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WO2019162618A1 - Methode d'evaluation de la teneur en matiere organique biodegradable d'un echantillon aqueux et kit pour sa realisation - Google Patents

Methode d'evaluation de la teneur en matiere organique biodegradable d'un echantillon aqueux et kit pour sa realisation Download PDF

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WO2019162618A1
WO2019162618A1 PCT/FR2019/050394 FR2019050394W WO2019162618A1 WO 2019162618 A1 WO2019162618 A1 WO 2019162618A1 FR 2019050394 W FR2019050394 W FR 2019050394W WO 2019162618 A1 WO2019162618 A1 WO 2019162618A1
Authority
WO
WIPO (PCT)
Prior art keywords
bacteria
aqueous sample
sample
bacterial strain
bacterial
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Ceased
Application number
PCT/FR2019/050394
Other languages
English (en)
Inventor
Gérald THOUAND
Marie-José DURAND-THOUAND
Sulivan JOUANNEAU
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Universite de Nantes
Original Assignee
Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Universite de Nantes
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Centre National de la Recherche Scientifique CNRS, Universite de Nantes filed Critical Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Publication of WO2019162618A1 publication Critical patent/WO2019162618A1/fr
Anticipated expiration legal-status Critical
Ceased legal-status Critical Current

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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
    • C12Q1/02—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions involving viable microorganisms
    • C12Q1/04—Determining presence or kind of microorganism; Use of selective media for testing antibiotics or bacteriocides; Compositions containing a chemical indicator therefor
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C02—TREATMENT OF WATER, WASTE WATER, SEWAGE, OR SLUDGE
    • C02F—TREATMENT OF WATER, WASTE WATER, SEWAGE, OR SLUDGE
    • C02F3/00—Biological treatment of water, waste water, or sewage
    • C02F3/34—Biological treatment of water, waste water, or sewage characterised by the microorganisms used
    • C02F3/341—Consortia of bacteria
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
    • G01N33/18—Water
    • G01N33/1806—Biological oxygen demand [BOD] or chemical oxygen demand [COD]
    • G—PHYSICS
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    • G01N33/18—Water
    • G01N33/186—Water using one or more living organisms, e.g. a fish
    • G01N33/1866—Water using one or more living organisms, e.g. a fish using microorganisms
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C02—TREATMENT OF WATER, WASTE WATER, SEWAGE, OR SLUDGE
    • C02F—TREATMENT OF WATER, WASTE WATER, SEWAGE, OR SLUDGE
    • C02F2209/00—Controlling or monitoring parameters in water treatment
    • C02F2209/08—Chemical Oxygen Demand [COD]; Biological Oxygen Demand [BOD]

Definitions

  • the present invention relates to a method for evaluating the biodegradable organic matter content of an aqueous sample, a kit for carrying out this evaluation and its application to effluents such as effluents from purification plants, industrial effluents or effluents. breeding.
  • the measurement of oxygen is carried out by an iodometric method or by means of an electrochemical probe, the value of the DB05 being expressed in mg of 0 2 / L.
  • This method is only suitable for values between 0 and 6 mg of 02 / L, which requires prior dilutions, and has a large variability (of the order of 20%).
  • its duration (5 days) makes it impossible to follow up online: for example the monitoring of the quality of discharges from treatment plants.
  • biosensors To obtain faster information and to enable an on-line measurement of the biodegradable carbonaceous material, biosensors have been developed. However, these devices require a heavy preliminary phase of calibration and parameterization on site.
  • a first object of the invention is therefore to propose a method for evaluating the content of biodegradable organic matter in an aqueous sample which is rapid (preferably a few hours), allowing for example to pass on the information on environmental conditions. purification, precise and reproducible.
  • Another aim of the invention is to propose a method for estimating the content of biodegradable organic matter over a large concentration, without requiring dilution of the sample and reducing the variability between measurements.
  • Another object of the invention is to provide a method that is easy to implement and can be automated.
  • Another object of the invention is to propose a method whose results can be converted into a value equivalent to the value of DBOs defined by the current standard.
  • the present invention relates to a method for evaluating the content of biodegradable organic matter in an aqueous sample comprising the following successive steps:
  • a marker of the metabolic activity of the bacteria such as a fluorescent and / or colored marker of the respiratory activity of said bacteria
  • tracking is meant for example a measurement at regular intervals of the fluorescence of the sample.
  • the final result giving information on the concentration of the biodegradable organic matter of the sample and the slope of the curve information on the rate of biodegradation by the bacterial strain in the presence.
  • the marker of the metabolic activity of the bacteria is advantageously resazurin.
  • the resazurin molecule is reduced to pink resorufin in the presence of a cellular metabolic activity, this reaction being quantitatively correlated with the bacterial respiration and therefore with the oxygen concentration induced by the biological degradation of the organic matter in the body. sample considered.
  • the monitoring of the metabolic activity can be carried out by colorimetry (resazurin absorbance peak: 601 mm / resorufin absorbance peak: 571 mm) and / or by fluorescence spectrophotometry at a length of excitation wave of 540 nanometers and an emission wavelength of about 610 nanometers.
  • the method according to the invention thus makes it possible to estimate the content of biodegradable organic matter over a large concentration, ranging from 0 to at least 300 mg 0 2 / L, without the need for dilution of the sample, which is a very advantageous important compared to methods using oxygen probes for example which are limited to about 6 mg O2 / L.
  • This method can easily be automated.
  • each measuring cell is prepared according to the steps following successive
  • the culture step of the bacterial strain makes it possible in particular to have bacteria in an exponential growth phase with a homogeneous population.
  • the protective agent is advantageously a substance that is not biodegraded by the bacterial strain in question.
  • a diholoside such as sucrose or a triholoside such as raffinose may be used.
  • the lyophilization step is preferably preceded by a freezing phase in a range of -20 ° C to -80 ° C, freeze drying occurring at a temperature below -40 ° C under a pressure of less than 0.10. mbar (for example about 0.05 mbar).
  • Lyophilization under these conditions allows a conservation of the bacteria, without affecting their activity.
  • the bacterial strains used in this method have been isolated from the natural environment. These are, in particular, microorganisms frequently encountered in urban wastewater.
  • the bacterial strains are chosen from: Acinetobacter towneri, Paracoccus pantotrophus, Arthrobacter aurescens, Proteus mirabilis, Bacillus funiculus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus mycoides, Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Pseudomonas putida, Bosea vestrisii, Budvicia aquatica, Rhizobium radiobacter, Comamonas denitrificans, Rhodococcus rhodochrous,
  • the various fractions of the aqueous sample are distributed in at least 6, preferably at least 8, measuring cells each containing a bacterial strain belonging to one of the following groups:
  • group A Bacillus funiculus, Bosea vestrisii, Zoogloea resiniphila, Paracoccus pantotrophus, Budvicia aquatica, or Acinetobacter towneri,
  • group B Thauera linaloolentis, Comamonas denitrificans, Comamonas testosteroni, Bacillus mycoides, or Rhodococcus rhodochrous,
  • group C Pseudomonas aeruginosa, Cupriavidus necator, or Pseudomonas putida,
  • group D Escherichia coli, or Enterobacter helveticus
  • group F Staphylococcus auricularis, or Corynebacterium pseudo diphtheriticum,
  • Rhizobium radiobacter Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Staphylococcus sp., Sphingobium yanoikuyae, or Arthrobacter aurescens.
  • the different fractions of the aqueous sample can be distributed in measuring cells each containing a single bacterial strain comprising at least the following eight bacterial strains: Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Budvicia aquatica, Comamonas testosteroni, Corynebacterium pseudodiphtheriticum, Cupriavidus necator, Escherichia coli, Proteus mirabilis, Pseudomonas putida, Rhodococcus rhodochrous, Variovorax paradoxus.
  • the present invention also relates to a kit for performing the evaluation of the biodegradable organic matter content of an aqueous sample, said kit comprising:
  • measuring cells preferably six cells, preferably eight measuring cells, each containing a single, non-pathogenic bacterial strain, isolated from the natural medium, and lyophilized in the presence of a protective agent,
  • a marker of the metabolic activity of said bacteria preferably a fluorescent and / or colored mark
  • the measuring cells are advantageously transparent, for example glass, closed bottles, preferably in the form of individual tubes or arranged for example in microplates.
  • the present invention also relates to the use of the evaluation method described above, for the quantification of the biodegradable organic matter content of an aqueous sample of treatment plants, industrial effluents or livestock effluents, or natural waters such as surface water, groundwater or marine waters.
  • An advantageous use relates to the determination of the biological oxygen demand (BODs), by statistical processing of the data, obtained during the spectrophotometric monitoring of the bacterial activity in each sample fraction, using a multivariate method, such as a supervised learning algorithm of the neural network type, making it possible to correlate the results of said method with the corresponding value of BOD 5 of the ISO 5815 standard.
  • BODs biological oxygen demand
  • Figure 1 is a diagram showing the biodegradation capacity of different carbon sources by different bacterial strains, these strains can be classified into eight groups called A to H;
  • Figure 2 in two parts, shows on the left the kinetics of biodegradation of the bacterial strains shown in Figure 1, and the diagram on the right the toxicological resistance index of these bacterial strains;
  • Figure 3 presents the correlation (linear regression) obtained by an individual approach of each of the eight bacterial strains presented, the individual curves show the biological activity (in arbitrary unit u.a.) according to the BODs reference method;
  • FIG. 4 presents different correlation tests between the value calculated by the method of the present invention expressed in mg BDO 5 / L according to the reference method, for samples of different origins (collective sanitation, autonomous sewerage, spillway). 'thunderstorm).
  • Step 1 Culture of the strains before lyophilization
  • the bacterial strain selected is isolated on a petri dish (LB medium agar: 5g / L NaCl, 5g / L Tryptone, 0.5g / L yeast extract, 12g / L agar) at 30 ° C for 24 to 48 hours . It is then inoculated and incubated in LB medium (5 g / L NaCl, 5 g / L Tryptone and 0.5 g / L yeast extract) at 30 ° C., with stirring at 250 rpm for 16 to 20 hours. The culture is monitored by optical density (cell density indicator) at 620 nm, until a homogeneous culture of bacteria in exponential growth phase. Step 2: Wash the stumps
  • the pellet After centrifugation (6400 rpm / 4 min / 4 ° C.), the pellet is washed several times with a solution of MgSO 4 2 2 M, then conditioned in a lyophilization solution comprising: 50% of an amino acid solution IF-A (http://www.biolog.com) supplemented with nitrogen and phosphorus and 50% raffinose at 117.8 g / L.
  • IF-A http://www.biolog.com
  • the freeze-drying solution containing said suspended bacteria is distributed equally in different tubes, which are then subjected to freezing at -80 ° C for at least 3 hours, then to a lyophilization step at -50 ° C under 0, 05mbar for 36 hours. The whole can then be stored for several months at -20 ° C.
  • the freeze-dried bacteria are "put back into activity" by adding a so-called regeneration solution composed of KH 2 PO 4 : 0.085 g / L, K 2 HPO 4 : 0.2175 g / L, Na 2 HPO 4 : 0.2665 g / L and NH 4 Cl: 0.02 g / L.
  • the "regenerated" bacterial strain is then placed in an incubator for 20 hours at 30 ° C for a carbon depletion step, i.e. to allow the bacteria to consume the carbon resulting from the cell residues. dead bacteria in the medium during the previous steps (especially during the lyophilization step).
  • the resazurin reagent and the test sample are added to the interfering carbon-free regenerated bacterial suspension in the following proportions: 10% of marker (resazurin), 23.3% of regenerated bacterial suspension and 66.7% of sample to test.
  • the monitoring of the bacterial respiration is then followed by fluorescence (excitation wavelength of 540 nm and emission wavelength of 610 nm).
  • Each selected strain gives partial information.
  • the analyzes of the data are based on the set of data gathering the fluorescence values of each of the strains obtained. after three hours of exposure with the sample to be analyzed and the corresponding values of BODs measured according to ISO 5815.
  • This database includes 208 conditions. Individually, the correlation between the strain responses and the BOD 5 reference values is low with an average correlation coefficient of 0.11 (see Figure 4). No strain is a relevant indicator of BOD 5 . However, each selected strain provides partial information. Consequently, the inventors' strategy is based on a multi-component analysis taking into account the information provided by the eight selected strains.
  • the multi-varied approach proposed in the present patent application is based on the neuronal algorithm (neural network) for estimating the BOD of a bacterial panel after only three hours of measurement.
  • biological provided by the bacterial panel in value of DBOs.
  • new neural networks were generated with the learning panel.
  • the choice was made from the correlation rate obtained between the estimated values (bacterial panel) and the BOD reference (see Figure 5) for several sample types: collective sanitation, non-collective sanitation or rainwater.
  • the evaluation method according to the present invention is a robust, reliable method capable of providing information that can be correlated with standard BODs for broad ranges of biodegradable organic content concentrations of an aqueous sample.

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Abstract

Méthode d'évaluation de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux comprenant les étapes successives suivantes : -répartition de différentes fractions de l'échantillon dans des cellules de mesure renfermant chacune une souche bactérienne unique, non pathogène, isolée du milieu naturel, lesdites souches appartenant au panel suivant : Firmicutes, Actinobacteria et Proteobacteria; -ajout dans chaque cellule d'un marqueur fluorescent ou coloré de l'activité respiratoire des dites bactéries dans une enceinte thermostatée; -suivi par spectrophotométrie de l'activité bactérienne de chaque fraction d'échantillon pendant au moins une heure, le résultat final et/ou les résultats cinétiques des enregistrements relatifs à chaque fraction fournissant des informations sur l'activité métabolique des bactéries, et donc une évaluation de la teneur globale en matière organique biodégradable de l'échantillon aqueux. Une corrélation avec la méthode DBO5 standard est présentée. Utilisation pour des effluents de station d'épuration, industriels ou d'élevage ou d'eaux naturelles.

Description

Méthode d'évaluation de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux et kit pour sa réalisation
DOMAINE DE L'INVENTION
La présente invention concerne une méthode d'évaluation de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux, un kit pour réaliser cette évaluation et son application à des effluents tels que des effluents de stations d'épuration, effluents industriels ou effluents d'élevage.
ART ANTERIEUR
Les eaux usées urbaines, industrielles ou issues de l’agriculture sont généralement fortement chargées en matières organiques. Afin de déterminer les paramètres d’une épuration adaptée par voie biologique, ou pour vérifier la qualité des rejets en sortie d’une station d’épuration, il est nécessaire d’avoir une estimation de la charge en pollution organique biodégradable de ces effluents. La mesure de la DBOs (Demande Biochimique en Oxygène à 5 jours) est un test largement utilisé aujourd’hui. Cette méthode, qui fait l’objet d’une norme (ISO 5815) repose sur la mesure de la consommation en oxygène d’un échantillon aqueux par les microorganismes aérobies dudit échantillon dégradant les matières organiques présentes pendant une durée d’incubation de 5 jours à 20 °C à l’obscurité. La mesure de l’oxygène est réalisée par une méthode iodométrique ou au moyen d’une sonde électrochimique, la valeur de la DB05 étant exprimée en mg d’02/L. Cette méthode n’est adaptée qu’à des valeurs comprises entre 0 et 6 mg d’02/L, ce qui nécessite des dilutions préalables, et présente une importante variabilité (de l’ordre de 20 %). De plus, sa durée (5 jours) rend impossible un suivi en ligne : par exemple le suivi de la qualité de rejets de stations d’épuration. Certaines améliorations ont été apportées à cette méthode de mesure : automatisation avec une mesure d’oxygène par sonde optique, méthode photométrique (suivi d’un colorant), ou méthode manométrique (modification de pression). Cependant, ces améliorations ne permettent pas d’avoir une estimation inférieure à 5 jours de la charge en pollution organique biodégradable des échantillons.
Pour obtenir des informations plus rapides et permettre une mesure en ligne de la matière carbonée biodégradable, des biocapteurs ont été développés Cependant ces dispositifs nécessitent une phase préalable lourde de calibration et de paramétrage sur site.
Par ailleurs, des mesures alternatives à la mesure traditionnelle de la DB05 ont été proposées : par exemple les mesures réalisées par spectroscopie reposent sur une extrapolation de la teneur en matière organique biodégradable faite à partir de l’interprétation de spectres UV. De telles mesures sont peu précises.
Si les méthodes présentées ci-dessus améliorent partiellement la mise en œuvre de la DBOs ou permettent une estimation plus rapide de la charge en matière organique biodégradable d’un échantillon, elles sont soit incomplètes, soit imprécises et/ou peu adaptées à des mesures continues permettant de répondre aux besoins de gestion des effluents. BUTS DE L’INVENTION
Un premier but de l’invention est donc de proposer une méthode d'évaluation de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux qui soit rapide (de préférence quelques heures), permettant par exemple de répercuter l’information sur des conditions d’épuration, précise et reproductible.
Un autre but de l’invention est de proposer une méthode permettant d’estimer la teneur en matière organique biodégradable sur une large concentration, sans nécessiter de dilution de l’échantillon et tout en réduisant la variabilité entre les mesures.
Un autre but de l’invention est de proposer une méthode aisée à mettre en œuvre et pouvant être automatisée.
Enfin, un autre but de l’invention est de proposer une méthode dont les résultats puissent être convertis en valeur équivalente à la valeur de DBOs définie par la norme actuelle.
DESCRIPTION DE L’INVENTION
A cet effet la présente invention concerne une méthode d'évaluation de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux comprenant les étapes successives suivantes :
- répartition de différentes fractions de l'échantillon aqueux dans au moins quatre cellules de mesure renfermant chacune une souche bactérienne unique, non pathogène, isolée du milieu naturel, lesdites souches bactériennes appartenant au panel suivant : Firmicutes, Actinobacteria, et Proteobacteria, notamment Betaproteobacteria et Gammaproteobacteria ;
- ajout dans chaque cellule d'un marqueur de l'activité métabolique des bactéries, tel qu’un marqueur fluorescent et/ou coloré de l’activité respiratoire des dites bactéries ;
- placement des cellules de mesure dans une enceinte thermostatée ;
- suivi par spectrophotométrie de l'activité bactérienne de chaque fraction d'échantillon pendant au moins une, de préférence trois heures, le résultat final et/ou les résultats cinétiques (paramètres cinétiques de la biodégradation) relatifs à chaque fraction fournissant des informations sur l'activité métabolique des bactéries, et donc une évaluation de la teneur globale en matière organique biodégradable de l'échantillon aqueux.
Il s’avère que cette méthode permet d’obtenir une estimation très rapide, en quelques heures (une à trois heures généralement) de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon, ce qui permet par exemple un suivi quasi en temps réel de la qualité d’épuration d’un traitement biologique d’une station. L’estimation de la réponse de chaque souche bactérienne est prise individuellement.
Par "suivi", on entend par exemple une mesure à intervalles réguliers de la fluorescence de l’échantillon. Le résultat final donnant une information sur la concentration de la matière organique biodégradable de l’échantillon et la pente de la courbe une information sur la vitesse de biodégradation par la souche bactérienne en présence.
Le marqueur de l'activité métabolique des bactéries est avantageusement la résazurine.
En effet, la molécule de résazurine est réduite en résorufine de couleur rose en présence d’une activité métabolique cellulaire, cette réaction étant quantitativement corrélée à la respiration bactérienne et donc à la concentration en oxygène induite par la dégradation biologique de la matière organique dans l’échantillon considéré. Avec ce marqueur, le suivi de l'activité métabolique peut être réalisé par colorimétrie (pic d'absorbance de la résazurine : 601 mm / pic d'absorbance de la résorufine : 571 mm) et/ou par spectrophotométrie de fluorescence à une longueur d'onde d'excitation de 540 nanomètres et une longueur d'onde d'émission de 610 nanomètres environ.
La méthode selon l’invention permet ainsi d’estimer la teneur en matière organique biodégradable sur une large concentration, allant de 0 à au moins 300 mg 02/L, sans nécessiter de dilution de l’échantillon, ce qui présente un avantage très important par rapport aux méthodes mettant en œuvre des sondes à oxygène par exemple qui sont limitées à 6 mg O2/L environ.
La présente méthode peut aisément être automatisée.
De manière préférée, chaque cellule de mesure est préparée selon les étapes successives suivantes :
- isolement et culture de la souche bactérienne sélectionnée,
- lavage pour éliminer toute impureté carbonée,
- puis conditionnement dans ladite cellule avec ajout d'un agent protecteur de la souche bactérienne vis-à-vis de la lyophilisation,
- lyophilisation de la souche bactérienne pour sa conservation,
- puis, avant son utilisation pour l'évaluation de la teneur en matière organique dégradable d'un échantillon aqueux, réhydratation et régénération au moyen d’une solution aqueuse de régénération de type tampon NPK, et maintien de la souche bactérienne dans un incubateur pendant environ vingt heures permettant aux bactéries de consommer le carbone résultant des résidus cellulaires de bactéries mortes pendant les étapes précédentes (dénommée étape d’épuisement de la partie carbonée). L’étape de culture de la souche bactérienne permet notamment d’avoir des bactéries en phase exponentielle de croissance avec une population homogène.
L’agent de protection est avantageusement une substance non biodégradée par la souche bactérienne considérée. On peut utiliser par exemple un diholoside tel que le saccharose ou un triholoside tel que le raffinose.
L’étape de lyophilisation est de préférence précédée d'une phase de congélation dans une plage de -20°C à -80°C, la lyophilisation ayant lieu à une température inférieure à -40 °C sous une pression inférieure à 0,10 mbar (par exemple environ 0,05 mbar).
La lyophilisation dans ces conditions permet une conservation des bactéries, sans affecter leur activité.
Les souches bactériennes utilisées dans la présente méthode ont été isolées du milieu naturel. Ce sont, en particulier, des microorganismes fréquemment rencontrés dans les eaux usées urbaines.
Selon un mode de réalisation avantageux de l’invention les souches bactériennes sont choisies parmi : Acinetobacter towneri, Paracoccus pantotrophus, Arthrobacter aurescens, Proteus mirabilis, Bacillus funiculus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus mycoides, Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Pseudomonas putida, Bosea vestrisii, Budvicia aquatica, Rhizobium radiobacter, Comamonas denitrificans, Rhodococcus rhodochrous,
Comamonas testosteroni, Sphingobium yanoikuyae, Corynebacterium pseudodiphtheriticum, Staphylococcus auricularis, Cupriavidus necator, Staphylococcus sp., Enterobacter helveticus, Thauera linaloolentis, Escherichia coli, Variovorax paradoxus, Paracoccus denitrificans, Zoogloea resiniphila.
Plus particulièrement les différentes fractions de l'échantillon aqueux sont réparties dans au moins 6, de préférence au moins 8, cellules de mesure renfermant chacune une souche bactérienne appartenant à l’un des groupes suivants :
- groupe A : Bacillus funiculus, Bosea vestrisii, Zoogloea resiniphila, Paracoccus pantotrophus, Budvicia aquatica, ou Acinetobacter towneri,
- groupe B : Thauera linaloolentis, Comamonas denitrificans, Comamonas testosteroni, Bacillus mycoides, ou Rhodococcus rhodochrous,
- groupe C : Pseudomonas aeruginosa, Cupriavidus necator, ou Pseudomonas putida,
- groupe D : Escherichia coli, ou Enterobacter helveticus,
- groupe E : Variovorax paradoxus,
- groupe F : Staphylococcus auricularis, ou Corynebacterium pseudo diphtheriticum,
- groupe G : Paracoccus denitrificans, ou Proteus mirabilis,
- groupe H : Rhizobium radiobacter, Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Staphylococcus sp., Sphingobium yanoikuyae, ou Arthrobacter aurescens.
Il est en effet apparu que les souches considérées pouvaient être classées en groupes de profils métaboliques de biodégradation similaires, les souches bactériennes d’un même groupe étant capables de dégrader les mêmes composés organiques. Ainsi, à titre d’exemple, les différentes fractions de l'échantillon aqueux peuvent être réparties dans des cellules de mesure renfermant chacune une souche bactérienne unique comprenant au moins les huit souches bactériennes suivantes : Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Budvicia aquatica, Comamonas testosteroni, Corynebacterium pseudodiphtheriticum, Cupriavidus necator, Escherichia coli, Proteus mirabilis, Pseudomonas putida, Rhodococcus rhodochrous, Variovorax paradoxus.
La présente invention concerne également un kit pour réaliser l'évaluation de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux, ledit kit comprenant :
- au moins quatre cellules de mesure, de préférence six cellules, de préférence encore huit cellules de mesure, chacune renfermant une souche bactérienne unique, non pathogène, isolée du milieu naturel, et lyophilisée en présence d'un agent de protection,
- un marqueur d'activité métabolique desdites bactéries, de préférence, un marque fluorescent et/ou coloré,
- une notice détaillée de mise en œuvre de la méthode telle que décrite ci- dessus. Les cellules de mesure sont avantageusement des flacons transparents, par exemple en verre, fermés, de préférence sous la forme de tubes, individuels ou agencés par exemple en microplaques.
La présente invention concerne également l’utilisation de la méthode d’évaluation décrite ci-dessus, pour la quantification de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux de stations d'épuration, d'effluents industriels ou d'effluents d'élevage, ou encore des eaux naturelles telles que des eaux de surface, des eaux souterraines ou des eaux marines.
Une utilisation avantageuse porte sur la détermination de la demande biologique en oxygène (DBOs), par traitement statistique des données, obtenues lors du suivi spectrophotométrique de l'activité bactérienne dans chaque fraction d'échantillon, mettant en œuvre une méthode multivariée, tel qu’un algorithme par apprentissage supervisé de type réseau de neurones, permettant de corréler les résultats de ladite méthode à la valeur correspondante de DBO5 de la norme ISO 5815.
BREVE DESCRIPTION DES DESSINS
L'invention sera bien comprise à la lecture de la description suivante d'exemples de réalisation, en référence aux dessins annexés dans lesquels :
La figure 1 est un schéma présentant la capacité de biodégradation de différentes sources de carbone par différentes souches bactériennes, ces souches pouvant être classées en huit groupes dénommés de A à H ; La figure 2, en deux parties, présente à gauche la cinétique de biodégradation des souches bactériennes présentées la figure 1 , et le schéma de droite l’indice de résistance toxicologique de ces souches bactériennes ;
La figure 3 présente la corrélation (régression linéaire) obtenue par une approche individuelle de chacune des huit souches bactériennes présentées, les courbes individuelles montrent l'activité biologique (en unité arbitraire u.a.) en fonction de la méthode de référence DBOs ;
La figure 4 présente différents essais de corrélation entre la valeur calculée par la méthode de la présente invention exprimée en mg BDO5/L en fonction de la méthode de référence, pour des échantillons d’origines différentes (assainissement collectif, assainissement autonome, déversoir d’orage). EXEMPLES
Les différentes étapes de préparation des souches bactériennes avant leur introduction dans les cellules de mesure sont présentées ci-après :
Etape 1 : Culture des souches avant lyophilisation
La souche bactérienne sélectionnée est isolée sur boite de pétri (milieu LB gélosé : 5g/L NaCI, 5g/L Tryptone, 0,5g/L Extrait de levure, 12g/L d’agar) à 30°C pendant 24 à 48 heures. Elle est ensuite inoculée et incubée en milieu LB (5g/L NaCI, 5g/L Tryptone et 0,5g/L Extrait de levure) à 30°C, sous agitation à 250 tours/min pendant 16 à 20 heures. La culture est suivie par densité optique (indicateur de densité cellulaire) à 620 nm, jusqu’à obtenir une culture homogène de bactéries en phase exponentielle de croissance. Etape 2 : Lavage des souches
Après centrifugation (6400 tours par min/ 4min/ 4°C), le culot est lavé plusieurs fois par une solution de MgS04 102 M, puis conditionné dans une solution de lyophilisation comprenant : 50% d’une solution d’acides aminés IF-A (http://www.biolog.com) complémentée en azote et phosphore et 50% de raffinose à 117,8 g/L.
Etape 3 : Lyophilisation des souches
La solution de lyophilisation renfermant lesdites bactéries en suspension sont réparties de manière égale dans différents tubes, qui sont ensuite soumis à une congélation à -80°C pendant au moins 3 heures, puis à une étape de lyophilisation à -50°C sous 0,05mbar pendant 36 heures. L’ensemble peut alors être conservé pendant plusieurs mois à -20 °C.
Etape 4 : Préparation de l’analyse
Les bactéries lyophilisées sont « remises en activité » par ajout d’une solution dite de régénération composée de KH2P04 : 0,085 g/L, K2HP04 : 0,2175 g/L, Na2HP04 : 0,2665 g/L et NH4CI : 0,02 g/L. La souche bactérienne « régénérée » est ensuite placée dans un incubateur pendant 20 heures à 30°C pour une étape d’épuisement du carbone, c’est-à- dire de manière à permettre aux bactéries de consommer le carbone résultant des résidus cellulaires de bactéries mortes dans le milieu pendant les étapes précédentes (notamment pendant l’étape de lyophilisation).
Chaque tube renfermant une souche bactérienne unique est alors prêt pour l’analyse proprement dite.
Etape 5 : Analyse
A la suspension bactérienne régénérée et exempte de carbone interfèrent est ajouté le réactif résazurine puis l’échantillon à tester dans les proportions suivantes : 10% de marqueur (résazurine), 23,3 % de suspension bactérienne régénérée et 66,7 % d’échantillon à tester.
Le suivi de la respiration bactérienne est alors suivi par fluorescence (longueur d'onde d'excitation de 540 nm et longueur d'onde d'émission de 610 nm).
Chaque souche sélectionnée donne une information partielle.
Cependant pour obtenir une estimation plus globale de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon, il est nécessaire de combiner les informations provenant de plusieurs souches bactériennes.
A cet effet, les inventeurs ont sélectionné 28 souches bactériennes (voir tableau 1 ) issues du milieu naturel et les ont confrontées à différentes sources organiques carbonées : les résultats sont présentés en figure 1.
Figure imgf000013_0001
DSM: Collection Allemande de microorganismes
ATCC: American Type Culture Collection
CIP: Collection de l’Institut Pasteur
Tableau 1
Ceci a permis notamment de classer des différentes souches bactériennes en 8 groupes principaux (notés de A à H sur la figure 1 ), dans lesquels les bactéries présentaient un profil de biodégradation comparable.
Dans chacun des groupes, a été retenue la souche bactérienne ayant notamment la meilleure cinétique de biodégradation (voir figure 2 schéma de gauche) et/ou la meilleure résistance à des tests toxicologiques (réalisés par la méthode selon la demande de brevet français du même déposant déposée le même jour) (voir figure 3 : index de résistance toxicologique).
Les informations partielles (rapportées en valeur de DBOs) données par chaque souche individuelle sélectionnée sont regroupées à la figure 4.
Corrélation avec la DBO5
Les analyses des données sont basées sur l'ensemble des données regroupant les valeurs de fluorescence de chacune des souches obtenues après trois heures d'exposition avec l'échantillon à analyser et les valeurs correspondantes de DBOs mesurées selon la norme ISO 5815.
Cette base de données comprend 208 conditions. De manière individuelle, la corrélation entre les réponses des souches et les valeurs de références de DBO5 est faible avec un coefficient de corrélation moyen de 0,11 (voir figure 4). Aucune souche n'est un indicateur pertinent de la DBO5. Cependant, chaque souche sélectionnée fournit une information partielle. En conséquence, la stratégie des inventeurs est fondée sur une analyse multi- composants prenant en compte l'information fournie par les huit souches sélectionnées.
L'approche multi-variée proposée dans la présente demande de brevet est basée sur l'algorithme neuronal (réseau de neurones) pour estimer la DBOs d'un panel bactérien après seulement trois heures de mesure.
Dans un premier temps, la base de données générale (n=208) a été introduite dans le logiciel Neuro One (version 6.13.0.5, Nétral, France) pour réaliser des modèles (réseaux de neurone-perceptron) permettant de convertir l'information biologique fournie par le panel bactérien en valeur de DBOs.
Plusieurs architectures neuronales ont été comparées (nombre de neurones cachés, mode d'activation, standardisation des données). Plus de 800 modèles ont été générés afin de sélectionner les meilleures architectures.
A partir des architectures sélectionnées, de nouveaux réseaux de neurones ont été générés avec le panel d'apprentissage. Le choix a été réalisé à partir du taux de corrélation obtenu entre les valeurs estimées (panel bactérien) et la référence de DBOs (voir figure 5) pour plusieurs types d'échantillon : assainissement collectif, assainissement non collectif ou eau de pluie. Le modèle sélectionné consiste en une couche cachée de trois neurones activés par une fonction tangente hyperbolique. Ce modèle de réseaux de neurones a été capable de fournir une estimation de la DBOs (R2 = 0,851 après seulement trois heures en comparaison des cinq jours requis par la méthode de référence).
En conséquence, la méthode d'évaluation selon la présente invention est une méthode robuste, fiable, apte à fournir des informations pouvant être corrélées avec la DBOs standard pour de larges gammes de concentrations de teneurs en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux.

Claims

REVENDICATIONS
1. Méthode d'évaluation de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux comprenant les étapes successives suivantes :
- répartition de différentes fractions de l'échantillon aqueux dans au moins quatre cellules de mesure renfermant chacune une souche bactérienne unique, non pathogène, isolée du milieu naturel, lesdites souches bactériennes appartenant au panel suivant : Firmicutes, Actinobacteria, et Proteobacteria, notamment Betaproteobacteria et Gammaproteobacteria ;
- ajout dans chaque cellule d'un marqueur de l'activité métabolique des bactéries, tel qu’un marqueur fluorescent et/ou coloré de l’activité respiratoire des dites bactéries ;
- placement des cellules de mesure dans une enceinte thermostatée ;
- suivi par spectrophotométrie de l'activité bactérienne de chaque fraction d'échantillon pendant au moins une, de préférence trois heures, le résultat final et/ou les résultats cinétiques relatifs à chaque fraction fournissant des informations sur l'activité métabolique des bactéries, et donc une évaluation de la teneur globale en matière organique biodégradable de l'échantillon aqueux.
2. Méthode selon la revendication 1 , caractérisée en ce que chaque cellule de mesure est préparée selon les étapes successives suivantes :
- isolement et culture de la souche bactérienne sélectionnée,
- lavage pour éliminer toute impureté carbonée,
- puis conditionnement dans ladite cellule avec ajout d'un agent protecteur de la souche bactérienne vis-à-vis de la lyophilisation,
- lyophilisation de la souche bactérienne pour sa conservation,
- puis, avant son utilisation pour l'évaluation de la teneur en matière organique dégradable d'un échantillon aqueux, réhydratation et régénération au moyen d’une solution aqueuse de régénération de type tampon NPK, et maintien de la souche bactérienne dans un incubateur pendant environ vingt heures permettant aux bactéries de consommer le carbone résultant des résidus cellulaires de bactéries mortes pendant les étapes précédentes (dénommée étape d’épuisement de la partie carbonée).
3. Méthode selon la revendication 2, caractérisée en ce que la phase de lyophilisation est précédée d'une phase de congélation dans une plage de -20°C à -80°C, la lyophilisation ayant lieu à une température inférieure à - 40 °C sous une pression inférieure à 0,10 mbar.
4. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce que le marqueur de l'activité métabolique des bactéries est la résazurine, le suivi de l'activité métabolique des bactéries étant réalisé par colorimétrie et/ou par spectrophotométrie de fluorescence.
5. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce que les souches bactériennes sont choisies parmi :
Acinetobacter towneri, Paracoccus pantotrophus, Arthrobacter aurescens, Proteus mirabilis, Bacillus funiculus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus mycoides, Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Pseudomonas putida, Bosea vestrisii, Budvicia aquatica, Rhizobium radiobacter, Comamonas denitrificans, Rhodococcus rhodochrous, Comamonas testosteroni, Sphingobium yanoikuyae, Corynebacterium pseudodiphtheriticum, Staphylococcus auricularis, Cupriavidus necator, Staphylococcus sp., Enterobacter helveticus, Thauera linaloolentis, Escherichia coli, Variovorax paradoxus, Paracoccus denitrificans, Zoogloea resiniphila.
6. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce que les différentes fractions de l'échantillon aqueux sont réparties dans au moins 6, de préférence au moins 8, cellules de mesure renfermant chacune une souche bactérienne appartenant à l’un des groupes suivants :
- groupe A : Bacillus funiculus, Bosea vestrisii, Zoogloea resiniphila, Paracoccus pantotrophus, Budvicia aquatica, ou Acinetobacter towneri, - groupe B : Thauera linaloolentis, Comamonas denitrificans, Comamonas testosteroni, Bacillus mycoides, ou Rhodococcus rhodochrous,
- groupe C : Pseudomonas aeruginosa, Cupriavidus necator, ou Pseudomonas putida,
- groupe D : Escherichia coli, ou Enterobacter helveticus,
- groupe E : Variovorax paradoxus,
- groupe F : Staphylococcus auricularis, ou Corynebacterium pseudo- diphtheriticum,
- groupe G : Paracoccus denitrificans, ou Proteus mirabilis,
- groupe H : Rhizobium radiobacter, Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Staphylococcus sp., Sphingobium yanoikuyae, ou Arthrobacter aurescens.
7. Méthode selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée en ce que les différentes fractions de l'échantillon aqueux sont réparties dans des cellules de mesure renfermant chacune une souche bactérienne unique comprenant au moins les huit souches bactériennes suivantes : Bacillus subtilis subsp. Subtilis, Budvicia aquatica, Comamonas testosteroni, Corynebacterium pseudodiphtheriticum, Cupriavidus necator, Escherichia coli, Proteus mirabilis, Pseudomonas putida, Rhodococcus rhodochrous, Variovorax paradoxus.
8. Kit pour réaliser l'évaluation de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux, ledit kit comprenant :
- au moins quatre cellules de mesure, de préférence six cellules, de préférence encore huit cellules de mesure, chacune renfermant une souche bactérienne unique, non pathogène, isolée du milieu naturel, et lyophilisée en présence d'un agent de protection,
- un marqueur d'activité métabolique desdites bactéries,
- une notice détaillée de mise en œuvre de la méthode conforme à l'une des revendications précédentes.
9. Kit selon la revendication 8, caractérisé en ce que les cellules de mesure sont des flacons transparents, fermés, de préférence sous la forme de tubes individuels ou agencés en microplaques.
10. Utilisation de la méthode d'évaluation selon l'une quelconque des revendications 1 à 7, pour la quantification de la teneur en matière organique biodégradable d'un échantillon aqueux de stations d'épuration, d'effluents industriels ou d'effluents d'élevage ou d’eaux naturelles telles que les eaux de surface, les eaux souterraines ou les eaux marines.
11. Utilisation de la méthode d'évaluation selon l'une quelconque des revendications 1 à 7, pour la détermination de la demande biologique en oxygène (DBOs), par traitement statistique des données, obtenues lors du suivi spectrophotométrique de l'activité bactérienne dans chaque fraction d'échantillon, mettant en œuvre une méthode multivariée, tel qu’ un algorithme par apprentissage supervisé de type réseau de neurones, permettant de corréler les résultats de ladite méthode à la valeur correspondante de DBOs de la norme ISO 5815.
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Cited By (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
CN116693070A (zh) * 2023-07-28 2023-09-05 清大益天生物技术(北京)有限公司 一种用于富营养化水体生态修复的微生物降解方法

Families Citing this family (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
CN115354006B (zh) * 2022-07-25 2024-05-10 长江生态环保集团有限公司 反硝化脱氮的微生物复合菌群及其应用

Citations (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO1990010083A1 (fr) * 1989-02-28 1990-09-07 Aktieselskabet Faxe Kalkbrud Procede de regulation et/ou de controle de processus biologiques
WO1999024370A1 (fr) * 1997-11-10 1999-05-20 Biobalance A/S Procede de controle de la biodegradation
WO2001055717A1 (fr) * 2000-01-26 2001-08-02 Shw Hölter Wassertechnik Gmbh Procede de surveillance d'un systeme aqueux
WO2006070389A1 (fr) * 2004-12-28 2006-07-06 Council Of Scientific And Industrial Research Procédé de préparation d’un consortium microbien utile comme matériau d’ensemencement pour une analyse de dbo sur des eaux usées industrielles de pâtes et papiers
EP2597461A2 (fr) * 2011-11-23 2013-05-29 Envolure Procédé de mesure directe de multiples biodégradabilités

Patent Citations (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO1990010083A1 (fr) * 1989-02-28 1990-09-07 Aktieselskabet Faxe Kalkbrud Procede de regulation et/ou de controle de processus biologiques
WO1999024370A1 (fr) * 1997-11-10 1999-05-20 Biobalance A/S Procede de controle de la biodegradation
WO2001055717A1 (fr) * 2000-01-26 2001-08-02 Shw Hölter Wassertechnik Gmbh Procede de surveillance d'un systeme aqueux
WO2006070389A1 (fr) * 2004-12-28 2006-07-06 Council Of Scientific And Industrial Research Procédé de préparation d’un consortium microbien utile comme matériau d’ensemencement pour une analyse de dbo sur des eaux usées industrielles de pâtes et papiers
EP2597461A2 (fr) * 2011-11-23 2013-05-29 Envolure Procédé de mesure directe de multiples biodégradabilités

Non-Patent Citations (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
AKBAR SHAMSA ET AL: "Bacterial community analysis in chlorpyrifos enrichment cultures via DGGE and use of bacterial consortium for CP biodegradation", WORLD JOURNAL OF MICROBIOLOGY AND BIOTECHNOLOGY, RAPID COMMUNICATIONS OF OXFORD, OXFORD, GB, vol. 30, no. 10, 10 July 2014 (2014-07-10), pages 2755 - 2766, XP035383632, ISSN: 0959-3993, [retrieved on 20140710], DOI: 10.1007/S11274-014-1699-8 *
CAI LU ET AL: "New insights into biodrying mechanism associated with tryptophan and tyrosine degradations during sewage sludge biodrying", BIORESOURCE TECHNOLOGY, vol. 244, 22 July 2017 (2017-07-22), pages 132 - 141, XP085199113, ISSN: 0960-8524, DOI: 10.1016/J.BIORTECH.2017.07.118 *
DENG YUE ET AL: "Biodegradation of BTEX Aromatics by a Haloduric Microbial Consortium Enriched from a Sediment of Bohai Sea, China", APPLIED BIOCHEMISTRY AND BIOTECHNOLOGY ; PART A: ENZYME ENGINEERING AND BIOTECHNOLOGY, HUMANA PRESS INC, NEW YORK, vol. 183, no. 3, 8 April 2017 (2017-04-08), pages 893 - 905, XP036350900, ISSN: 0273-2289, [retrieved on 20170408], DOI: 10.1007/S12010-017-2471-Y *
GOMES M B ET AL: "Exploring the potential of halophilic bacteria from oil terminal environments for biosurfactant production and hydrocarbon degradation under high-salinity conditions", INTERNATIONAL BIODETERIORATION & BIODEGRADATION, ELSEVIER, AMSTERDAM, NL, vol. 126, 10 September 2016 (2016-09-10), pages 231 - 242, XP085292900, ISSN: 0964-8305, DOI: 10.1016/J.IBIOD.2016.08.014 *
LEE DONG WAN ET AL: "Microbial community composition and PAHs removal potential of indigenous bacteria in oil contaminated sediment of Taean coast, Korea", ENVIRONMENTAL POLLUTION, BARKING, GB, vol. 234, 21 December 2017 (2017-12-21), pages 503 - 512, XP085343878, ISSN: 0269-7491, DOI: 10.1016/J.ENVPOL.2017.11.097 *
XIONG JUKUN ET AL: "The microbial degradation of 2,4,6-tribromophenol (TBP) in water/sediments interface: Investigating bioaugmentation usingBacillussp. GZT", SCIENCE OF THE TOTAL ENVIRONMENT, ELSEVIER, AMSTERDAM, NL, vol. 575, 6 September 2016 (2016-09-06), pages 573 - 580, XP029849776, ISSN: 0048-9697, DOI: 10.1016/J.SCITOTENV.2016.09.017 *

Cited By (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
CN116693070A (zh) * 2023-07-28 2023-09-05 清大益天生物技术(北京)有限公司 一种用于富营养化水体生态修复的微生物降解方法

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