -- -- -- -- Inulina 2.58 DPw = 81 secada por liofilización Inulina DPw = 81 -- -- 2.58 -- — Secada p/ rodillo Inulina DPw = 81 2.58 Secada por aspersión b) Datos de sólidos Sólidos de la leche 11.14 11.37 11.37 11.37 11.67 11.67 Inulina 4.59 2.58 2.58 2.58 -- -- Grasa -- -- -- -- 1.44 3.36 Total de sólidos 15.73 13.95 13.95 13.95 13.11 15.03 Viscosidad 302500 292500 338750 362500 281250 320000 (centipoises) PH 4.34 4.52 4.41 4.57 4.57 4.55 Todos los datos están en porcentaje en base a la masa total, salvo dad y el pH Tabla 15 Ensayo A B C D E F G H I Comparación Comparación E emplo Comparación Comparación Comparación Ejemplo Ej emplo Comparación yogurt Beneo HP inulina yogurt con yogurt de Beneo HP inulina inulina yogurt grasa de De grasa reducida grasa grasa de grasa reducida con grasa con reducida reducida 2% en grasa entera reducida reducida 2% en grasa entera 2% grasa 2% 2% DPw = 81, entera DPw = 81, DPw = 81, secada secada secada por por por aspersión aspersión aspersión Viscosidad 238000 267000 308000 326000 240000 306000 306000 nailla [cPs] Viscosidad 90000 110000 146000 152000 61000 104000 120000 84000 62000 agitado [cPs] Agregado si si si si sí de sacarosa Sólidos de 11.67% 11.44% 11.44% 11.67% 10.99% 10.78% 10.78% 11.44% 11.67% la leche Inulina _- 2.04% 2.04% -- 1.83% 1.83% 2.04% -- Grasa 1.44% 1.41% 1.41% 3.36% 1.28% 1.26% 1.26% 3.29% 3.36% Total de 13.11% 14.89% 14.89% 15.03% 12.27% 13.88% 13.88% 16.77% 15.03% sólidos Se hace constar que con relación a esta fecha, el mejor método conocido por la solicitante para llevar a la práctica la citada invención, es el que resulta claro de la presente descripción de la invención.

Claims (33)

1. REIVINDICACIONES Habiéndose descrito la invención como antecede, se reclama como propiedad lo contenido en las siguientes reivindicaciones : 1. - Inulina, caracterizada porque tiene un grado promedio de polimerización DPW de entre 65 y 81.
2. 2. - Inulina de conformidad con la reivindicación 1, caracterizada porque tiene un grado promedio de polimerización DPW de entre 65 y 79.
3. 3. - Inulina de conformidad con la reivindicación 1 o 2, caracterizada porque tiene un grado de ramificación de entre 0.5 y 2.0% en moles de monómeros de fructosa con uniones 2-1,6 en base a todos los monómeros de inulina.
4. 4. - Inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-3, caracterizada porque el cociente DPw/DPn es inferior a 1.25.
5. 5. - Inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-3, caracterizada porque el cociente DPw/DPn es inferior a 1.20.
6. 6. - Inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-3, caracterizada porque el cociente DPw/DPn es inferior a 1.15.
7. 7. - Inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-6, caracterizada porque el contenido de glucosa es inferior a 2% en peso en base al peso seco total.
8. 8. - Inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-6, caracterizada porque el contenido de glucosa es inferior a 1% en peso en base al peso seco total.
9. 9. - Inulina conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-8, caracterizada porque el contenido de fructosa es inferior a 2.5% en peso en base al peso seco total .
10. 10. - Inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-8, caracterizada porque el contenido de fructosa es inferior a 1.5% en peso en base al peso seco total .
11. 11. - Inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-10, caracterizada porque es secada por aspersión .
12. 12. - Inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-11, caracterizada porque está en la forma de partículas con un diámetro promedio de 100 - 250 µp?
13. 13. - Un procedimiento para la obtención de inulina, caracterizado porque a) se trituran raíces de alcachofas b) mediante el tratamiento de las raíces trituradas con agua se obtiene un extracto, c) se eliminan los componentes colorantes del extracto obtenido, d) se precipita la inulina del extracto, e) se hace precipitar la inulina nuevamente al menos una vez.
14. 14. - El procedimiento de conformidad con la reivindicación 13, caracterizado porque comprende un paso adicional de filtración.
15. 15. - El procedimiento de conformidad con las reivindicaciones 13 o 14, caracterizado porque se eliminan los componentes colorantes en el paso c) mediante i) mezclado de los iones de magnesio (Mg2+) con el extracto de planta, ii) mezclar con el extracto de planta al menos un componente alcalino iii) formar un precipitado, y iv) extraer el precipitado el cual se formó del extracto de planta.
16. 16. - El procedimiento de conformidad con la reivindicación 15, caracterizado porque una sal de magnesio se mezcla en el paso i) .
17. 17. - El procedimiento de conformidad con la reivindicación 16, caracterizado porque la sal de magnesio se selecciona de cloruro de magnesio, sulfato de magnesio, nitrato de magnesio, acetato de magnesio y propionato de magnesio .
18. 18. - El procedimiento de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 15-17, caracterizado porque el paso i) se lleva a cabo a una temperatura de 60-80°C.
19. 19. - El procedimiento de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 15-18, caracterizado porque la cantidad de componente alcalino se elige de tal modo que la determinación de la proporción de moles de OH~:Mg2+ es 2.2:1 -1.8:1.
20. 20. - El procedimiento de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 15-19, caracterizado porque el componente alcalino es una solución o suspensión acuosa de un hidróxido de metal alcalino o hidróxido de metal álcalinotérreo.
21. 21. - El procedimiento de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 15-20, caracterizado porque el componente alcalino es una suspensión de hidróxido de calcio.
22. 22. - Un producto alimenticio, caracterizado porque comprende inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-12.
23. 23. - El producto alimenticio de conformidad con la reivindicación 22, caracterizado porque se selecciona entre productos lácteos, yogures, helados, helados suaves elaborados con leche, decoraciones elaboradas con leche, pudines, batidos con leche, natilla de huevo, quesos, barritas nutritivas, barritas energéticas, barritas de desayuno, confitería, masas, galletitas saladas, galletas, bizcochos, chips de cereales, bocadillos, té helado, helado suave elaborado con jugo de fruta, bebidas dietéticas, bebidas refinadas, bebidas para deportistas, bebidas energizantes , mezclas de bebidas en polvo como suplemento dietético, alimento para niños y lactantes, jugo de naranja complementado con calcio, pan, medias lunas, cereales, fideos, untables para pan, bizcochos y chocolates sin azúcar, golosinas masticables con calcio, productos de carne, mayonesa, aderezos para ensalada, mantequilla de nuez, comidas congeladas, salsas, sopas y comidas preparadas.
24. 24. - El producto alimenticio de conformidad con las reivindicaciones 22 ó 23, caracterizado porque es un producto de extrusión.
25. 25. - Un suplemento dietario, caracterizado porque comprende inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-12.
26. 26. - Una preparación cosmética, caracterizada porque comprende inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-12.
27. 27. - El uso de inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-12 como aditamento al producto alimenticio .
28. 28. - El uso de inulina de conformidad con la reivindicación 27 como aditamento con propiedades prebióticas, un agente para la textura, un agente mejorador de la estabilidad, agente formador de viscosidad y/o fibra dietética .
29. 29. - El uso de inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-12 como sustituto de grasa o aceite en productos alimenticios.
30. 30. - El uso de inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-12 como aditamento en preparaciones cosméticas .
31. 31. - El uso de inulina de conformidad con la reivindicación 30 como agente para la textura, agente mejorador de la estabilidad y/o agente formador de viscosidad.
32. 32. - La pasta acuosa, caracterizada porque es de inulina de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 1-12.
33. 33. - El uso de una pasta acuosa de conformidad con la reivindicación 32 como componente que imparte estructura, sustituto de grasa, sustituto de aceite, agente para la textura, agente mejorador de la estabilidad, y/o agente formador de viscosidad en productos alimenticios o preparaciones cosméticas.