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WO2014199754A1 - ラミニンフラグメントが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具 - Google Patents

ラミニンフラグメントが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具 Download PDF

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WO2014199754A1
WO2014199754A1 PCT/JP2014/062449 JP2014062449W WO2014199754A1 WO 2014199754 A1 WO2014199754 A1 WO 2014199754A1 JP 2014062449 W JP2014062449 W JP 2014062449W WO 2014199754 A1 WO2014199754 A1 WO 2014199754A1
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WO
WIPO (PCT)
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laminin
fragment
integrin
coated
cells
Prior art date
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PCT/JP2014/062449
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English (en)
French (fr)
Inventor
関口　清俊
筒井　仰
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
University of Osaka NUC
Original Assignee
Osaka University NUC
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Publication date
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Priority to CN201480034043.XA priority patent/CN105378054B/zh
Priority to US14/897,298 priority patent/US10287541B2/en
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    • C12Y205/01—Transferases transferring alkyl or aryl groups, other than methyl groups (2.5) transferring alkyl or aryl groups, other than methyl groups (2.5.1)
    • C12Y205/01018—Glutathione transferase (2.5.1.18)

Definitions

  • the present invention relates to a cell culture device, and more particularly to a cell culture device coated with a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a modified form thereof in a dry state.
  • Human pluripotent stem cells such as human ES cells and human iPS cells are attracting worldwide attention for their application in regenerative medicine.
  • human pluripotent stem cells In order to apply human pluripotent stem cells to regenerative medicine, it is necessary to develop a culture technique for culturing and amplifying these stem cells safely and stably.
  • the development of a stable culture method under conditions that do not use feeder cells and do not contain components derived from different animals (xeno-free) is an urgent issue.
  • the present inventors focused on the fact that early embryonic pluripotent stem cells are based on a basement membrane having laminin ⁇ 5 ⁇ 1 ⁇ 1 (laminin 511) as a main component, and human laminin 511 recombinant protein is feeder-free of human ES cells. It was reported for the first time in the world that it was useful as a culture substrate (see Non-Patent Document 1). In addition, the present inventors have found that laminin 511 has a very high affinity for ⁇ 6 ⁇ 1 integrin, and that E8 fragment of laminin 511 (laminin 511E8) has ⁇ 6 ⁇ 1 integrin binding activity equivalent to full-length laminin 511. It was reported that it has (refer nonpatent literature 2).
  • the present invention has found a technique for stably maintaining the activity of a laminin fragment that can be used as a feeder-free culture substrate for human stem cells for a long period of time in a dry state, and a laminin fragment that can be used as a feeder-free culture substrate for human stem cells. It is an object of the present invention to provide a cell culture device that is coated in a dry state while maintaining its activity.
  • a cell culture device in which a laminin fragment having an integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof is coated in a dry state on a surface in contact with a cell, wherein the laminin fragment is selected from laminin ⁇ 5 ⁇ 1 ⁇ 1 and laminin ⁇ 5 ⁇ 2 ⁇ 1
  • a cell culture device which is at least one fragment and is the following (1), (2) or (3).
  • a cell culture device in which only a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof is coated in a dry state on the surface in contact with cells (2) It has integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity on the surface in contact with cells
  • a cell culture device coated with a laminin fragment or a variant thereof and a laminin fragment not having an integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity in a dry state (3) A laminin fragment having an integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof on the surface that contacts the cell If, laminin or cell culture instrument that proteins other than fragments is coated in a dry state [2] in the above (1), laminin fragments or variants thereof having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity 0.7 [mu] g / cm 2 or more The cell culture instrument according to [1], which are coated with concentration.
  • the cell culture device according to any one of [1] to [7], wherein the cell culture device is produced by coating a desired total protein on a surface in contact with a cell and then drying.
  • a method for producing a cell culture device in which a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof is coated in a dry state on a surface that contacts a cell, wherein the laminin fragment is derived from laminin ⁇ 5 ⁇ 1 ⁇ 1 and laminin ⁇ 5 ⁇ 2 ⁇ 1.
  • A) preparing a coating solution containing the protein to be coated (B) coating the desired total protein on the surface of the cell culture device that contacts the cells, and (C) The manufacturing method characterized by including the process of drying the coated protein.
  • [10] A method for culturing mammalian cells, wherein the cell culture device according to any one of [1] to [8] is used.
  • the mammalian cells are ES cells, iPS cells, somatic stem cells, or cells differentiated from these cells.
  • One or more selected from the group consisting of gelatin, human serum albumin, bovine serum albumin, transferrin, myelin basic protein, ⁇ -lactoglobulin, glutathione-S-transferase, collagen and laminin ⁇ 2 ⁇ 1 ⁇ 1 E8 fragment is effective
  • An activity decrease inhibitor that suppresses a decrease in integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity due to drying of a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof as a component.
  • the protein to be coated is only a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof, and the laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof is coated at a concentration of 0.7 ⁇ g / cm 2 or more.
  • laminin ⁇ 5 ⁇ 1 ⁇ 1 is referred to as “laminin 511”, laminin ⁇ 5 ⁇ 2 ⁇ 1 as “laminin 521”, and laminin ⁇ 2 ⁇ 1 ⁇ 1 as “laminin 211”.
  • laminin E8 fragment is referred to as “laminin E8” and the E8 fragment is simply referred to as “E8”.
  • a cell culture device coated with a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity that can be used as a feeder-free culture substrate for human pluripotent stem cells, a method for producing the same, and the cell culture device are used.
  • a method for culturing mammalian cells can be provided.
  • the activity fall inhibitor which suppresses the fall of the integrin alpha6beta1 binding activity by drying of the laminin fragment which has integrin alpha6beta1 binding activity can be provided.
  • the cell culture instrument of the present invention can be stored for a long time after production, and stem cells can be cultured well in a feeder-free environment even after long-term storage.
  • Human laminin 511E8 (Plus # 5 laminin E8) in which heparin sulfate chain binding domain of perlecan was added to the C-terminal part of ⁇ 5 chain E8 fragment was coated on a plate dried in the presence or absence of an activity-reducing inhibitor. It is a figure which shows the result of having cultured human iPS cell for 1 week.
  • the present invention provides a cell culture device in which a surface in contact with cells is coated with a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof in a dry state.
  • the cell culture device is not particularly limited as long as it can be used for culturing animal cells, but preferably used for culturing mammalian cells, more preferably used for culturing mammalian stem cells, What can be used for culture
  • glass or plastic petri dishes, flasks, multiwell plates, culture slides, microcarriers, polymer films such as polyvinylidene fluoride films, and the like can be mentioned.
  • Laminin is a heterotrimeric molecule consisting of three subunit chains, an ⁇ chain, a ⁇ chain, and a ⁇ chain. Five types of ⁇ chain are known, ⁇ 1 to ⁇ 5, three types of ⁇ chain are ⁇ 1 to ⁇ 3, and three types of ⁇ chain are ⁇ 1 to ⁇ 3. There are at least 12 or more isoforms in combination.
  • the laminin used in the present invention may be any laminin having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity, and among them, at least one selected from laminin 511 and laminin 521 is preferable.
  • the laminin used in the present invention is preferably a fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof.
  • the laminin fragment may be a laminin fragment composed of a fragment in which at least one of the ⁇ chain, ⁇ chain, and ⁇ chain is shorter than the full length as long as the integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity is not inactivated.
  • a laminin fragment forming a heterotrimer is preferable. Whether the laminin fragment forms a heterotrimer can be confirmed by subjecting the laminin fragment to SDS-PAGE and detecting the number of bands. Whether the laminin fragment has integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity can be confirmed by a solid phase binding assay or the like.
  • laminin E8 is preferable from the viewpoints of integrin binding activity, expression efficiency as a recombinant protein, and the like.
  • Laminin E8 has been identified as a fragment having strong cell adhesion activity among fragments obtained by digesting mouse laminin ⁇ 1 ⁇ 1 ⁇ 1 (hereinafter referred to as “mouse laminin 111”) with elastase (Edgar D., Timpl R., Thoenen H. The heparin-binding domain of laminin is responsible for its effects on neurite outgrowth and neuronal survival.EMBO J., 3: 1463-1468, 1984., Goodman SL., Deutzmann R., von der Mark K.
  • laminin E8 used in the present invention does not need to be a laminin elastase digestion product, has the same cell adhesion activity as the E8 of mouse laminin 111, has the same structure, and the same level.
  • the laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity used in the present invention is preferably a fragment of laminin 511 forming a heterotrimer and / or a fragment of laminin 521 forming a heterotrimer, Laminin 511E8 and / or laminin 521E8 is preferred.
  • laminin The origin of laminin is not particularly limited, and laminin derived from various organisms can be used.
  • Laminin derived from a mammal is preferable. Examples of mammals include, but are not limited to, humans, mice, rats, cows, pigs and the like. Among these, it is particularly preferable to use human-derived laminin.
  • human-derived laminin When culturing human stem cells to obtain human regenerative medical materials, it is preferable to use human-derived laminin because a culture environment that satisfies the xeno-free condition of excluding components derived from different organisms from the culture system is required. .
  • Laminin may be a natural type or a modified type in which one or more amino acid residues are modified while maintaining its biological activity.
  • a method for producing a laminin fragment is not particularly limited, and examples thereof include a method in which full-length laminin is digested with a proteolytic enzyme such as elastase, and a target fragment is separated and purified, and a method in which it is produced as a recombinant protein. From the viewpoint of production amount, quality uniformity, production cost, etc., it is preferable to produce it as a recombinant protein.
  • full-length laminin can be manufactured by the method of refine
  • Recombinant full-length laminin and recombinant laminin fragments can be produced by using known gene recombination techniques.
  • a method for producing recombinant laminin and recombinant laminin fragment for example, DNAs encoding full-length proteins or partial proteins of ⁇ chain, ⁇ chain, and ⁇ chain are obtained and inserted into expression vectors, respectively.
  • the three types of expression vectors thus obtained can be co-introduced into an appropriate host cell and expressed, and the protein forming the trimer can be purified by a known method. For example, Ido et al.
  • the base sequence information of the genes encoding the ⁇ chain, ⁇ chain, and ⁇ chain constituting the main mammalian laminin and the amino acid sequence information of each chain can be obtained from a known database (GenBank, etc.).
  • Table 1 shows the accession numbers of the chains constituting laminin for main mammals including humans.
  • the base sequence information and amino acid sequence information of laminin constituent chains derived from various organisms other than these can also be obtained from known databases (GenBank etc.).
  • Laminin E8 is a fragment obtained by removing globular domains 4 and 5 from a C-terminal fragment of ⁇ chain (hereinafter referred to as “ ⁇ chain E8”), a C-terminal fragment of ⁇ chain (hereinafter referred to as “ ⁇ chain E8”) and ⁇
  • the C-terminal fragment of the chain (hereinafter referred to as “ ⁇ chain E8”) is a fragment forming a trimer, and the molecular weight of the trimer is about 150 to about 170 kDa.
  • the ⁇ chain E8 usually consists of about 770 amino acids, and about 230 amino acids on the N-terminal side are involved in trimer formation.
  • the ⁇ chain E8 usually consists of about 220 to about 230 amino acids.
  • the ⁇ chain E8 usually consists of about 240 to about 250 amino acids.
  • the third glutamic acid residue from the C-terminal part of ⁇ chain E8 is essential for cell adhesion activity of laminin E8 (Hiroyuki Ido, Aya Nakamura, Reiko Kobayashi, ashiShunsuke Ito, Shaoliang Li, Sugiko Futaki, and Kiyotoshi Sekiguchi, “The requirement of the glutamic acid residue at the third position from the carboxyl termini of the laminin ⁇ chains in integrin binding by laminins ”The Journal of Biological Chemistry, 282, 11144-11154, 2007.).
  • modified laminin fragment used in the present invention examples include a modified laminin in which a cell adhesion molecule or a growth factor binding molecule is bound to a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity (International Publication No. 2012/137970). Issue).
  • cell adhesion molecule examples include cell adhesion molecules that bind to integrin (fibronectin, collagen, vitronectin, nephronectin, osteopontin, MAEG, tenascin, SVEP1, TGF- ⁇ 1 late associated peptide, TGF- ⁇ 3 late acid acid, etc.
  • Cell adhesion molecules that bind to membrane-bound proteoglycans such as fibronectin, vitronectin, nephronectin, and laminin
  • cell adhesion molecules that bind to discoidin domain receptors such as fibronectin, vitronectin, nephronectin, and laminin
  • cell adhesion molecules that bind to dystroglycan such as laminin
  • sugars on the cell surface Cell adhesion molecules that bind to chains (Concanavalin A, Dolichos biflorus agglutinin, Arach) is hypogaea agglutinin, Ricinus communis agglutinin, Wheat germ agglutinin, etc.).
  • the growth factor-binding molecule for example, perlecan, agrin, type XVIII collagen, syndecan 1-4, heparan sulfate proteoglycans such as glypican 1-6, and latent TGF- ⁇ binding protein 1-4 are preferable.
  • the modified laminin fragment can be produced as a recombinant protein by using a known gene recombination technique.
  • Base sequence information and amino acid sequence information of known cell adhesion molecules and growth factor binding molecules can be obtained from known databases (GenBank, etc.).
  • the cell culture instrument of the present invention may be any of the following (1), (2), and (3).
  • a cell culture device in which only a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof is coated in a dry state on the surface in contact with cells (2) It has integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity on the surface in contact with cells
  • a laminin fragment having an integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof on the surface that contacts the cell A cell culture device in which a protein other than laminin or a fragment thereof is coated in a dry state, that is, a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or a variant thereof (hereinafter referred to as “ ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment etc.”).
  • Human stem cells can be well cultured in a feeder-free environment without reducing integrin ⁇ 6 ⁇ 1-dependent cell adhesion and subsequent cell proliferation.
  • the coating concentration of the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity is such that the integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity when the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment is coated and then dried is the same concentration of ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment, etc. Is preferably 60% or more, more preferably 70% or more, and even more preferably 80% or more of the concentration of integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity when coated in a dry state. A concentration of 90% or more is more preferable, and a concentration of 95% or more is particularly preferable. Comparison of integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity can be performed, for example, by the method described in Example 2 described later.
  • ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment prepared to an appropriate concentration was added to a 96-well microplate, coated overnight at 4 ° C., washed with PBS, then dried at room temperature for 1 hour, and PBS. It can be carried out by measuring the amount of binding after adding integrin ⁇ 6 ⁇ 1 to a plate that has not been dried after washing and reacting for 3 hours.
  • laminin E8 is coated at a concentration of 0.7 ⁇ g / cm 2 or more in the cell culture device of (1) above, laminin E8 is dried when the activity is measured by the method described in Example 2. 60% or more of the activity when coated in a non-coated state.
  • coating concentration of such ⁇ 6 ⁇ 1 active fragments may be any 0.7 [mu] g / cm 2 or more, preferably 1.0 [mu] g / cm 2 or more, more preferably 1.2 ug / cm 2 or more, more preferably 1.4 .mu.g / cm 2 or more, more preferably 1.5 ⁇ g / cm 2 or more.
  • the upper limit is not particularly limited, but there is no benefit of using a high concentration in terms of production cost and effect, and it is preferably 5.0 ⁇ g / cm 2 or less.
  • the coating concentration of the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment and the like is such that when the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment is coated, dried at room temperature for 1 hour, sealed and stored at 4 ° C. for 8 weeks.
  • the concentration is preferably such that the ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity or the proliferation activity of human iPS cells decreases.
  • the degree of the decrease in activity is preferably 70% or less, more preferably 60% or less, and even more preferably 50% or less, compared to the case where ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like is coated in a dry state.
  • the coating concentration of the integrin laminin fragment that does not have the ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity (hereinafter referred to as “other laminin fragments”) that is coated simultaneously with the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment, etc., is such that the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment is dried by coating simultaneously with the laminin fragment.
  • a concentration capable of maintaining 60% or more is preferable, and a concentration capable of maintaining 70% or more is more preferable.
  • a concentration at which 80% or more activity can be maintained is more preferable, a concentration at which 90% or more activity can be maintained is further preferable, and a concentration at which 95% or more activity can be maintained is particularly preferable.
  • the coating concentration of the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like is not particularly limited as long as it satisfies the above conditions.
  • the coating density of such ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment is 1.5 [mu] g / cm 2 or less, more preferably 1.3 ug / cm 2 or less, more preferably 1.0 [mu] g / cm 2 or less, more preferably 0.7 [mu] g / cm 2 or less.
  • the lower limit is preferably 0.2 ⁇ g / cm 2 or more.
  • 0.2 ⁇ 1.5 ⁇ g / cm 2 more preferably 0.2 ⁇ 1.3 ⁇ g / cm 2, more preferably 0.2 ⁇ 1.0 ⁇ g / cm 2, 0.2 ⁇ 0.7 ⁇ g / Cm 2 is more preferable.
  • the other laminin fragment is not particularly limited as long as it is a laminin fragment having no integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity, but is preferably a laminin fragment forming a heterotrimer, more preferably laminin E8.
  • a laminin 211 fragment is preferable, a laminin 211 fragment forming a heterotrimer is more preferable, and laminin 211E8 is more preferable.
  • Other laminin fragments may be used alone or in combination of two or more.
  • the coating concentration of other laminin fragments may be 3 times or more, preferably 4 times or more, more preferably 5 times or more of the coating concentration of ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like.
  • An upper limit is not specifically limited, For example, it can be 300 times or less. The lower the coating concentration of the laminin fragment or variant thereof, the higher the coating concentration of other laminin fragments.
  • the coating concentration of the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment and the like is such that when the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like is coated, dried at room temperature for 1 hour, sealed and stored at 4 ° C. for 8 weeks, the integrin ⁇ 6 ⁇ 1
  • the concentration is preferably such that the binding activity or the proliferation activity of human iPS cells decreases.
  • the degree of the decrease in activity is preferably 70% or less, more preferably 60% or less, and even more preferably 50% or less, compared to the case where ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like is coated in a dry state.
  • the coating concentration of laminin or a protein other than the fragment coated simultaneously with the laminin fragment (hereinafter referred to as “other protein”) is coated in the state where the laminin fragment is not dried by coating simultaneously with the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like.
  • the concentration at which 60% or more of activity can be maintained is preferable, the concentration at which 70% or more of activity can be maintained is more preferable, and the activity of 80% or more Is more preferable, a concentration at which 90% or more activity can be maintained is more preferable, and a concentration at which 95% or more activity can be maintained is particularly preferable.
  • the coating concentration of the ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like is not particularly limited as long as it satisfies the above conditions.
  • the coating density of such ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment is 1.5 [mu] g / cm 2 or less, more preferably 1.3 ug / cm 2 or less, more preferably 1.0 [mu] g / cm 2 or less, more preferably 0.7 [mu] g / cm 2 or less.
  • the lower limit is preferably 0.2 ⁇ g / cm 2 or more.
  • 0.2 ⁇ 1.5 ⁇ g / cm 2 more preferably 0.2 ⁇ 1.3 ⁇ g / cm 2, more preferably 0.2 ⁇ 1.0 ⁇ g / cm 2, 0.2 ⁇ 0.7 ⁇ g / Cm 2 is more preferable.
  • proteins are not particularly limited, and any protein can suppress a decrease in integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity due to drying of a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity.
  • it is a water-soluble protein.
  • the molecular weight of other proteins is not particularly limited, but the molecular weight is preferably 10,000 or more.
  • the molecular weight of the other protein is more preferably 15000 or more, further preferably 20000 or more, further preferably 30000 or more, further preferably 40000 or more, and further preferably 60000 or more. .
  • proteins include gelatin, human serum albumin, bovine serum albumin, transferrin, myelin basic protein, ⁇ -lactoglobulin, glutathione-S-transferase, sericin, collagen, and the like.
  • gelatin human serum albumin, bovine serum albumin, transferrin, myelin basic protein, ⁇ -lactoglobulin, glutathione-S-transferase or collagen
  • gelatin human serum albumin, bovine serum albumin or transferrin. More preferred is gelatin or human serum albumin.
  • Other proteins may be used alone or in combination of two or more.
  • the coating concentration of the other protein may be 20 times or more of the coating concentration of ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like, preferably 100 times or more, more preferably 500 times or more, and still more preferably 1000 times or more.
  • An upper limit is not specifically limited, For example, it can be 5000 times or less.
  • gelatin When gelatin is used, a known gelatin used for cell culture can be preferably used.
  • the cell culture instrument of the present invention is used for cell culture for regenerative medicine, it is preferable to use gelatin that has been confirmed to be safe for medical use.
  • gelatin that has been confirmed to be safe for medical use include Nippi High Grade Gelatin (Nippi) and Medi Gelatin (Nippi).
  • the present invention provides an activity decrease inhibitor that suppresses a decrease in integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity due to drying of an ⁇ 6 ⁇ 1 active fragment or the like.
  • a fragment having laminin 511 or laminin 521 integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity is preferable, and laminin 511E8 or laminin 521E8 is more preferable.
  • the active ingredient of the activity lowering inhibitor of the present invention comprises gelatin, human serum albumin, bovine serum albumin, transferrin, myelin basic protein, ⁇ -lactoglobulin, glutathione-S-transferase, collagen, and E8 fragment of laminin ⁇ 2 ⁇ 1 ⁇ 1 It is preferable that it is 1 or more types selected more.
  • the activity decrease inhibitor of the present invention can suppress integrin ⁇ 6 ⁇ 1-dependent cell adhesion and subsequent decrease in cell proliferation of cultured cells when cells are cultured using the culture instrument of the present invention.
  • the cell culture instrument of the present invention can be manufactured by the following manufacturing method.
  • a coating solution is a solution containing the protein to be coated.
  • the coating solution may contain a kind of protein or may contain two or more kinds of proteins. In the case of coating a plurality of proteins, it is preferable to prepare a coating solution containing all the proteins to be coated from the viewpoint of efficiency of work and simplicity.
  • the concentration of the protein contained in the coating solution may be appropriately set so as to achieve the desired coating concentration in consideration of the coating concentration on the surface of the culture device that contacts the cells.
  • the solvent that can be used for the coating solution is not particularly limited as long as it does not decrease the protein activity, but an aqueous solvent is preferable.
  • a neutral buffer generally used as a solvent for proteins can be preferably used.
  • physiological salt adjusted to near neutral pH with phosphoric acid, citric acid, boric acid, acetic acid, trishydroxymethylaminomethane, HEPES [4- (2-hydroxyethyl) -1-piperazineethanesulfonic acid]], etc. Liquid and the like.
  • the coating solution is preferably subjected to sterilization such as filtration sterilization.
  • a coating solution containing a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity may be prepared.
  • a coating solution containing a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity and a coating solution containing another laminin fragment may be prepared separately. It may be prepared. It is preferred to prepare a coating solution that contains the total protein to be coated.
  • a coating solution containing a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity and a coating solution containing other proteins may be prepared separately, or a coating solution containing both is prepared. May be. It is preferred to prepare a coating solution that contains the total protein to be coated.
  • (B) The step of coating the desired total protein on the surface of the cell culture device that contacts the cells.
  • the solution By contacting the surface of the cell culture device to be coated with the coating solution, the solution is allowed to stand for a certain period of time or gently shaken.
  • the protein contained in the coating solution can be coated.
  • the coating solution may be added to the container.
  • the coating solution may be overlaid on the area to be coated.
  • a desired total protein can be coated by sequentially adding or overlaying a plurality of coating solutions.
  • coating desired total protein means that when there are two or more proteins to be coated, the coating of the second protein is not performed after the coating of the first protein, but two or more types are coated. It means to coat all of the protein at the same time.
  • the coating conditions are not particularly limited, and may be performed at 4 ° C. for about 2 to 18 hours, or at room temperature to 37 ° C. for about 0.5 to 6 hours. After a predetermined time has elapsed, the added or overlaid coating solution is removed. After removal of the coating solution, it is preferred to wash the coated surface.
  • the washing solution is not particularly limited, but a buffered saline solution such as PBS is preferably used. This step is preferably performed in an aseptic environment such as in a clean room or clean bench.
  • the drying method is not particularly limited, and a known method such as natural drying or reduced pressure drying can be used.
  • the drying temperature may be any temperature at which the coated protein is not denatured or inactivated, and can be suitably performed at room temperature. Usually, it may be in the range of about 2 ° C to about 40 ° C, preferably about 4 ° C to about 37 ° C, more preferably about 10 ° C to about 30 ° C, and still more preferably about 15 ° C to about 25 ° C.
  • the drying time is not particularly limited, and the drying can be finished when it is confirmed by visual observation that no liquid remains and the surface of the coating is dry. It is preferable to set an optimal drying time in advance according to conditions such as the shape of the cell culture device, the composition of the coating solution, the drying method, and the drying temperature. This step is preferably performed in an aseptic environment such as in a clean room or clean bench.
  • a step of sterilizing the dried protein may be provided after the step of drying the coated protein.
  • a sterilization method gamma ray sterilization, electron beam sterilization, radiation sterilization such as X-ray sterilization, and ultraviolet sterilization are preferably used. It is better not to use sterilization methods that may denature proteins, such as chemical sterilization such as ethylene oxide gas sterilization or high-pressure steam sterilization with high heat.
  • the cell culture device produced in this way can be stably stored for a long time by hermetically packaging.
  • the storage temperature is preferably room temperature or lower, and is preferably stored at a lower temperature (for example, about 4 ° C.).
  • the present inventors have shown that a cell culture device that is dried, sealed and packaged and stored at 4 ° C. has good integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity even after at least 20 weeks, and human iPS cells proliferate well. I have confirmed that.
  • the present invention provides a culture method for culturing mammalian cells using the cell culture instrument of the present invention.
  • the cell culture instrument of the present invention By using the cell culture instrument of the present invention, cells that have been conventionally cultured using feeder cells can be cultured without using feeder cells. Further, by using the cell culture instrument of the present invention, it becomes possible to disperse and culture human pluripotent stem cells into single cells.
  • the culture method of the present invention can be applied to any mammalian cell culture, but is preferably applied to stem cell culture.
  • Stem cells mean cells having self-replicating ability and pluripotency, and include somatic stem cells, pluripotent stem cells, and the like.
  • somatic stem cells include neural stem cells, mesenchymal stem cells, and hematopoietic stem cells.
  • pluripotent stem cells include ES cells (embryonic stem cells), iPS cells (artificial pluripotent stem cells), mGS cells (pluripotent germ stem cells), and fusion cells of ES cells and somatic cells. More preferred are pluripotent stem cells, and more preferred are ES cells and iPS cells.
  • the culture method of the present invention can also be suitably used for culturing cells differentiated from the stem cells.
  • Cells differentiated from stem cells include various cells obtained by inducing differentiation of stem cells. That is, the culture method of the present invention can be suitably used for culturing cells at various differentiation stages in the process from stem cells to terminally differentiated cells. Mammals are not particularly limited, and examples include humans, mice, rats, cows, and pigs. Of these, humans are preferable. That is, the culture method of the present invention is preferably used for culturing human stem cells and cells differentiated from human stem cells. Further, when culturing human stem cells or cells differentiated from human stem cells using the culture method of the present invention, it is preferable to use human-derived modified laminin.
  • the medium used when culturing mammalian cells by the culturing method of the present invention is not particularly limited, and a known known medium can be used according to the cells to be cultured. Further, the specific culture procedure is not particularly limited, and it is preferable to perform the culture according to a recommended known culture procedure according to the cell to be cultured.
  • a cell culture device that is pre-coated with a laminin fragment having integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity is commercially available.
  • a cell culture device coated with an optimal concentration of a laminin fragment having an integrin ⁇ 6 ⁇ 1 binding activity can be stably stored for a long period of time.
  • Human recombinant laminin 511E8 (hereinafter referred to as “511E8”) is a product of Ido et al. (Hiroyuki Ido, Aya Nakamura, Reiko Kobayashi, Shunsuke Ito, Shaoliang Li, Sugiko Futaki, and Kiyotoshi Sekiguchi, “The requirement of the glutamic acid residue at According to the method described in The third position from the carboxyl termini of the laminin ⁇ chains in integrin binding by laminins ”The Journal of Biological Chemistry, 282, 11144-11154, 2007), it was prepared as follows.
  • PCR was performed using the following three types of primer sets, and a 6 ⁇ His tag was placed on the 5 ′ side of EcoRV in the multicloning site of the plasmid.
  • Three types of pBluescript KS (+) into which DNA coding for DNA, DNA coding for HA (hemagglutinin) tag, or DNA coding for FLAG tag were prepared.
  • PCR was performed to amplify regions corresponding to ⁇ 5 (Ala 2534 -Ala 3327 ), ⁇ 1 (Leu 1561 -Leu 1786 ), and ⁇ 1 (Asn 1362 -Pro 1608 ) of each chain.
  • the amplified cDNA is inserted into the EcoRV site of the multiple cloning site of pBluescriptcKS (+) to which the tag sequence is added, and then the amplified cDNA including the sequence encoding the 5 ′ tag is excised with restriction enzymes EcoRI and HindIII.
  • a human ⁇ 5 chain E8 fragment (including a 6XHis tag on the N-terminal side), a human ⁇ 1 chain E8 fragment (including an HA tag on the N-terminal side), human, inserted into the corresponding site of the mammalian cell expression vector pSecTag2B (Invitrogen) Expression vectors for ⁇ 1 chain E8 fragment (containing a FLAG tag on the N-terminal side) were prepared.
  • the expression of 511E8 was performed by introducing the produced expression vector for each chain into human kidney-derived 293F cells (purchased from Invitrogen). 300 ⁇ l of 293F cells (1.0 ⁇ 10 6 cells / ml) were simultaneously transfected with 180 ⁇ g of each chain expression vector using transfection reagent 293fectin (trade name, Invitrogen) and Opti-MEM (trade name, Invitrogen). After culturing for 72 hours, the culture solution was collected. The culture solution was centrifuged at 1000 ⁇ g for 10 minutes, and the supernatant was further centrifuged at 15,000 ⁇ g for 30 minutes to remove cells and insoluble matters.
  • Ni-NTA agarose 5 ml of Ni-NTA agarose (Qiagen) was added to the culture supernatant and incubated overnight to adsorb the target protein. Ni-NTA agarose was recovered, washed with TBS (-) (Tris buffered saline without Ca and Mg) and 10 mM imidazole / TBS (-) and then eluted with 200 mM imidazole / TBS (-). . The eluted fraction was confirmed by SDS-PAGE and silver staining. To the fraction from which 511E8 was eluted, 2 ml of ANTI-FLAG M2 affinity Gel (Sigma) was added and swirled at 4 ° C. overnight.
  • the gel was transferred to an Econo column, washed with TBS ( ⁇ ) containing 1 mM PMSF, and then eluted with TBS ( ⁇ ) containing 100 ⁇ g / ml FLAG peptide (Sigma). The eluted fraction was confirmed by silver staining, and the eluted fractions of 511E8 were combined and dialyzed against TBS ( ⁇ ).
  • Human recombinant laminin 521E8 (hereinafter referred to as “521E8”) was prepared according to the above-described method for preparing human recombinant laminin 511E8.
  • human ⁇ 5 chain E8 fragment including 6XHis tag on the N-terminal side
  • human ⁇ 2 chain E8 fragment including HA tag on the N-terminal side
  • human ⁇ 1 chain E8 fragment including FLAG tag on the N-terminal side
  • Each expression vector was transfected into human kidney-derived 293F cells and cultured for 72 hours, and then the culture broth was collected and affinity chromatography using Ni-NTA agarose and ANTI-FLAG M2 affinity Gel as with laminin 511E8. Purified by The expression vector of the human ⁇ 2 chain E8 fragment is the method of Taniguchi et al.
  • a modified laminin (hereinafter referred to as “Pln-D1 / 2/3”) containing human heparin sulfate chain binding site fused to human N-terminal portion of human recombinant laminin 511E8 (hereinafter referred to as “Pln-D1 / 2/3”).
  • Plus # 3 laminin E8 and a laminin variant in which human perlecan domain I (hereinafter referred to as“ Pln-D1 ”) is fused to the C-terminal part of human recombinant laminin 511E8 (hereinafter referred to as“ Plus # 3 ”). 5 laminin E8 ").
  • the Pln-D1 / 2/3 fusion human laminin ⁇ 1 chain E8 fragment expression vector used for the production of Plus # 3 laminin E8 is a mouse Ig- ⁇ chain V in order from the 5 ′ side according to the description in WO 2012/137970. -DNA fragments encoding J2-C signal peptide, Pln-D1 / 2/3, HA tag, and ⁇ 1 chain E8 were joined together.
  • This Pln-D1 / 2/3 fusion human laminin ⁇ 1 chain E8 fragment expression vector is composed of a human ⁇ 5 chain E8 fragment (containing a 6XHis tag on the N-terminal side) and a human ⁇ 1 chain E8 fragment (containing a FLAG tag on the N-terminal side).
  • a Pln-D1 fusion human laminin ⁇ 5 chain E8 fragment expression vector used for the production of Plus # 5 laminin E8 was produced as follows. First, PCR was performed using a human laminin ⁇ 5 chain E8 fragment expression vector as a template and the following primers, and the C-terminal part (Leu 611 -Pro 813 ) of human laminin ⁇ 5 chain E8 fragment and the human laminin ⁇ 1 chain G3-G4 domain linker sequence: A DNA fragment encoding (DAEDSKLLPEPRAFP, SEQ ID NO: 12) was amplified.
  • An expression vector fragment containing the N-terminal part (Met 1 -Asp 610 ) of the human laminin ⁇ 5 chain E8 fragment obtained by digesting the human laminin ⁇ 5 chain E8 fragment expression vector with restriction enzymes AscI and NotI is added to the DNA fragments 1 and 2 described above.
  • Pln-D1 fusion human laminin ⁇ 5 chain E8 fragment expression vector mixed with human ⁇ 1 chain E8 fragment (including HA tag on the N-terminal side) expression vector and human ⁇ 1 chain E8 fragment (including FLAG tag on the N-terminal side) expression vector After transfecting human kidney-derived 293F cells and culturing for 72 hours, the culture solution was collected and purified by affinity chromatography using Ni-NTA agarose and ANTI-FLAG M2 affinity Gel in the same manner as laminin 511E8. did.
  • Human recombinant laminin 211E8 (hereinafter referred to as “211E8”) was prepared according to the above-described method for preparing human recombinant laminin 511E8.
  • human ⁇ 2 chain E8 fragment including 6XHis tag on the N-terminal side
  • human ⁇ 1 chain E8 fragment including HA tag on the N-terminal side
  • human ⁇ 1 chain E8 fragment including FLAG tag on the N-terminal side
  • Each expression vector was transfected into human kidney-derived 293F cells and purified by affinity chromatography using Ni-NTA agarose and ANTI-FLAG M2 affinity Gel in the same manner as laminin 511E8.
  • the expression vector for the human ⁇ 2 chain E8 fragment is the method of Taniguchi et al.
  • the human iPS cell 201B7 strain was obtained from RIKEN BioResource Center (# HPS0063) and 4 ng / mL human on feeder cells SNL76 / 7 (ECACC # 07032801) inactivated by mitomycin C treatment according to the recommended culture method. Maintenance culture was performed using a primate ES culture medium (Reprocell # RCHEMD001) containing basic fibroblast growth factor (bFGF, Sigma # F0291).
  • a primate ES culture medium Reprocell # RCHEMD001
  • bFGF basic fibroblast growth factor
  • maintenance-cultured 201B7 cells were seeded in a single cell dispersed on a 511E8-coated 6-well culture plate (Becton Dickinson # 353046), and feeder-free for 6-8 days. It was used after culturing under cell conditions.
  • trypsin (Life Technologies # 15090-046) /0.1 mg / mL type IV collagenase (Life Technologies # 17104-019) / 20%
  • KnockOut serum replacement (Life Technologies # 10828-028) / 1 ⁇ M CaCl 2 solution
  • 0.5 ⁇ TrypLE Select (Life Technologies # 12563-011) was added and treated at 37 ° C. for 4 minutes. .
  • the human iPS cell Tic strain was obtained from the JCRB cell bank (# JCRB1331) and inactivated on the primary mouse fetal fibroblasts (MEF, Merck Millipore # PMEF-H) feeder inactivated by mitomycin C treatment according to the recommended culture method.
  • MEF primary mouse fetal fibroblasts
  • PMEF-H primary mouse fetal fibroblasts
  • Tic maintenance medium is 20% KnockOut serum replacement / non-essential amino acid (Life Technologies # 11140-050) / 2 mM L-glutamine (Life Technologies # 25030-081) /0.1 mM 2-mercaptoethanol (Life Technologies # 21985) 023) KnockOut DMEM / F-12 medium (Life Technologies # 12660-012).
  • KnockOut serum replacement / non-essential amino acid (Life Technologies # 11140-050) / 2 mM L-glutamine (Life Technologies # 25030-081) /0.1 mM 2-mercaptoethanol (Life Technologies # 21985) 023) KnockOut DMEM / F-12 medium (Life Technologies # 12660-012).
  • For the evaluation test maintenance-cultured Tic cells were seeded on a 6-well culture plate coated with Matrigel in a state of being dispersed in a single cell, cultured after 6 to 8 days under feeder-free cell conditions, and used. did.
  • Tic cells maintained on feeder cells were added with dispase II (Roche Applied Science # 49442078) and treated at 37 ° C. for 7 minutes, then TrypLE Express (Life Technologies # 12605-010) was added at 37 ° C. Treated for 4 minutes.
  • the cells were dispersed into single cells by adding mTeSR1 (stem cell # 05850) containing a final concentration of 10 ⁇ M Y27632 and pipetting with a cell scraper.
  • the cells were placed on a 6-well culture plate coated with 3 ⁇ g / cm 2 of Matrigel for human ES cells (Becton Dickinson # 354277) at 1.3 ⁇ 10 4 or 2.6 ⁇ 10 4 cell /
  • the cells were seeded at a density of well and cultured in mTeSR1 medium containing Y27632 under humid conditions of 5% CO 2 /95% Air and 37 ° C.
  • the mTeSR1 medium (without Y27632) was changed every day after the first, third, and fifth days after seeding, and the cells were used for the experiment when the cells expanded to about 80% of the culture area on the 6th to 8th days (feeder).
  • This cell is hereinafter referred to as MGP1 in the sense that it has passed through passage 1 on the Matrigel coat from the above maintenance).
  • 511E8 is diluted with PBS (pH 7.4) (Life Technologies # 10010-023) to 0.5-16 ⁇ g / mL, and the final concentration is added to a 24-well cell culture plate (Becton Dickinson # 353047, culture area 2 cm 2 / well). Was added in an amount of 0.125 to 4 ⁇ g / cm 2 , and coating was performed with gentle shaking at 4 ° C. overnight (about 18 hours). After coating, the plate was washed with PBS (pH 7.4), TeSR2 / NutriStem 1: 1 mixed medium was added, and the mixture was allowed to stand in a 37 ° C. CO 2 incubator until use.
  • PBS pH 7.4
  • TeSR2 / NutriStem 1 1 mixed medium was added, and the mixture was allowed to stand in a 37 ° C. CO 2 incubator until use.
  • 511E8P1 201B7 cells were washed with PBS (pH 7.4), treated with 0.5 ⁇ TripLE Select, treated at 37 ° C. for 4 minutes, and then converted into single cells in a TeSR2 / NutriStem 1: 1 mixed medium containing 10 ⁇ M Y27632. Distributed. After counting the number of cells, the cells were seeded on a 24-well culture plate coated with 511E8 at a density of 1.3 ⁇ 10 3 cells / cm 2 and wetted at 5% CO 2 /95% Air at 37 ° C. Cultured under conditions.
  • the TeSR2 / NutriStem 1: 1 mixed medium (without Y27632) was changed, and on the seventh day, cell proliferation and state were evaluated by alkaline phosphatase staining.
  • Alkaline phosphatase staining was performed using a leukocyte alkaline phosphatase kit (Sigma Aldrich # 86R-1KT) according to the attached recommended protocol.
  • 201B7 cells can not grow well at low concentrations 511E8 coated wells of 0.125 [mu] g / cm 2, also when coated with high concentrations such as 2 ⁇ 4 ⁇ g / cm 2, colonies It was clear that what was formed was not large enough. That is, it was shown that it is appropriate to coat 511E8 at a concentration of 0.25 to 1 ⁇ g / cm 2 for the growth of 201B7 cells.
  • Alkaline phosphatase activity is one of the undifferentiated markers that remain highly active in the undifferentiated state, and the cell colonies that grew in all conditions showed positive in alkaline phosphatase staining, so the undifferentiated state was maintained. It was thought to have been.
  • Example 2 Reduction in activity of 511E8 by drying after coating
  • 511E8 coated at the optimal concentration 0.5 ⁇ g / cm 2
  • the coated plate is dried for 1 hour to bind integrin to the binding activity and proliferation of human iPS cells.
  • the effect was investigated.
  • the binding activity of ⁇ 6 ⁇ 1 integrin to 511E8 coated on the plate was measured according to the method described in Ido et al. (J. Biol. Chem., 282, 11144-11154, 2007).
  • the amount of binding after 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin was reacted for 3 hours in the presence of 1 mM MnCl 2 was measured as the absorbance of the chromogenic substrate at 490 nm.
  • Adhesion of human embryonic stem cells (ES cells) to 511E8 is inhibited by simultaneous treatment with inhibitory antibodies against ⁇ 6 integrin and ⁇ 1 integrin (Miyazaki et al. Nature Communications, 3: 1236. Doi: 10.1038 / ncomms2231, 2012). Since the ⁇ 6 ⁇ 1 integrin binding activity of 511E8 coated on the plate is reduced by drying, it is expected that the adhesion and proliferation of human iPS cells will be affected. This possibility was verified by culturing human iPS cells on actually dried 511E8 plates.
  • 511E8 was coated on a 24-well culture plate at a concentration of 0.5 ⁇ g / cm 2 in the same manner as in Example 1, washed with PBS (pH 7.4), and then air-dried at room temperature for 1 hour. A 511E8 coated plate that was not dried was used as a control. 511E8P1 201B7 cells and MGP1 Tic cells were dispersed in single cells in the same manner as in Example 1, seeded at a density of 1.3 ⁇ 10 3 cells / cm 2 , and cell morphology was stained with alkaline phosphatase on day 7. Was observed.
  • FIG. (A) is the result of 201B7 cells
  • (B) is the result of Tic cells. Both cell lines could grow on plates that had not been dried 511E8, but could not grow well on plates that had been dried for 1 hour. This was considered to be due to a decrease in ⁇ 6 ⁇ 1 integrin binding activity due to drying shown in FIG.
  • Example 3 Concentration dependence of integrin binding activity decrease by drying after coating
  • Example 4 Screening of candidate substance for suppressing activity decrease
  • 511E8 was coated simultaneously with various substances, and it was verified whether it was possible to suppress the decrease in the activity of 511E8 under dry conditions.
  • Example 5 Activity lowering suppression effect by proteins other than BSA and gelatin
  • BSA and gelatin which had a high activity reduction inhibitory effect, are proteins. Therefore, in order to investigate whether any protein has an activity decrease inhibitory effect under dry conditions or only with a specific protein, it is also possible to suppress the decrease in activity of 511E8 under dry conditions for a plurality of proteins. The effect was verified.
  • Example 4 The coated plate was washed with PBS (pH 7.4) and dried at room temperature for 1 hour, and binding of 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin was measured.
  • 511E8 was coated at a final concentration of 0.5 ⁇ g / cm 2 , and 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin binding amount (absorbance at 490 nm) on an undried plate was taken as 100%, and drying in the presence of each protein was performed. Later integrin binding activity was compared.
  • Example 6 Concentration dependence of activity lowering suppression effect by protein component
  • the diluted solution concentration of 511E8 coated at 0.5 ⁇ g / cm 2 on the 96-well microplate in Example 4 and Example 5 is equivalent to 2 ⁇ g / mL, and BSA and gelatin used as the activity decrease inhibitor are 511E8 protein amount, respectively. It was added 500 times and 250 times more. Therefore, it was verified whether the integrin binding activity of adsorbed 511E8 was affected by the amount of the activity decrease inhibitor.
  • 511E8 and gelatin are diluted with PBS (pH 7.4), respectively, and the final concentration of gelatin is 1 so that 511E8 has a final concentration of 0.25, 0.5, or 1.0 ⁇ g / cm 2.
  • the mixture was mixed to 7 to 500 ⁇ g / mL and coated on a 96-well microplate in the same manner as in Example 4. After washing with PBS (pH 7.4), the binding of 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin was measured without drying.
  • Example 3 The results are shown in FIG. As shown in Example 3, 511E8 alone at 1.0 ⁇ g / cm 2 was not so inactivated by drying, and no change in binding activity due to addition of gelatin at that concentration was observed. For 511E8 at 0.5 ⁇ g / cm 2 , the concentration dependency of the activity lowering inhibitory effect by gelatin was observed, and the integrin binding activity was inactivated up to gelatin 16.7 ⁇ g / mL, and the concentration was 167 ⁇ g / mL or higher. Then, the binding activity was maintained without drying. When 50 ⁇ g / mL of gelatin was added, a weak activity reduction inhibitory effect was observed.
  • the integrin binding activity was attenuated to about 70% even when gelatin was added at 500 ⁇ g / mL, and the concentration dependence was about 40% at 167 ⁇ g / mL.
  • the observed strength of the effect was generally weaker than that of 511E8 at 0.5 ⁇ g / cm 2 . That is, it has been clarified that the activity lowering suppression effect by the protein component is concentration-dependent, and the strength of the effect is also related to the concentration of 511E8.
  • Example 7 Examination of addition timing of activity decrease inhibitor
  • the activity decrease inhibitor was added simultaneously with or before or after the 511E8 coating, and the activity decrease inhibitory effect in the subsequent drying was examined.
  • 511E8 was added to a final concentration of 0.5 ⁇ g / cm 2 and coated at 4 ° C. overnight on a 96-well microplate.
  • Gelatin with a final concentration of 300 ⁇ g / mL was added as an activity decrease inhibitor under the following three conditions. (1) Add the activity decrease inhibitor diluted with PBS (pH 7.4) to the plate, pre-coat at room temperature for 3 hours and then add 511E8. (2) Preliminarily mix the activity decrease inhibitor and 511E8.
  • condition (1) is expressed as Gelatin ⁇ 511E8
  • condition (2) is expressed as Gelatin + 511E8
  • condition (3) is expressed as 511E8 ⁇ Gelatin.
  • Example 8 Persistence of effect of activity decrease inhibitor
  • 201B7 cells were dispersed into single cells as in Example 1, seeded at a density of 2.6 ⁇ 10 3 cells / cm 2 , and stained with alkaline phosphatase on day 7. Cell morphology was observed.
  • Example 9 BSA concentration-dependent activity decrease inhibitory effect
  • various concentrations of BSA up to 3000 ⁇ g / mL were added to 511E8 diluted with PBS (pH 7.4) to a final concentration of 0.5 ⁇ g / cm 2 , and then added to a 96-well microplate at 4 ° C. Was coated overnight, washed with PBS (pH 7.4), and dried overnight at room temperature. After storage at 4 ° C. for 1 week, the binding amount of 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin was measured and used as an index of the inhibitory effect on the decrease in activity of 511E8 due to the concentration of BSA.
  • Example 10 Examination of inhibitory effect on activity reduction against 511E8 and full length laminin 511
  • the effect was compared using full-length laminin 511.
  • Full length laminin 511 was prepared and used according to the method described in Ido et al. (J. Biol. Chem., 279, 10946-10954, 2004). The experiment was performed in the same manner as in Example 4.
  • PBS pH7 as the case of the full-length laminin final concentration of 16.0 or 32.0 ⁇ g / cm 2. It was diluted in 4), mixed with BSA or gelatin at a final concentration of 300 ⁇ g / mL, and coated at 4 ° C. overnight. The plate was washed with PBS (pH 7.4) and then dried at room temperature for 24 hours, and binding of 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin was measured.
  • the results are shown in FIG.
  • the vertical axis shows the relative activity when the concentration of 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin bound (absorbance at 490 nm) measured without drying, with each concentration of 511E8 or full-length laminin 511 alone coated, is 100%.
  • the integrin binding activity was significantly decreased in both 511E8 and the full length 511 after 24 hours of drying.
  • the effect of the activity decrease inhibitor on the activity decrease due to drying was analyzed by a two-way analysis of variance and the Bonferroni method. In 511E8, when BSA or gelatin was added, significant decrease in activity was observed at a significant level of 0.1% under any condition.
  • the effect on the full-length laminin 511 was not recognized under any conditions (significance level 5%). From this result, the effect of the activity lowering inhibitor such as BSA or gelatin is not recognized in the same way when other proteins are coated as a culture substrate, and it depends on the molecular properties such as the shape of the protein and the amino acid sequence. It was suggested that it was very different. That is, it was suggested that the same effect was exhibited against other proteins having similar molecular properties such as having the same shape as 511E8.
  • 521E8 is an E8 fragment derived from laminin 521.
  • the ⁇ 5 chain E8 fragment and the ⁇ 1 chain E8 fragment are common to 511E8, but the ⁇ chain is composed of a ⁇ 2 chain E8 fragment different from 511E8.
  • 511E8 and 521E8 were diluted with PBS (pH 7.4) to a final concentration of 0.5 or 1.0 ⁇ g / cm 2 , and BSA, gelatin or human at a final concentration of 500 ⁇ g / mL.
  • PBS pH 7.4
  • BSA serum albumin
  • HSA serum albumin
  • FIG. 1 The results are shown in FIG.
  • the vertical axis shows the relative activity when the binding amount (absorbance at 490 nm) of 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin measured without coating and coating each concentration of 511E8 alone is 100%. It has already been reported by Taniguchi et al. (J. Biol. Chem., 284, 7820-7831, 2009) that the binding affinity of 511E8 and 521E8 to ⁇ 6 ⁇ 1 integrin is almost the same.
  • the absorbance at 490 nm which indicates the amount of ⁇ 6 ⁇ 1 integrin bound, was 2.62 ⁇ 0.05 (average ⁇ standard) at 511E8 and 521E8 at 0.5 ⁇ g / cm 2 when measured without drying. Deviation) 2.75 ⁇ 0.02 and 1.0 ⁇ g / cm 2 511E8 and 521E8 were 2.96 ⁇ 0.03 and 2.83 ⁇ 0.11, respectively, which were almost the same.
  • the integrin-binding activity of 521E8 showed the same inactivation pattern as that of 511E8 when the drying treatment was performed for 1 hour. That is, when coated at 1.0 ⁇ g / cm 2 , almost no inactivation due to drying was observed, whereas when coated at 0.5 ⁇ g / cm 2 , a significant decrease in integrin binding activity was observed. This decrease in binding activity due to drying was almost completely avoided by the simultaneous addition of BSA, gelatin or HSA, as in 511E8. That is, it was shown that the effects of these activity decrease inhibitors are not limited to 511E8, but are also exerted on E8 fragments of other laminin isoforms.
  • Example 12 Effect of 211E8 on activity reduction of 511E8
  • laminin E8 other than 511E8 also has an effect of suppressing a decrease in activity due to drying.
  • an E8 fragment to be added an E8 fragment of laminin 211 (hereinafter referred to as 211E8) having no ⁇ 6 ⁇ 1 integrin-binding activity itself was used.
  • 511E8 final concentration 0.4 ⁇ g / cm 2
  • PBS pH 7.4
  • 211E8 final concentrations adjusted to 0, 0.8, 1.6 ⁇ g / cm 2
  • a 96-well microplate was coated overnight at 4 ° C.
  • the plate was washed with PBS (pH 7.4), dried at room temperature for 24 hours, and binding of ⁇ 6 ⁇ 1 integrin (10 nM) was measured.
  • the inventors have confirmed that 211E8 does not have ⁇ 6 ⁇ 1 integrin binding activity (Taniguchi et al. J. Biol. Chem., 284, 7820-7831, 2009).
  • the results are shown in FIG.
  • the ⁇ 6 ⁇ 1 integrin binding activity was expressed as a relative value with the amount of binding (absorbance at 490 nm being 1.07) measured as 100% when coated with 0.4 ⁇ g / cm 2 of 511E8 and not dried.
  • the integrin-binding activity when the 211E8 0.8 ⁇ g / cm 2 added is recovered to about 30%, integrin-binding activity by about 80% when the 211E8 1.6 ⁇ g / cm 2 added was recovered. From this result, it was shown that other laminin E8 can be used as an activity reduction inhibitor of 511E8.
  • other laminin E8 exhibits an effect of suppressing a decrease in activity during drying in a very small amount as compared with the case where a protein such as BSA or gelatin is used as an activity decrease inhibitor.
  • Example 13 Inhibitory effect on activity decrease against modified laminin fragment (1)
  • two types of 511E8 variants Plus # 3 laminin E8 and Plus # 5 laminin E8 added with heparan sulfate chain binding domain of perlecan were obtained. The effect was compared.
  • Plus # 3 laminin E8 is a 511E8 variant in which perlecan domains I to III are added to the N-terminal part of ⁇ 1 chain E8 fragment, and Plus # 5 laminin E8 has perlecan domain I at the C-terminal part of ⁇ 5 chain E8 fragment. Added variant.
  • Plus # 3 laminin E8 or Plus # 5 laminin E8 was diluted with PBS (pH 7.4) to a final concentration of 0.56 ⁇ g / cm 2 , and human serum albumin (HSA; final)
  • gelatin concentration 500 ⁇ g / mL
  • gelatin final concentration 300 ⁇ g / mL or 2000 ⁇ g / mL
  • it was coated on a 96-well microplate at 37 ° C. for 1 hour. After removing the coating solution, the coated plate was dried at room temperature for 22 hours, and the binding of 10 nM ⁇ 6 ⁇ 1 integrin was measured.
  • FIG. 14 shows the result of Plus # 3 laminin E8, and FIG. 15 shows the result of Plus # 5 laminin E8.
  • the vertical axis represents the amount of ⁇ 6 ⁇ 1 integrin binding (absorbance at 490 nm).
  • FIGS. 14 and 15 when Plus # 3 laminin E8 and Plus # 5 laminin E8 were individually coated on the plate and then dried, the integrin binding activity was significantly reduced.
  • human serum albumin or gelatin was added and dried, the decrease in integrin binding activity was suppressed.
  • Plus # 5 laminin E8 retained about 90% of integrin binding activity even after drying due to the addition of human serum albumin or gelatin.
  • Example 14 inhibitory effect on activity reduction against modified laminin fragment (2)
  • 24-well cell culture plates (Becton Dickinson # 353047) coated with Plus # 5 laminin E8 (final concentration 0.56 ⁇ g / cm 2 ) and Plus # 24-well cell culture plate coated with human laminin E8 (final concentration 0.56 ⁇ g / cm 2 ) and human serum albumin (HSA; final concentration 500 ⁇ g / mL) or gelatin (final concentration 300 ⁇ g / mL or 2000 ⁇ g / mL)
  • HSA human serum albumin
  • TeSR2 / NutriStem 1 1 mixed medium was used as the medium.
  • 201B7 cells were seeded on a 24-well cell culture plate coated with Plus # 5 laminin E8 (final concentration 0.56 ⁇ g / cm 2 ) without any drying step, and cultured in the same manner for one week.
  • the growth state of human iPS cells after 1 week of culture was evaluated by alkaline phosphatase staining.

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Abstract

細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具であって、該ラミニンフラグメントがラミニンα５β１γ１およびラミニンα５β２γ１から選択される少なくとも１種であることを特徴とする、細胞培養器具。

Description

ラミニンフラグメントが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
　本発明は、細胞培養器具に関するものであり、詳細にはインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具に関するものである。
　ヒトＥＳ細胞やヒトｉＰＳ細胞などのヒト多能性幹細胞は、その再生医療への応用が世界的に注目されている。ヒト多能性幹細胞を再生医療に応用するためには、これら幹細胞を安全かつ安定的に培養、増幅する培養技術の開発が必要である。特に、フィーダー細胞を使用せず、かつ異種動物由来の成分を含まない（ゼノフリー）条件下での安定した培養法の開発は、喫緊の課題となっている。
　本発明者らは、初期胚の多能性幹細胞がラミニンα５β１γ１（ラミニン５１１）を主要成分とする基底膜を足場としていることに着目し、ヒトラミニン５１１の組換え蛋白質が、ヒトＥＳ細胞のフィーダーフリー培養基質として有用であることを世界に先駆けて報告した（非特許文献１参照）。また、本発明者らは、ラミニン５１１はα６β１インテグリンに対して非常に高い親和性を持つこと、および、ラミニン５１１のＥ８フラグメント（ラミニン５１１Ｅ８）は、全長のラミニン５１１と同等のα６β１インテグリン結合活性を有することを報告した（非特許文献２参照）。さらに、本発明者らは、従来困難であった多能性幹細胞の単一分散による継代培養がラミニン５１１Ｅ８上で可能であることを見出し、ヒトラミニン５１１Ｅ８がヒト多能性幹細胞のフィーダーフリー培養基質として極めて有効であることを報告した（特許文献１、非特許文献３参照）。
　ヒトラミニン５１１Ｅ８を基質として細胞を培養するには、培養器の表面にヒトラミニン５１１Ｅ８を予めコーティングしておく必要がある。ヒト多能性幹細胞を培養する場合は、０．２５～２．０μｇ／ｃｍ２になるようにヒトラミニン５１１Ｅ８溶液を培養器に加え、４℃で一夜または室温～３７℃で１～３時間インキュベートすることによりコーティングを行う。しかし、培養器の表面にコーティングされたラミニンやその活性フラグメントは乾燥により失活し易く（非特許文献４参照）、実際、本発明者らは、培養器表面にコーティングしたヒトラミニン５１１Ｅ８が、乾燥後徐々に活性を失うことを確認している。ヒトラミニン５１１Ｅ８をヒト多能性幹細胞の培養基質として再生医療等で広く利用するためには、培養器表面にコーティングしたヒトラミニン５１１Ｅ８の活性を乾燥状態で長期間安定に維持するための技術開発が求められている。
国際公開公報第２０１１／０４３４０５号
Miyazaki T, Futaki S, Hasegawa K, Kawasaki M, Sanzen N, Hayashi M, Kawase E, Sekiguchi K, Nakatsuji N, Suemori H. Recombinant human laminin isoforms can support the undifferentiated growth of human embryonic stem cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 375:27-35, 2008. Taniguchi Y, Ido H, Sanzen N, Hayashi M, Sato-Nishiuchi R, Futaki S, Sekiguchi K. The C-terminal region of laminin beta chains modulates the integrin binding affinities of laminins. J Biol Chem. 284:7820-7831, 2009. Miyazaki T, Futaki S, Suemori H, Taniguchi Y, Yamada M, Kawasaki M, Hayashi M, Kumagai H, Nakatsuji N, Sekiguchi K, Kawase E. Laminin E8 fragments support efficient adhesion and expansion of dissociated human pluripotent stem cells. Nat Commun. 3,1236. Doi:10.1038/ncomms2231, 2012. Doi T, Thyboll J, Kortesmaa J, Jansson K, Iivanainen A, Parvardeh M, Timpl R, Hedin U, Swedenborg j, Tryggvason K. Recombinant human laminin-10 (α5β1γ1). J Biol Chem, 277, 12741-12748, 2002.
　本発明は、ヒト幹細胞のフィーダーフリー培養基質として利用可能なラミニンフラグメントの活性を乾燥状態で長期間安定に維持するための技術を見出し、ヒト幹細胞のフィーダーフリー培養基質として利用可能なラミニンフラグメントがその活性を維持したまま乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具を提供することを課題とする。
　本発明は、上記課題を解決するために、以下の発明を包含する。
［１］細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具であって、該ラミニンフラグメントがラミニンα５β１γ１およびラミニンα５β２γ１から選択される少なくとも１種のフラグメントであり、以下の（１）、（２）または（３）であることを特徴とする細胞培養器具。
（１）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体のみが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
（２）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、インテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
（３）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、ラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
［２］前記（１）において、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が０．７μｇ／ｃｍ２以上の濃度でコーティングされていることを特徴とする前記［１］に記載の細胞培養器具。
［３］前記（２）において、１．５μｇ／ｃｍ２以下の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、その３倍以上の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントがコーティングされていることを特徴とする前記［１］に記載の細胞培養器具。
［４］前記（３）において、１．５μｇ／ｃｍ２以下の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、その２０倍以上の濃度のラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質がコーティングされていることを特徴とする前記［１］に記載の細胞培養器具。
［５］ラミニンフラグメントが、ラミニンＥ８フラグメントであることを特徴とする前記［１］に記載の細胞培養器具。
［６］インテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントがラミニンα２β１γ１のフラグメントであることを特徴とする前記［１］に記載の細胞培養器具。
［７］ラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質が、ゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、ミエリン塩基性蛋白質、β－ラクトグロブリン、グルタチオン－Ｓ－トランスフェラーゼおよびコラーゲンからなる群より選択される１種以上であることを特徴とする前記［１］に記載の細胞培養器具。
［８］細胞と接触する表面に所望の全蛋白質をコーティングした後、乾燥させることにより製造されることを特徴とする前記［１］～［７］のいずれかに記載の細胞培養器具。
［９］細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具の製造方法であって、該ラミニンフラグメントがラミニンα５β１γ１およびラミニンα５β２γ１から選択される少なくとも１種のフラグメントであり、（Ａ）コーティングされる蛋白質を含むコーティング溶液を調製する工程、（Ｂ）細胞培養器具の細胞と接触する表面に所望の全蛋白質をコーティングする工程、および（Ｃ）コーティングされた蛋白質を乾燥する工程を含むことを特徴とする製造方法。
［１０］哺乳動物細胞の培養方法であって、前記［１］～［８］のいずれかに記載の細胞培養器具を用いることを特徴とする培養方法。
［１１］哺乳動物細胞が、ＥＳ細胞、ｉＰＳ細胞もしくは体性幹細胞またはこれらの細胞から分化した細胞である前記［１０］に記載の培養方法。
［１２］ゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、ミエリン塩基性蛋白質、β－ラクトグロブリン、グルタチオン－Ｓ－トランスフェラーゼ、コラーゲンおよびラミニンα２β１γ１のＥ８フラグメントからなる群より選択される１種以上を有効成分とし、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体の乾燥によるインテグリンα６β１結合活性の低下を抑制する活性低下抑制剤。
［１３］コーティングされる蛋白質が、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体のみであり、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が０．７μｇ／ｃｍ２以上の濃度でコーティングされることを特徴とする前記［９］に記載の製造方法。
［１４］コーティングされる蛋白質が、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、インテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントであり、１．５μｇ／ｃｍ２以下の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、その３倍以上の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントがコーティングされることを特徴とする前記［９］に記載の製造方法。
［１５］コーティングされる蛋白質が、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、ラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質であり、１．５μｇ／ｃｍ２以下の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、その２０倍以上の濃度のラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質がコーティングされることを特徴とする前記［９］に記載の製造方法。
［１６］ラミニンフラグメントが、ラミニンＥ８フラグメントであることを特徴とする前記［９］に記載の製造方法。
［１７］インテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントがラミニンα２β１γ１のフラグメントであることを特徴とする前記［９］に記載の製造方法。
［１８］ラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質が、ゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、ミエリン塩基性蛋白質、β－ラクトグロブリン、グルタチオン－Ｓ－トランスフェラーゼおよびコラーゲンからなる群より選択される１種以上であることを特徴とする前記［９］に記載の製造方法。
［１９］インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントが、ラミニンα５β１γ１およびラミニンα５β２γ１から選択される少なくとも１種のフラグメントであることを特徴とする前記［１２］に記載の活性低下抑制剤。
［２０］ラミニンフラグメントが、ラミニンＥ８フラグメントであることを特徴とする前記［１２］または［１９］に記載の活性低下抑制剤。
　以下、ラミニンα５β１γ１を「ラミニン５１１」、ラミニンα５β２γ１を「ラミニン５２１」、ラミニンα２β１γ１を「ラミニン２１１」と記す。他のラミニンも同様に略記する。ラミニンＥ８フラグメントを「ラミニンＥ８」と記し、Ｅ８フラグメントを単に「Ｅ８」と記す。
　本発明によれば、ヒト多能性幹細胞のフィーダーフリー培養基質として利用可能なインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具およびその製造方法ならびに当該細胞培養器具を用いる哺乳動物細胞の培養方法を提供することができる。また、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントの乾燥によるインテグリンα６β１結合活性の低下を抑制する活性低下抑制剤を提供することができる。本発明の細胞培養器具は、製造後長期の保存が可能であり、長期保存後においても幹細胞をフィーダーフリー環境下で良好に培養することができる。
ヒトｉＰＳ細胞の増殖におけるヒトラミニン５１１Ｅ８濃度依存性を確認した結果を示す図である。 ヒトラミニン５１１Ｅ８をプレートにコーティング後乾燥させ、α６β１インテグリン結合活性を検討した結果を示す図である。 ヒトラミニン５１１Ｅ８をプレートにコーティング後乾燥させ、ヒトｉＰＳ細胞の接着、増殖に及ぼす影響を検討した結果を示す図であり、（Ａ）は２０１Ｂ７細胞、（Ｂ）はＴｉｃ細胞の結果である。 ヒトラミニン５１１Ｅ８コーティング後の乾燥によるインテグリン結合活性低下の濃度依存性を検討した結果を示す図である。 各種活性低下抑制剤候補物質の効果を評価した結果を示す図である。 各種蛋白質による活性低下抑制効果を検討した結果を示す図である。 ３段階のヒトラミニン５１１Ｅ８濃度と７段階のゼラチン濃度を組み合わせて活性低下抑制効果の濃度依存性を検討した結果を示す図であり、（Ａ）はコーティング後乾燥せずにα６β１インテグリン結合活性を測定した結果、（Ｂ）はコーティング後乾燥させてα６β１インテグリン結合活性を測定した結果である。 活性低下抑制剤の添加時期を検討した結果を示す図である。 活性低下抑制剤の効果の持続性を検討するために、コーティング後乾燥させたプレートを８週間保管し、ヒトｉＰＳ細胞を７日間培養した結果を示す図である。 ＢＳＡの濃度依存的な活性低下抑制効果を検討した結果を示す図である。 ヒトラミニン５１１Ｅ８および全長ヒトラミニン５１１に対する活性低下抑制効果を検討した結果を示す図である。 ヒトラミニン５２１Ｅ８に対する活性低下抑制効果を検討した結果を示す図である。 ヒトラミニン２１１Ｅ８のヒトラミニン５１１Ｅ８に対する活性低下抑制効果を検討した結果を示す図である。 パールカンのヘパラン硫酸鎖結合ドメインをβ１鎖Ｅ８フラグメントのＮ末端部に付加したヒトラミニン５１１Ｅ８（Ｐｌｕｓ＃３ラミニンＥ８）に対する活性低下抑制効果を検討した結果を示す図である。 パールカンのヘパラン硫酸鎖結合ドメインをα５鎖Ｅ８フラグメントのＣ末端部に付加したヒトラミニン５１１Ｅ８（Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８）に対する活性低下抑制効果を検討した結果を示す図である。 パールカンのヘパラン硫酸鎖結合ドメインをα５鎖Ｅ８フラグメントのＣ末端部に付加したヒトラミニン５１１Ｅ８（Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８）を活性低下抑制剤の存在下または非存在下でコーティングした後乾燥させたプレート上でヒトｉＰＳ細胞を１週間培養した結果を示す図である。
〔細胞培養器具〕
　本発明は、細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具を提供する。細胞培養器具は動物細胞の培養に使用できるものであれば特に限定されないが、哺乳動物細胞の培養に使用できるものが好ましく、哺乳動物の幹細胞の培養に使用できるものがより好ましく、ヒトの幹細胞の培養に使用できるものがさらに好ましく、ヒト多能性幹細胞の培養に使用できるものが特に好ましい。具体的には、例えば、ガラス製またはプラスチック製のシャーレ、フラスコ、マルチウェルプレート、カルチャースライド、マイクロキャリア、ポリビニリデンフルオリド膜等のポリマー膜などが挙げられる。
　ラミニンは、α鎖、β鎖およびγ鎖の３本のサブユニット鎖からなるヘテロ３量体分子である。α鎖はα１～α５の５種類、β鎖はβ１～β３の３種類、γ鎖はγ１～γ３の３種類が知られており、それらの組み合わせで少なくとも１２種類以上のアイソフォームが存在する。本発明に用いられるラミニンは、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンであればよいが、中でもラミニン５１１およびラミニン５２１から選択される少なくとも１種であることが好ましい。
　本発明に用いられるラミニンは、インテグリンα６β１結合活性を有するフラグメントまたはその改変体であることが好ましい。ラミニンフラグメントは、インテグリンα６β１結合活性を失活しない限り、α鎖、β鎖およびγ鎖の少なくとも１つ以上が全長より短いフラグメントからなるラミニンフラグメントであればよい。好ましくはヘテロ３量体を形成しているラミニンフラグメントである。ラミニンフラグメントがヘテロ３量体を形成していることは、ラミニンフラグメントをＳＤＳ－ＰＡＧＥに供し、バンドの数を検出すること等により確認できる。ラミニンフラグメントがインテグリンα６β１結合活性を有していることは、固相結合アッセイ等により確認することができる。
　ヘテロ３量体を形成しているラミニンフラグメントの中でも、インテグリン結合活性の強さ、組換えタンパク質としての発現効率等の観点からラミニンＥ８が好ましい。ラミニンＥ８は、マウスラミニンα１β１γ１（以下「マウスラミニン１１１」と記す）をエラスターゼで消化して得られたフラグメントの中で、強い細胞接着活性をもつフラグメントとして同定されたものである（Edgar D., Timpl R., Thoenen H.The heparin-binding domain of laminin is responsible for its effects on neurite outgrowth and neuronal survival. EMBO J., 3:1463-1468, 1984.、Goodman SL., Deutzmann R., von der Mark K.Two distinct cell-binding domains in laminin can independently promote nonneuronal cell adhesion and spreading. J. Cell Biol., 105:589-598, 1987.）。マウスラミニン１１１以外のラミニンについてもエラスターゼで消化した際にマウスラミニン１１１のＥ８に相当するフラグメントの存在が推定されるが、マウスラミニン１１１以外のラミニンをエラスターゼで消化してＥ８を分離、同定した報告はない。したがって、本発明に用いられるラミニンＥ８は、ラミニンのエラスターゼ消化産物であることを要するものではなく、マウスラミニン１１１のＥ８と同様の細胞接着活性を有し、同様の構造を有し、同程度の分子量を有するラミニンのフラグメントであればよい。
　本発明に用いられるインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントは、ヘテロ３量体を形成しているラミニン５１１のフラグメントおよび／またはヘテロ３量体を形成しているラミニン５２１のフラグメントであることが好ましく、ラミニン５１１Ｅ８および／またはラミニン５２１Ｅ８であることが好ましい。
　ラミニンの由来は特に限定されず、各種生物由来のラミニンを用いることができる。好ましくは哺乳動物由来のラミニンである。哺乳動物としては、例えば、ヒト、マウス、ラット、ウシ、ブタ等が挙げられるが、限定されない。なかでもヒト由来のラミニンを用いることが特に好ましい。ヒトの再生医療材料を得るためにヒト幹細胞を培養する場合には、培養系から異種生物由来の成分を排除するゼノフリー条件を満たす培養環境が求められることから、ヒト由来のラミニンを用いることが好ましい。
　ラミニンは天然型であってもよく、その生物学的活性を維持したまま、１個またはそれ以上のアミノ酸残基が修飾された修飾型であってもよい。ラミニンフラグメントの製造方法は特に限定されず、例えば、全長ラミニンをエラスターゼ等のタンパク質分解酵素で消化し、目的のフラグメントを分取、精製する方法や、組換えタンパク質として製造する方法などが挙げられる。製造量、品質の均一性、製造コスト等の観点から、組換えタンパク質として製造することが好ましい。なお、全長ラミニンは、例えば、ラミニン高発現細胞から精製する方法や、組換えタンパク質として製造する方法などにより製造することができる。
　組換え全長ラミニン、組換えラミニンフラグメントは、公知の遺伝子組換え技術を用いることにより製造することができる。組換えラミニン、組換えラミニンフラグメントの製造方法としては、例えば、α鎖、β鎖およびγ鎖の各全長タンパク質または部分タンパク質をコードするＤＮＡをそれぞれ取得し、これをそれぞれ発現ベクターに挿入し、得られた３種類の発現ベクターを適切な宿主細胞に共導入して発現させ、３量体を形成しているタンパク質を公知の方法で精製することにより製造することができる。組換えラミニン（全長）の製造方法としては、例えばＩｄｏら（Hiroyuki Ido, Kenji Harada, Sugiko Futaki, Yoshitaka Hayashi, Ryoko Nishiuchi, Yuko Natsuka, Shaoliang Li, Yoshinao Wada,Ariana C. Combs, James M. Ervasti, and Kiyotoshi Sekiguchi, “Molecular dissection of the α-dystroglycan- and integrin-binding sites within the globular domain of human laminin-10” The Journal of Biological Chemistry, 279, 10946-10954, 2004.）の方法などが挙げられるが、これに限定されるものではない。組換えラミニンＥ８の製造方法としては、例えばＩｄｏら（Hiroyuki Ido, Aya Nakamura, Reiko Kobayashi, Shunsuke Ito, Shaoliang Li, Sugiko Futaki, and Kiyotoshi Sekiguchi, “The requirement of the glutamic acid residue at the third position from the carboxyl termini of the laminin γ chains in integrin binding by laminins” The Journal of Biological Chemistry, 282, 11144-11154, 2007.）の方法が挙げられるが、これに限定されるものではない。
　主要な哺乳動物のラミニンを構成するα鎖、β鎖、γ鎖をコードする遺伝子の塩基配列情報および各鎖のアミノ酸配列情報は、公知のデータベース（ＧｅｎＢａｎｋ等）から取得することができる。表１に、ヒトを含む主な哺乳動物について、ラミニンを構成する各鎖のアクセッション番号を示す。これら以外の各種生物由来のラミニン構成鎖の塩基配列情報およびアミノ酸配列情報も同様に公知のデータベース（ＧｅｎＢａｎｋ等）から取得することができる。
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　ラミニンＥ８は、α鎖のＣ末端フラグメントから球状ドメイン４および５が除かれたフラグメント（以下「α鎖Ｅ８」と記す）、β鎖のＣ末端フラグメント（以下「β鎖Ｅ８」と記す）およびγ鎖のＣ末端フラグメント（以下「γ鎖Ｅ８」と記す）が３量体を形成したフラグメントであり、３量体の分子量は約１５０～約１７０ｋＤａである。α鎖Ｅ８は通常約７７０個のアミノ酸からなり、Ｎ末端側の約２３０アミノ酸が３量体形成に関わる。β鎖Ｅ８は通常約２２０～約２３０個のアミノ酸からなる。γ鎖Ｅ８は通常約２４０～約２５０個のアミノ酸からなる。γ鎖Ｅ８のＣ末端部から３番目のグルタミン酸残基はラミニンＥ８の細胞接着活性に必須である（Hiroyuki Ido, Aya Nakamura, Reiko Kobayashi, Shunsuke Ito, Shaoliang Li, Sugiko Futaki, and Kiyotoshi Sekiguchi, “The requirement of the glutamic acid residue at the third position from the carboxyl termini of the laminin γ chains in integrin binding by laminins” The Journal of Biological Chemistry, 282, 11144-11154, 2007.）。
　本発明に用いられるラミニンフラグメントの改変体としては、例えば、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントに細胞接着分子または増殖因子結合分子が結合している改変ラミニンが挙げられる（国際公開公報第２０１２／１３７９７０号参照）。細胞接着分子としては、例えば、インテグリンと結合する細胞接着分子（フィブロネクチン、コラーゲン、ビトロネクチン、ネフロネクチン、オステオポンティン、ＭＡＥＧ、テネイシン、ＳＶＥＰ１、ＴＧＦ－β１ ｌａｔｅｎｃｙ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｐｅｐｔｉｄｅ、ＴＧＦ－β３ ｌａｔｅｎｃｙ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｐｅｐｔｉｄｅなど）、膜結合型プロテオグリカンと結合する細胞接着分子（フィブロネクチン、ビトロネクチン、ネフロネクチン、ラミニンなど）、ジスコイジンドメイン受容体と結合する細胞接着分子、ジストログリカンと結合する細胞接着分子（ラミニンなど）、細胞表面の糖鎖と結合する細胞接着分子（Ｃｏｎｃａｎａｖａｌｉｎ Ａ、Ｄｏｌｉｃｈｏｓ ｂｉｆｌｏｒｕｓ ａｇｇｌｕｔｉｎｉｎ、Ａｒａｃｈｉｓ ｈｙｐｏｇａｅａ ａｇｇｌｕｔｉｎｉｎ、Ｒｉｃｉｎｕｓ ｃｏｍｍｕｎｉｓ ａｇｇｌｕｔｉｎｉｎ、Ｗｈｅａｔ ｇｅｒｍ ａｇｇｌｕｔｉｎｉｎなど）が好ましい。
　増殖因子結合分子としては、例えば、パールカン、アグリン、ＸＶＩＩＩ型コラーゲン、シンデカン１～４、グリピカン１～６などのヘパラン硫酸プロテオグリカン、ｌａｔｅｎｔ ＴＧＦ－β ｂｉｎｄｉｎｇ ｐｒｏｔｅｉｎ１～４などが好ましい。
　ラミニンフラグメントの改変体は、公知の遺伝子組換え技術を用いることにより組み換えタンパク質として製造することができる。公知の細胞接着分子および増殖因子結合分子の塩基配列情報およびアミノ酸配列情報は、公知のデータベース（ＧｅｎＢａｎｋ等）から取得することができる。
　本発明の細胞培養器具は、以下の（１）、（２）、（３）のいずれかであればよい。
（１）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体のみが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
（２）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、インテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
（３）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、ラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
　すなわち、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体（以下、「α６β１活性フラグメント等」と記す）が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具は、上記（１）、（２）または（３）の形態で提供されることにより、製造後長期の保存が可能となり、長期保存後においてもインテグリンα６β１依存的な細胞接着と、それに続く細胞増殖を低下させることなく、ヒト幹細胞をフィーダーフリー環境下で良好に培養できる。
　上記（１）の細胞培養器具において、インテグリンα６β１結合活性を有するα６β１活性フラグメント等のコーティング濃度は、α６β１活性フラグメント等をコーティング後乾燥させた場合のインテグリンα６β１結合活性が、同じ濃度のα６β１活性フラグメント等が乾燥していない状態でコーティングされている場合のインテグリンα６β１結合活性に対して、６０％以上となる濃度が好ましく、７０％以上となる濃度がより好ましく、８０％以上となる濃度がさらに好ましく、９０％以上となる濃度がさらに好ましく、９５％以上となる濃度が特に好ましい。インテグリンα６β１結合活性の比較は、例えば後述する実施例２に記載の方法で行うことができる。具体的には、適当な濃度に調製したα６β１活性フラグメント等の溶液を９６ウェルマイクロプレートに添加して４℃で一晩コーティングし、ＰＢＳで洗浄した後室温で１時間乾燥したプレートと、ＰＢＳで洗浄した後乾燥していないプレートに、それぞれインテグリンα６β１を添加して３時間反応させた後の結合量を測定することにより行うことができる。
　上記（１）の細胞培養器具において、ラミニンＥ８が０．７μｇ／ｃｍ２以上の濃度でコーティングされていれば、通常実施例２に記載の方法で活性を測定したときに、ラミニンＥ８が乾燥していない状態でコーティングされている場合の６０％以上の活性となる。α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度は、０．７μｇ／ｃｍ２以上であればよく、好ましくは１．０μｇ／ｃｍ２以上、より好ましくは１．２μｇ／ｃｍ２以上、さらに好ましくは１．４μｇ／ｃｍ２以上、さらに好ましくは１．５μｇ／ｃｍ２以上である。上限は特に限定されないが、製造コストおよび効果の点で高濃度を用いる利益はなく、好ましくは５．０μｇ／ｃｍ２以下である。
　上記（２）の細胞培養器具において、α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度は、α６β１活性フラグメント等をコーティングし、室温で１時間乾燥させた後、密封して４℃で８週間保存したときに、インテグリンα６β１結合活性またはヒトｉＰＳ細胞の増殖活性が低下する濃度であることが好ましい。活性の低下の程度は、α６β１活性フラグメント等が乾燥していない状態でコーティングされている場合と比較して７０％以下が好ましく、６０％以下がより好ましく、５０％以下がさらに好ましい。α６β１活性フラグメント等と同時にコーティングするインテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメント（以下、「他のラミニンフラグメント」と記す）のコーティング濃度は、ラミニンフラグメントと同時にコーティングすることにより、α６β１活性フラグメント等が乾燥していない状態でコーティングされている場合のインテグリンα６β１結合活性またはヒトｉＰＳ細胞の増殖活性に対して、６０％以上の活性が維持できる濃度が好ましく、７０％以上の活性が維持できる濃度がより好ましく、８０％以上の活性が維持できる濃度がさらに好ましく、９０％以上の活性が維持できる濃度がさらに好ましく、９５％以上の活性が維持できる濃度が特に好ましい。
　上記（２）の細胞培養器具において、α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度は上記の条件を満たす濃度であればよく、特に限定されない。α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度は１．５μｇ／ｃｍ２以下であることが好ましく、より好ましくは１．３μｇ／ｃｍ２以下、さらに好ましくは１．０μｇ／ｃｍ２以下、さらに好ましくは０．７μｇ／ｃｍ２以下である。下限は、０．２μｇ／ｃｍ２以上が好ましい。すなわち、０．２～１．５μｇ／ｃｍ２が好ましく、０．２～１．３μｇ／ｃｍ２がより好ましく、０．２～１．０μｇ／ｃｍ２がさらに好ましく、０．２～０．７μｇ／ｃｍ２がさらに好ましい。
　他のラミニンフラグメントは、インテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントであれば特に限定されないが、好ましくはヘテロ３量体を形成しているラミニンフラグメントであり、より好ましくはラミニンＥ８である。なかでも、ラミニン２１１のフラグメントが好ましく、ヘテロ３量体を形成しているラミニン２１１フラグメントがより好ましく、ラミニン２１１Ｅ８がさらに好ましい。他のラミニンフラグメントは一種のみを用いてもよく、二種以上を組み合わせて用いてもよい。他のラミニンフラグメントのコーティング濃度は、α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度の３倍以上であればよく、好ましくは４倍以上、より好ましくは５倍以上である。上限は特に限定されず、例えば３００倍以下とすることができる。ラミニンフラグメントまたはその改変体のコーティング濃度が低いほど、他のラミニンフラグメントのコーティング濃度を高くすることが好ましい。
　上記（３）の細胞培養器具において、α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度は、α６β１活性フラグメント等をコーティングし、室温で１時間乾燥させた後、密封して４℃で８週間保存した時に、インテグリンα６β１結合活性またはヒトｉＰＳ細胞の増殖活性が低下する濃度であることが好ましい。活性の低下の程度は、α６β１活性フラグメント等が乾燥していない状態でコーティングされている場合と比較して７０％以下が好ましく、６０％以下がより好ましく、５０％以下がさらに好ましい。ラミニンフラグメントと同時にコーティングするラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質（以下、「他の蛋白質」と記す）のコーティング濃度は、α６β１活性フラグメント等と同時にコーティングすることにより、ラミニンフラグメントが乾燥していない状態でコーティングされている場合のインテグリンα６β１結合活性またはヒトｉＰＳ細胞の増殖活性に対して、６０％以上の活性が維持できる濃度が好ましく、７０％以上の活性が維持できる濃度がより好ましく、８０％以上の活性が維持できる濃度がさらに好ましく、９０％以上の活性が維持できる濃度がさらに好ましく、９５％以上の活性が維持できる濃度が特に好ましい。
　上記（３）の細胞培養器具において、α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度は上記の条件を満たす濃度であればよく、特に限定されない。α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度は１．５μｇ／ｃｍ２以下であることが好ましく、より好ましくは１．３μｇ／ｃｍ２以下、さらに好ましくは１．０μｇ／ｃｍ２以下、さらに好ましくは０．７μｇ／ｃｍ２以下である。下限は、０．２μｇ／ｃｍ２以上が好ましい。すなわち、０．２～１．５μｇ／ｃｍ２が好ましく、０．２～１．３μｇ／ｃｍ２がより好ましく、０．２～１．０μｇ／ｃｍ２がさらに好ましく、０．２～０．７μｇ／ｃｍ２がさらに好ましい。
　他の蛋白質は特に限定されず、どのような蛋白質でもインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントの乾燥によるインテグリンα６β１結合活性の低下を抑制することができる。好ましくは水溶性蛋白質である。また、他の蛋白質の分子量は特に限定されないが、分子量が１００００以上であることが好ましい。他の蛋白質の分子量は１５０００以上であることがより好ましく、２００００以上であることがさらに好ましく、３００００以上であることがさらに好ましく、４００００以上であることがさらに好ましく、６００００以上であることがさらに好ましい。
　他の蛋白質として、具体的には、例えば、ゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、ミエリン塩基性蛋白質、β－ラクトグロブリン、グルタチオン－Ｓ－トランスフェラーゼ、セリシン、コラーゲンなどが挙げられる。好ましくはゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、ミエリン塩基性蛋白質、β－ラクトグロブリン、グルタチオン－Ｓ－トランスフェラーゼまたはコラーゲンであり、より好ましくはゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミンまたはトランスフェリンであり、さらに好ましくはゼラチンまたはヒト血清アルブミンである。他の蛋白質は一種のみを用いてもよく、二種以上を組み合わせて用いてもよい。他の蛋白質のコーティング濃度は、α６β１活性フラグメント等のコーティング濃度の２０倍以上であればよく、好ましくは１００倍以上、より好ましくは５００倍以上、さらに好ましくは１０００倍以上である。上限は特に限定されず、例えば５０００倍以下とすることができる。
　ゼラチンを用いる場合、細胞培養用途に使用される公知のゼラチンを好適に用いることができる。本発明の細胞培養器具を再生医療用の細胞培養に用いる場合は、医療用途の安全性が確認されているゼラチンを用いることが好ましい。医療用途の安全性が確認されているゼラチンとして、ニッピハイグレードゼラチン（ニッピ）、メディゼラチン（ニッピ）などが挙げられる。
〔活性低下抑制剤〕
　上記他のラミニンフラグメントおよび他の蛋白質は、いずれもα６β１活性フラグメント等の乾燥によるインテグリンα６β１結合活性の低下を抑制する活性低下抑制剤の有効成分として有用である。したがって、本発明は、α６β１活性フラグメント等の乾燥によるインテグリンα６β１結合活性の低下を抑制する活性低下抑制剤を提供する。α６β１活性フラグメント等としては、ラミニン５１１またはラミニン５２１のインテグリンα６β１結合活性を有するフラグメントが好ましく、ラミニン５１１Ｅ８またはラミニン５２１Ｅ８がさらに好ましい。本発明の活性低下抑制剤の有効成分は、ゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、ミエリン塩基性蛋白質、β－ラクトグロブリン、グルタチオン－Ｓ－トランスフェラーゼ、コラーゲンおよびラミニンα２β１γ１のＥ８フラグメントからなる群より選択される１種以上であることが好ましい。本発明の活性低下抑制剤は、本発明の培養器具を用いて細胞を培養する際に、培養細胞のインテグリンα６β１依存的な細胞接着と、それに続く細胞増殖の低下を抑制することができる。
〔細胞培養器具の製造方法〕
　本発明の細胞培養器具は、以下の製造方法により製造することができる。
（Ａ）コーティング溶液を調製する工程
　コーティング溶液は、コーティングされる蛋白質を含む溶液である。コーティング溶液は、一種の蛋白質を含むものでもよく、二種以上の蛋白質を含むものでもよい。複数の蛋白質をコーティングする場合、作業の効率化と簡便性の点で、コーティングするすべての蛋白質を含むコーティング溶液を調製することが好ましい。コーティング溶液に含まれる蛋白質の濃度は、培養器具の細胞と接触する表面におけるコーティング濃度を考慮して、目的のコーティング濃度になるように適宜設定すればよい。コーティング溶液に用いることができる溶媒は、蛋白質の活性を低下させない溶媒であれば特に限定されないが、水性溶媒が好ましい。一般に蛋白質の溶媒として用いられる中性の緩衝液を好適に用いることができる。具体的には、リン酸、クエン酸、ホウ酸、酢酸、トリスヒドロキシメチルアミノメタン、ＨＥＰＥＳ［4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid］］などでｐＨを中性付近に合わせた生理食塩液などが挙げられる。コーティング溶液は、ろ過滅菌等の滅菌処理を行うことが好ましい。
　上記（１）の細胞培養器具を製造する場合、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントを含むコーティング溶液を調製すればよい。
　上記（２）の細胞培養器具を製造する場合、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントを含むコーティング溶液と、他のラミニンフラグメントを含むコーティング溶液を別々に調製してもよく、両者を含むコーティング溶液を調製してもよい。コーティングされる全蛋白質が含まれるコーティング溶液を調製することが好ましい。
　上記（３）の細胞培養器具を製造する場合、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントを含むコーティング溶液と、他の蛋白質を含むコーティング溶液を別々に調製してもよく、両者を含むコーティング溶液を調製してもよい。コーティングされる全蛋白質が含まれるコーティング溶液を調製することが好ましい。
（Ｂ）細胞培養器具の細胞と接触する表面に所望の全蛋白質をコーティングする工程
　細胞培養器具のコーティングしようとする表面に、コーティング溶液を接触させ、一定時間静置または緩やかに振盪することにより、コーティング溶液に含まれる蛋白質をコーティングすることができる。細胞培養容器の底面をコーティングする場合は、コーティング溶液を容器内に添加すればよい。シート状または膜状の細胞培養器具の表面をコーティングする場合は、コーティングする領域にコーティング溶液を重層すればよい。複数のコーティング溶液を用いる場合は、複数のコーティング溶液を順次添加または重層することにより、所望の全蛋白質をコーティングすることができる。ここで、「所望の全蛋白質をコーティングする」とは、コーティングされる蛋白質が２種以上である場合に、１種目の蛋白質のコーティング終了後に２種目の蛋白質をコーティングするのではなく、２種以上の全蛋白質を同時にコーティングすることを意味する。コーティング条件は特に限定されないが、４℃で約２～１８時間、または室温～３７℃で約０．５～６時間行えばよい。所定時間経過後、添加または重層したコーティング溶液を除去する。コーティング溶液除去後、コーティングされた表面を洗浄することが好ましい。洗浄液は特に限定されないが、ＰＢＳ等の緩衝生理食塩液を用いることが好ましい。本工程は、クリーンルーム内、クリーンベンチ内などの無菌環境下で行うことが好ましい。
（Ｃ）コーティングされた蛋白質を乾燥する工程
　乾燥方法は特に限定されず、自然乾燥、減圧乾燥等の周知の方法を用いることができる。乾燥温度は、コーティングされた蛋白質が変性または失活しない温度であればよく、室温で好適に行うことができる。通常約２℃～約４０℃の範囲であればよく、好ましくは約４℃～約３７℃、より好ましくは約１０℃～約３０℃、さらに好ましくは約１５℃～約２５℃である。乾燥時間は特に限定されず、目視により液体の残存がなく、コーティングの表面が乾燥していることを確認できた時点で乾燥を終了することができる。細胞培養器具の形状、コーティング溶液の組成、乾燥方法、乾燥温度等の条件に応じて、予め最適な乾燥時間を設定することが好ましい。本工程は、クリーンルーム内、クリーンベンチ内などの無菌環境下で行うことが好ましい。
　コーティングされた蛋白質を乾燥する工程の後に、乾燥した蛋白質を滅菌する工程を設けてもよい。滅菌方法としては、ガンマー線滅菌、電子線滅菌、エックス線滅菌などの放射線滅菌、紫外線滅菌などが好ましく用いられる。蛋白質を変性させる恐れがある滅菌法、例えばエチレンオキサイドガス滅菌などの化学的滅菌や、高熱をかける高圧蒸気滅菌などは用いないほうがよい。滅菌工程を設けることにより、本発明の細胞培養器具の製造を厳密な無菌条件下で行う必要がなくなり、製造コストを抑制することができる。
　このようにして製造された細胞培養器具は、密封包装することにより長期間安定に保存することができる。保存温度は室温以下であることが好ましく、より低温（例えば、約４℃）で保存することが好ましい。本発明者らは、コーティング蛋白質を乾燥後、密封包装して４℃で保存した細胞培養器具は、少なくとも２０週間経過後においても良好なインテグリンα６β１結合活性を有し、ヒトｉＰＳ細胞が良好に増殖したことを確認している。
〔哺乳動物細胞の培養方法〕
　本発明は、上記本発明の細胞培養器具を用いて哺乳動物細胞を培養する培養方法を提供する。本発明の細胞培養器具を用いることにより、従来フィーダー細胞を用いて培養している細胞を、フィーダー細胞を用いることなく培養することが可能となる。また、本発明の細胞培養器具を用いることにより、ヒト多能性幹細胞を単一細胞に分散して培養することが可能となる。
　本発明の培養方法は、どのような哺乳動物細胞の培養にも適用できるが、幹細胞の培養に適用することが好ましい。幹細胞は、自己複製能と多分化能を持った細胞を意味し、体性幹細胞、多能性幹細胞などが含まれる。体性幹細胞としては、神経幹細胞、間葉系幹細胞、造血幹細胞などが挙げられる。多能性幹細胞としては、ＥＳ細胞（胚性幹細胞）、ｉＰＳ細胞（人工多能性幹細胞）、ｍＧＳ細胞（多能性生殖幹細胞）、ＥＳ細胞と体細胞との融合細胞などが挙げられる。より好ましくは多能性幹細胞であり、さらに好ましくはＥＳ細胞、ｉＰＳ細胞である。また、本発明の培養方法は、上記幹細胞から分化した細胞の培養にも好適に用いることができる。幹細胞から分化した細胞には幹細胞を分化誘導した各種細胞が含まれる。すなわち、本発明の培養方法は、幹細胞から最終分化細胞に至る過程における種々の分化段階の細胞の培養に好適に用いることができる。哺乳動物は特に限定されず、ヒト、マウス、ラット、ウシ、ブタ等が挙げられる。なかでもヒトが好ましい。すなわち、本発明の培養方法は、ヒト幹細胞およびヒト幹細胞から分化した細胞の培養に用いることが好ましい。また、本発明の培養方法を用いてヒト幹細胞またはヒト幹細胞から分化した細胞の培養を行う場合には、ヒト由来の改変ラミニンを用いることが好ましい。
　本発明の培養方法で哺乳動物細胞を培養する際に使用する培地は特に限定されず、培養対象の細胞に応じて、推奨される公知の培地を用いることができる。また、具体的な培養手順は特に限定されず、培養対象の細胞に応じて、推奨される公知の培養手順に従い培養することが好ましい。
　ヒト幹細胞を医療で利用するためには、細胞の培養法を標準化し、医療の現場で誰でもヒト幹細胞を培養できるようにする必要がある。そのためには、細胞培養法をできる限りルーチン化する必要があり、細胞培養器具についてもインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントが予めコーティングされたものが製品化され、利用できることが望ましい。本発明により、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメント（例えば、ラミニン５１１Ｅ８またはラミニン５２１Ｅ８）を至適濃度でコーティングした細胞培養器具を長期間安定に保存することが可能となるため、予めインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントがコーティングされた細胞培養器具の製品化が可能となる。このようなコーティング済みの培養器具を利用することにより、細胞培養操作を効率的に行えるだけでなく、コーティングの際の個人誤差を排除することができ、ヒト幹細胞を用いる医療の普及に大きく貢献することが期待される。
　発明者らは、細胞培養器具の表面にコーティングしたラミニンフラグメントの活性を乾燥状態で長期間安定に維持するための技術開発を進める過程で、大過剰のゼラチン、ウシ血清アルブミン、ヒト血清アルブミン等を同時にコーティングすることにより、ラミニンフラグメントの乾燥による活性低下が抑制され、乾燥していない場合と同等の活性が維持できることを見出した。常識的には、大過剰のゼラチン、ウシ血清アルブミン、ヒト血清アルブミン等を同時にコーティングすれば、これらがラミニンフラグメントの培養器具への吸着を拮抗的に阻害し、結果としてラミニンフラグメントのコーティングが著しく損なわれると考えられる。しかし実際には、大過剰のゼラチン等の共存下でラミニンフラグメントをコーティングしても該ラミニンフラグメントのコーティング量および活性はほとんど影響をうけなかった。その理由は不明であるが、従来の技術常識に照らせば、全く予想外の結果であるといえる。
　以下、実施例により本発明を詳細に説明するが、本発明はこれらに限定されるものではない。
〔ヒト組換えラミニン５１１Ｅ８の作製〕
　ヒト組換えラミニン５１１Ｅ８（以下、「５１１Ｅ８」と記す）は、Ｉｄｏら（Hiroyuki Ido, Aya Nakamura, Reiko Kobayashi, Shunsuke Ito, Shaoliang Li, Sugiko Futaki, and Kiyotoshi Sekiguchi, “The requirement of the glutamic acid residue at the third position from the carboxyl termini of the laminin γ chains in integrin binding by laminins” The Journal of Biological Chemistry, 282, 11144-11154, 2007）に記載の方法に従い、以下のように作製した。
　最初に、クローニング用プラスミドｐＢｌｕｅｓｃｒｉｐｔ ＫＳ（＋）（Stratagene社）を鋳型として、以下の３種類のプライマーセットを用いてＰＣＲを行い、プラスミドのマルチクローニング部位内のＥｃｏＲＶの５’側に６×ＨｉｓタグをコードするＤＮＡ、ＨＡ（ヘマグルチニン）タグをコードするＤＮＡ、またはＦＬＡＧタグをコードするＤＮＡが挿入された３種類のｐＢｌｕｅｓｃｒｉｐｔ ＫＳ（＋）をそれぞれ作製した。
(i) ６×Ｈｉｓタグ導入用プライマー
　　5’-ATGATGATGAAGCTTATCGATACCGT-3’（forward、配列番号１）
　　5’-CATCATCATGATATCGAATTCCTGCA-3’（reverse、配列番号２）
(ii) ＨＡタグ導入用プライマー
　　5’-ATCATATGGATAAAGCTTATCGATACCGT-3’（forward、配列番号３）
　　5’-GTGCCAGATTATGCAGATATCGAATTCCT-3’（reverse、配列番号４）
(iii) ＦＬＡＧタグ導入用プライマー
　　5’-ATCCTTGTAATCAAGCTTATCGATACCGT-3’（forward、配列番号５）
　　5’-GTGCCAGATTATGCAGATATCGAATTCCT-3’（reverse、配列番号４）
　次に、α５鎖、β１鎖、γ１鎖の全長塩基配列を含むプラスミド（Ido et al., J. Biol. Chem., 279, 10946-10954, 2004.）を鋳型として、以下のプライマーを用いたＰＣＲを行い、各鎖のα５（Ａｌａ2534－Ａｌａ3327）、β１（Ｌｅｕ1561－Ｌｅｕ1786）、γ１（Ａｓｎ1362－Ｐｒｏ1608）に相当する領域を増幅した。
(iv) α５鎖Ｅ８フラグメント増幅用プライマー
　　5’-GCTGCCGAGGATGCTGCTGGCCAGG-3’（forward、配列番号６）
　　5’-CTAGGCAGGATGCCGGGCGGGCTGA-3’（reverse、配列番号７）
(v) β１鎖Ｅ８フラグメント増幅用プライマー
　　5’-CTTCAGCATAGTGCTGCTGACATTG-3’（forward、配列番号８）
　　5’-TTACAAGCATGTGCTATACACAGCAAC-3’（reverse、配列番号９）
(vi) γ１鎖Ｅ８フラグメント増幅用プライマー
　　5’-AATGACATTCTCAACAACCTGAAAG-3’（forward、配列番号１０）
　　5’-CTAGGGCTTTTCAATGGACGGGGTG-3’（reverse、配列番号１１）
　増幅したｃＤＮＡを、タグ配列を付加したｐＢｌｕｅｓｃｒｉｐｔ ＫＳ（＋）のマルチクローニング部位のＥｃｏＲＶ部位に挿入した後、５’側のタグをコードする配列を含めて増幅したｃＤＮＡを制限酵素ＥｃｏＲＩとＨｉｎｄＩＩＩで切り出し、哺乳細胞用発現ベクターｐＳｅｃＴａｇ２Ｂ（インビトロジェン）の当該部位に挿入し、ヒトα５鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側に６ＸＨｉｓタグを含む）、ヒトβ１鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＨＡタグを含む）、ヒトγ１鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＦＬＡＧタグを含む）の発現ベクターをそれぞれ作製した。
　５１１Ｅ８の発現は、作製した各鎖の発現ベクターをヒト腎臓由来２９３Ｆ細胞（インビトロジェン社より購入）に導入して行った。３００ｍｌの２９３Ｆ細胞（１．０×１０６個／ｍｌ）にトランスフェクション試薬２９３ｆｅｃｔｉｎ（商品名、インビトロジェン）およびＯｐｔｉ－ＭＥＭ（商品名、インビトロジェン）を用いて各鎖発現ベクターを１８０μｇずつ同時にトランスフェクトし、７２時間培養を行ったのち、培養液を回収した。培養液は１０００×ｇで１０分間遠心し、その上清をさらに１５，０００×ｇで３０分間遠心し、細胞や不溶物を除去した。培養上清に５ｍｌのＮｉ－ＮＴＡ ａｇａｒｏｓｅ（キアゲン）を添加し一晩インキュベートして目的タンパク質を吸着させた。Ｎｉ－ＮＴＡ ａｇａｒｏｓｅを回収し、ＴＢＳ（－）（Ｃａ、Ｍｇを含まないトリス緩衝生理的食塩水）および１０ｍＭイミダゾ－ル／ＴＢＳ（－）で洗浄したのち２００ｍＭイミダゾール／ＴＢＳ（－）で溶出した。溶出画分はＳＤＳ－ＰＡＧＥおよび銀染色により確認し、５１１Ｅ８が溶出された画分に２ｍｌのＡＮＴＩ－ＦＬＡＧ Ｍ２ ａｆｆｉｎｉｔｙ Ｇｅｌ（シグマ）を添加し、４℃で一晩旋回させた。ゲルをエコノカラムに移し１ｍＭ ＰＭＳＦを含むＴＢＳ（－）で洗浄後、１００μｇ／ｍｌ ＦＬＡＧ ｐｅｐｔｉｄｅ（シグマ）を含むＴＢＳ（－）で溶出した。溶出フラクションを銀染色で確認し、５１１Ｅ８の溶出された画分を合わせてＴＢＳ（－）に対して透析を行った。
〔ヒト組換えラミニン５２１Ｅ８の作製〕
　ヒト組換えラミニン５２１Ｅ８（以下、「５２１Ｅ８」と記す）は、上記ヒト組換えラミニン５１１Ｅ８の作製方法に準じて作製した。すなわち、ヒトα５鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側に６ＸＨｉｓタグを含む）、ヒトβ２鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＨＡタグを含む）、ヒトγ１鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＦＬＡＧタグを含む）の各発現ベクターをヒト腎臓由来２９３Ｆ細胞にトランスフェクトし、７２時間培養を行ったのち、培養液を回収し、ラミニン５１１Ｅ８と同様にＮｉ－ＮＴＡ ａｇａｒｏｓｅとＡＮＴＩ－ＦＬＡＧ Ｍ２ ａｆｆｉｎｉｔｙ Ｇｅｌを用いたアフィニティークロマトグラフィーにより精製した。ヒトβ２鎖Ｅ８フラグメントの発現ベクターはＴａｎｉｇｕｃｈｉらの方法（Yukimasa Taniguchi, Hiroyuki Ido, Noriko Sanzen Maria Hayashi, Ryoko Sato-Nishiguti, Sugiko Futaki, and Kiyotoshi Sekiguchi, “The C-terminal region of laminin β chains modulates the integrin binding affinities of laminins” The Journal of Biological Chemistry, 7820-7831, 2009）に記載の方法に従い、調製した。
〔パールカンのヘパラン硫酸鎖結合ドメインを付加したラミニン５１１Ｅ８の作製〕
　ヒト組換えラミニン５１１Ｅ８のＮ末端部にヘパラン硫酸鎖結合部位を含むヒトパールカンのドメインＩ～ＩＩＩ（以下、「Ｐｌｎ－Ｄ１／２／３」と記す）を融合させたラミニン改変体（以下、「Ｐｌｕｓ＃３ラミニンＥ８」と記す）、およびヒト組換えラミニン５１１Ｅ８のＣ末端部にヒトパールカンのドメインＩ（以下、「Ｐｌｎ－Ｄ１」と記す）を融合させたラミニン改変体（以下、「Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８」と記す）を作製した。
　Ｐｌｕｓ＃３ラミニンＥ８の作製に用いるＰｌｎ－Ｄ１／２／３融合ヒトラミニンβ１鎖Ｅ８フラグメント発現ベクターは、国際公開公報第２０１２／１３７９７０号の記載に従い、５’側から順に、マウスＩｇ－κ鎖Ｖ－Ｊ２－Ｃシグナルペプチド、Ｐｌｎ－Ｄ１／２／３、ＨＡタグ、β１鎖Ｅ８をそれぞれコードするＤＮＡ断片をつなぎ合わせて作製した。このＰｌｎ－Ｄ１／２／３融合ヒトラミニンβ１鎖Ｅ８フラグメント発現ベクターを、ヒトα５鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側に６ＸＨｉｓタグを含む）発現ベクターとヒトγ１鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＦＬＡＧタグを含む）発現ベクターと混合してヒト腎臓由来２９３Ｆ細胞にトランスフェクトし、７２時間培養を行ったのち、培養液を回収した。培地中に分泌されたＰｌｕｓ＃３ラミニンＥ８は、ラミニン５１１Ｅ８と同様にＮｉ－ＮＴＡ ａｇａｒｏｓｅとＡＮＴＩ－ＦＬＡＧ Ｍ２ ａｆｆｉｎｉｔｙ Ｇｅｌを用いたアフィニティークロマトグラフィーにより精製した。
　Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８の作製に用いるＰｌｎ－Ｄ１融合ヒトラミニンα５鎖Ｅ８フラグメント発現ベクターは、以下のようにして作製した。まず、ヒトラミニンα５鎖Ｅ８フラグメント発現ベクターを鋳型として、以下のプライマーを用いてＰＣＲを行い、ヒトラミニンα５鎖Ｅ８フラグメントのＣ末端部分（Ｌｅｕ611－Ｐｒｏ813）とヒトラミニンα１鎖Ｇ３－Ｇ４ドメイン間リンカー配列（DAEDSKLLPEPRAFP、配列番号１２）をコードするＤＮＡ断片を増幅した。
(i) リンカー配列導入のための増幅用プライマー
5’-CCTCAAGCGGCTGAACACGACAGGCG-3’（forward、配列番号１３）
5’-ATATGGATCCTGGAAAAGCCCGGGGCTCTGGCAAGAGCTTGCTGTCCTCTGCATCAGGCCCCAGGCCCGG-3’
（reverse、配列番号１４、制限酵素ＢａｍＨＩ認識配列が含まれている）
得られたＤＮＡ断片を制限酵素ＡｓｃＩ（この制限酵素の認識配列はヒトラミニンα５鎖Ｅ８フラグメントのＣ末端部分をコードするＤＮＡ配列内に存在する）とＢａｍＨＩで消化し、ＤＮＡ断片１とした。
　次に、ヒトパールカン発現ベクター（Shaoliang Li, Chisei Shimono, Naoko Norioka, Itsuko Nakano, Tetsuo Okubo, Yoshiko Yagi, Maria Hayashi, Yuya Sato, Hitomi Fujisaki, Shunji Hattori, Nobuo Sugiura, Koji Kimata and Kiyotoshi Sekiguchi, “Activin A Binds to Perlecan through Its Pro-region That Has Heparin/Heparan Sulfate Binding Activity”, Journal of Biological Chemistry, 285(47), 36645-36655, 2010）を鋳型として、以下のプライマーを用いてＰＣＲを行い、ＰｌｎＤ１に相当する領域（Ｇｌｙ２５－Ｐｒｏ１９６）にＨｉｓタグをＣ末端に付加した配列をコードするＤＮＡ断片を増幅した。
(ii) ＰｌｎＤ１配列増幅用プライマー
5’-ATATATATGGATCCGGGCTGAGGGCATACGATGGCTTGTCTCTG-3’
（forward、配列番号１５、制限酵素ＢａｍＨＩ認識配列が含まれている）
5’-ATATATATGCGGCCGCCTAATGATGATGATGATGATGTGGGAACTGGGGCACTGTGCCCAG-3’
（reverse、配列番号１６、制限酵素ＮｏｔＩ認識配列が含まれている）
得られたＤＮＡ断片を制限酵素ＢａｍＨＩとＮｏｔＩで消化し、ＤＮＡ断片２とした。
　ヒトラミニンα５鎖Ｅ８フラグメント発現ベクターを制限酵素ＡｓｃＩとＮｏｔＩで消化して得られたヒトラミニンα５鎖Ｅ８フラグメントのＮ末端部分（Ｍｅｔ1－Ａｓｐ610）を含む発現ベクター断片に、上記のＤＮＡ断片１および２を挿入し、Ｐｌｎ－Ｄ１融合ヒトラミニンα５鎖Ｅ８フラグメント発現ベクターを完成させた。
　Ｐｌｎ－Ｄ１融合ヒトラミニンα５鎖Ｅ８フラグメント発現ベクターを、ヒトβ１鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＨＡタグを含む）発現ベクターおよびヒトγ１鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＦＬＡＧタグを含む）発現ベクターと混合してヒト腎臓由来２９３Ｆ細胞にトランスフェクトし、７２時間培養を行ったのち、培養液を回収し、ラミニン５１１Ｅ８と同様にＮｉ－ＮＴＡ ａｇａｒｏｓｅとＡＮＴＩ－ＦＬＡＧ Ｍ２ ａｆｆｉｎｉｔｙ Ｇｅｌを用いたアフィニティークロマトグラフィーにより精製した。
〔ヒト組換えラミニン２１１Ｅ８の作製〕
　ヒト組換えラミニン２１１Ｅ８（以下、「２１１Ｅ８」と記す）は、上記ヒト組換えラミニン５１１Ｅ８の作製方法に準じて作製した。すなわち、ヒトα２鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側に６ＸＨｉｓタグを含む）、ヒトβ１鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＨＡタグを含む）、ヒトγ１鎖Ｅ８フラグメント（Ｎ末端側にＦＬＡＧタグを含む）の各発現ベクターをヒト腎臓由来２９３Ｆ細胞にトランスフェクトし、ラミニン５１１Ｅ８と同様にＮｉ－ＮＴＡ ａｇａｒｏｓｅとＡＮＴＩ－ＦＬＡＧ Ｍ２ ａｆｆｉｎｉｔｙ Ｇｅｌを用いたアフィニティークロマトグラフィーにより精製した。ヒトα２鎖Ｅ８フラグメントの発現ベクターはＴａｎｉｇｕｃｈｉらの方法（Yukimasa Taniguchi, Hiroyuki Ido, Noriko Sanzen Maria Hayashi, Ryoko Sato-Nishiguti, Sugiko Futaki, and Kiyotoshi Sekiguchi, “The C-terminal region of laminin β chains modulates the integrin binding affinities of laminins” The Journal of Biological Chemistry, 7820-7831, 2009）に記載の方法に従い、調製した。
〔ヒトｉＰＳ細胞２０１Ｂ７株の培養方法〕
　ヒトｉＰＳ細胞２０１Ｂ７株は、理化学研究所バイオリソースセンターから入手し（＃ＨＰＳ００６３）、推奨される培養方法に従って、マイトマイシンＣ処理により不活化したフィーダー細胞ＳＮＬ７６／７（ＥＣＡＣＣ ＃０７０３２８０１）上で４ｎｇ／ｍＬヒト塩基性線維芽細胞増殖因子（ｂＦＧＦ、シグマ ＃Ｆ０２９１）を含む霊長類ＥＳ培養用培地（リプロセル ＃ＲＣＨＥＭＤ００１）を用いて維持培養した。評価試験のためには、維持培養している２０１Ｂ７細胞を、５１１Ｅ８をコーティングした６ウェルカルチャープレート（ベクトン・ディッキンソン ＃３５３０４６）上に単一細胞に分散した状態で播種し、６～８日無フィーダー細胞条件で培養後、使用した。
　具体的には、フィーダー細胞上で維持培養した２０１Ｂ７細胞のコロニーから０．２５％トリプシン（ライフテクノロジーズ ＃１５０９０－０４６）／０．１ｍｇ／ｍＬタイプＩＶコラゲナーゼ（ライフテクノロジーズ ＃１７１０４－０１９）／２０％ＫｎｏｃｋＯｕｔ血清代替（ライフテクノロジーズ ＃１０８２８－０２８）／１μＭ ＣａＣｌ２溶液を用いてフィーダー細胞を除去した後、０．５×ＴｒｙｐＬＥ Ｓｅｌｅｃｔ（ライフテクノロジーズ ＃１２５６３－０１１）を加えて３７℃で４分間処理した。細胞はＰＢＳ（ｐＨ７．４）（ライフテクノロジーズ ＃１００１０－０２３）で洗浄後、終濃度１０μＭ Ｙ２７６３２（メルクミリポア ＃６８８０００）を含むＴｅＳＲ２（ステムセル ＃０５８６０）とＮｕｔｒｉＳｔｅｍ（バイオロジカルインダストリーズ ＃０５－１００－１）の１：１混合培地を加え、セルスクレーパーとピペッティングにより単一細胞に分散した。細胞数をカウントした後、５１１Ｅ８を０．５μｇ／ｃｍ２でコーティングした６ウェルカルチャープレート上に細胞を１．３×１０４または２．６×１０４ｃｅｌｌ／ｗｅｌｌの密度で播種し、５％ ＣＯ２／９５％ Ａｉｒ、３７℃の湿潤条件下でＹ２７６３２を含むＴｅＳＲ２／ＮｕｔｒｉＳｔｅｍ １：１混合培地で培養した。播種後１、３日目および５日目以降の毎日、ＴｅＳＲ２／ＮｕｔｒｉＳｔｅｍ １：１混合培地（Ｙ２７６３２不含）を交換し、６～８日目において細胞が培養面積の８０％程度まで拡大した時点で実験に供した（フィーダー上での維持から５１１Ｅ８で一継代パッセージを経た細胞という意味で、以下、この細胞を５１１Ｅ８Ｐ１と呼ぶ）。
〔ヒトｉＰＳ細胞Ｔｉｃ株の培養方法〕
　ヒトｉＰＳ細胞Ｔｉｃ株は、ＪＣＲＢ細胞バンクから入手し（＃ＪＣＲＢ１３３１）、推奨される培養方法に従って、マイトマイシンＣ処理により不活化した初代マウス胎仔線維芽細胞（ＭＥＦ、メルクミリポア ＃ＰＭＥＦ－Ｈ）フィーダー上で１０ｎｇ／ｍＬヒトｂＦＧＦを含むＴｉｃ維持用培地を用いて維持培養した。Ｔｉｃ維持用培地は、２０％ＫｎｏｃｋＯｕｔ血清代替／非必須アミノ酸（ライフテクノロジーズ ＃１１１４０－０５０）／２ｍＭ Ｌ－グルタミン（ライフテクノロジーズ ＃２５０３０－０８１）／０．１ｍＭ ２－メルカプトエタノール（ライフテクノロジーズ ＃２１９８５－０２３）を含むＫｎｏｃｋＯｕｔ ＤＭＥＭ／Ｆ－１２培地（ライフテクノロジーズ ＃１２６６０－０１２）である。評価試験のためには、維持培養しているＴｉｃ細胞を、マトリゲルをコーティングした６ウェルカルチャープレート上に単一細胞に分散した状態で播種し、６～８日無フィーダー細胞条件で培養後、使用した。
　具体的には、フィーダー細胞上で維持培養したＴｉｃ細胞をディスパーゼＩＩ（ロシュアプライドサイエンス ＃４９４２０７８）を加えて３７℃で７分間処理後、ＴｒｙｐＬＥ Ｅｘｐｒｅｓｓ（ライフテクノロジーズ ＃１２６０５－０１０）を加え３７℃で４分間処理した。細胞は、終濃度１０μＭ Ｙ２７６３２を含むｍＴｅＳＲ１（ステムセル ＃０５８５０）を加え、セルスクレーパーとピペッティングにより単一細胞に分散した。細胞数をカウントした後、ヒトＥＳ細胞用マトリゲル（ベクトン・ディッキンソン ＃３５４２７７）を３μｇ／ｃｍ２でコーティングした６ウェルカルチャープレート上に細胞を１．３×１０４または２．６×１０４ ｃｅｌｌ／ｗｅｌｌの密度で播種し、５％ ＣＯ２／９５％ Ａｉｒ、３７℃の湿潤条件下でＹ２７６３２を含むｍＴｅＳＲ１培地で培養した。播種後１、３日目および５日目以降の毎日ｍＴｅＳＲ１培地（Ｙ２７６３２不含）を交換し、６～８日目において細胞が培養面積の８０％程度まで拡大した時点で実験に供した（フィーダー上での維持からマトリゲルコート上で一継代パッセージを経た細胞という意味で、以下、この細胞をＭＧＰ１と呼ぶ）。
〔実施例１：ヒトｉＰＳ細胞の増殖における５１１Ｅ８濃度依存性の確認〕
　５１１Ｅ８をＰＢＳ（ｐＨ７．４）（ライフテクノロジーズ ＃１００１０－０２３）で０．５～１６μｇ／ｍＬに希釈し、２４ウェルセルカルチャープレート（ベクトン・ディッキンソン ＃３５３０４７、培養面積２ｃｍ２／ｗｅｌｌ）に終濃度が０．１２５～４μｇ／ｃｍ２の範囲になるようにウェルあたり５００μｌ加え、４℃で一晩（約１８時間）ゆるやかに振盪しながらコーティングを行った。コーティング後、ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄し、ＴｅＳＲ２／ＮｕｔｒｉＳｔｅｍ １：１混合培地を加えて使用まで３７℃ ＣＯ２インキュベーター内で静置した。５１１Ｅ８Ｐ１の２０１Ｂ７細胞は、ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、０．５×ＴｒｙｐＬＥ Ｓｅｌｅｃｔを加え３７℃で４分間処理し、１０μＭ Ｙ２７６３２を含むＴｅＳＲ２／ＮｕｔｒｉＳｔｅｍ １：１混合培地中で単一細胞に分散した。細胞数をカウントした後、５１１Ｅ８をコーティングしてある２４ウェルカルチャープレート上に細胞を１．３×１０３ｃｅｌｌ／ｃｍ２の密度で播種し、５％ ＣＯ２／９５％ Ａｉｒ、３７℃の湿潤条件下で培養した。播種後１、３、５、６日目にＴｅＳＲ２／ＮｕｔｒｉＳｔｅｍ １：１混合培地（Ｙ２７６３２不含）を交換し、７日目にアルカリホスファターゼ染色により細胞の増殖と状態を評価した。アルカリホスファターゼ染色は白血球アルカリホスファターゼキット（シグマアルドリッチ ＃８６Ｒ－１ＫＴ）を用いて、添付の推奨プロトコールに従って行った。
　結果を図１に示した。図１に示す結果から、２０１Ｂ７細胞は０．１２５μｇ／ｃｍ２の低濃度５１１Ｅ８コートウェルでは十分に増殖できず、また２～４μｇ／ｃｍ２のような高濃度でコートした場合にも、コロニーは形成されるものの十分に大きくならないことが明らかとなった。すなわち、２０１Ｂ７細胞の増殖には５１１Ｅ８を０．２５～１μｇ／ｃｍ２の濃度でコートするのが適当であることが示された。また、アルカリホスファターゼ活性は未分化状態で活性が高く維持される未分化マーカーのひとつであり、すべての条件で増殖してきた細胞コロニーはアルカリホスファターゼ染色で陽性を示していたので、未分化状態が維持されていたものと考えられた。
〔実施例２：コーティング後の乾燥による５１１Ｅ８の活性低下〕
　至適濃度（０．５μｇ／ｃｍ２）でコーティングした５１１Ｅ８が乾燥後に保存可能かどうか検証するために、コーティングしたプレートを１時間乾燥し、インテグリンの結合活性およびヒトｉＰＳ細胞の接着、増殖への影響を調べた。
　プレートにコートした５１１Ｅ８に対するα６β１インテグリンの結合活性は、Ｉｄｏら（J. Biol. Chem., 282, 11144-11154, 2007）に記載の方法に従って測定した。具体的には、ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で２μｇ／ｍＬに希釈した５１１Ｅ８を９６ウェルマイクロプレート（ベクトン・ディッキンソン ＃３５３０７２、培養面積０．３２ｃｍ２／ｗｅｌｌ）に終濃度０．５μｇ／ｃｍ２になるように８０μＬ加え、４℃で一晩（約１８時間）ゆるやかに振盪しながらコーティングを行った。プレートをＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄し、室温で１時間風乾した。乾燥していないプレートをコントロールとした。１０ｎＭ α６β１インテグリンを１ｍＭ ＭｎＣｌ２存在下で３時間反応させた後の結合量を、４９０ｎｍでの発色基質の吸光度として測定した。
　結果を図２に示した。図２から明らかなように、０．５μｇ／ｃｍ２の濃度でコーティングされた５１１Ｅ８を１時間乾燥条件下にさらすことで、そのα６β１インテグリン結合活性は極端に低下することが明らかとなった。
　ヒト胚性幹細胞（ＥＳ細胞）の５１１Ｅ８への接着は、α６インテグリンおよびβ１インテグリンに対する阻害抗体を同時に処理することで阻害される（Miyazaki et al. Nature Communications, 3:1236. doi:10.1038/ncomms2231, 2012）。プレートにコーティングされた５１１Ｅ８のα６β１インテグリン結合活性は乾燥によって低下するので、ヒトｉＰＳ細胞の接着や増殖にも影響がでることが予想される。この可能性を、実際に乾燥させた５１１Ｅ８プレートでヒトｉＰＳ細胞を培養することにより検証した。５１１Ｅ８を０．５μｇ／ｃｍ２の濃度で実施例１と同様に２４ウェルカルチャープレートにコーティングし、ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、室温で１時間風乾した。乾燥させていない５１１Ｅ８コーティングプレートをコントロールとした。５１１Ｅ８Ｐ１の２０１Ｂ７細胞およびＭＧＰ１のＴｉｃ細胞を実施例１と同様に単一細胞に分散させ、１．３×１０３ｃｅｌｌ／ｃｍ２の密度で播種し、７日目にアルカリホスファターゼ染色で細胞の形態を観察した。
　結果を図３に示した。（Ａ）は２０１Ｂ７細胞、（Ｂ）はＴｉｃ細胞の結果である。両細胞株とも５１１Ｅ８を乾燥させていないプレートでは増殖できたが、１時間乾燥したプレートでは十分に増殖できなかった。これは図２で示した乾燥によるα６β１インテグリン結合活性の低下によるものと考えられた。
〔実施例３：コーティング後の乾燥によるインテグリン結合活性低下の濃度依存性〕
　図２で示した乾燥による５１１Ｅ８のインテグリン結合活性の低下が、どのようなコーティング濃度で起こるのかを検討した。実施例２と同様にＰＢＳ（ｐＨ７．４）で０．２５～１６μｇ／ｍＬに希釈した５１１Ｅ８を９６ウェルマイクロプレートに終濃度０．０６３～２μｇ／ｃｍ２になるように８０μＬ加え、４℃で一晩コーティングを行った。プレートをＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、室温で１時間風乾した。乾燥していないプレートをコントロールとした。実施例２と同様の方法で、１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合量を測定した。
　結果を図４に示した。乾燥なしの場合のインテグリン結合量は０．５μｇ／ｃｍ２までコーティング濃度の増加に伴って上昇し、それ以上のコーティング濃度では同程度の結合が認められた。一方、乾燥させた場合０．５μｇ／ｃｍ２またはそれより低いコーティング濃度では図２に示した結果と同様に、インテグリン結合量は著しく低下したが、０．７５μｇ／ｃｍ２のコーティング濃度では乾燥なしの条件に比べて３０％程度しか結合量は低下せず、１μｇ／ｃｍ２以上のコーティング濃度では乾燥なしの条件に比べて同等またはそれ以上のインテグリン結合活性を示した。すなわち、プレートにコーティングされた５１１Ｅ８の乾燥に対する感受性はコーティング濃度に依存することが明らかとなった。
〔実施例４：活性低下抑制剤候補物質のスクリーニング〕
　５１１Ｅ８をさまざまな物質と同時にコーティングし、乾燥条件下における５１１Ｅ８の活性低下を抑制できるかどうかを検証した。
　活性低下抑制剤の候補として１０％グリセロール（和光純薬工業 ＃０７５－００６１６）、２０％スクロース（シグマ ＃２８－００１０）、２０％グルコース（和光純薬工業 ＃０４９－３１１６５）、２０％ソルビトール（シグマ ＃Ｓ－３８８９－５００Ｇ）、２０％トレハロース（林原 ＃ＴＨ２２３）、０．５％Ｔｗｅｅｎ２０（シグマ ＃Ｐ５９２７）、１０％ポリエチレングリコール平均分子量４０００（ＰＥＧ４０００、シグマ ＃２４－３６８０）、１０％ポリエチレングリコール６０００（ＰＥＧ６０００、ナカライテスク ＃２８２５４）、１０％ポリエチレングリコール８０００（ＰＥＧ８０００、ＭＰバイオメディカルズ ＃２５３２２－６８－３）、１％アルギニン（ナカライテスク ＃０３３２１）、１％グリシン（シグマ ＃１２－１２１０－５）、１％リシン（ナカライテスク ＃２０８０６）、１％プロリン（ナカライテスク ＃２９００１）、０．１％ウシ血清由来アルブミン（ＢＳＡ、シグマ ＃Ａ７９０６－１００Ｇ）、０．０５％ゼラチンｆｒｏｍ ｐｏｒｃｉｎｅ ｓｋｉｎ（シグマ ＃Ｇ１８９０－１００Ｇ）をそれぞれ２μｇ／ｍＬ（終濃度０．５μｇ／ｃｍ２）の５１１Ｅ８とＰＢＳ（ｐＨ７．４）中で混合して９６ウェルマイクロプレート（培養面積０．３２ｃｍ２／ｗｅｌｌ）に８０μＬ加えて４℃で一晩コーティングし、乾燥後の５１１Ｅ８の活性を評価した。
　実際には、５１１Ｅ８と各候補薬剤を混ぜてコーティングした後、ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄し、室温で２４時間乾燥させ、さらにプレート周囲をパラフィルムでシールした状態で密封型包装材（ドライキープアルミ袋、佐々木化学薬品 ＃Ｔ－ＰＥ－３０－２３１ＡＬ）で密閉して、４℃で１週間保存したプレートのα６β１インテグリン結合活性（１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合量）を測定した。測定前日にＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈した０．５μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８を別の９６ウェルマイクロプレートに４℃で一晩コーティングし、その後乾燥させていないコーティングプレートでの１０ｎＭ α６β１インテグリン結合量（４９０ｎｍの吸光度）を１００％として、各候補薬剤存在下での乾燥後のインテグリン結合活性を比較した。
　結果を図５に示した。５１１Ｅ８のみをコートして乾燥、保存した場合（図中、ｎｏｎｅ）では、５１１Ｅ８のみをコートして乾燥していないコントロールに比べて結合活性が１０％以下に低下していた。候補薬剤のうち、グルコースなどインテグリン結合活性が約４０％程度までにしか低下しなかったものも複数あったが、ＢＳＡまたはゼラチンを添加した場合には、ともにインテグリン結合活性が９０％程度で維持されていた。実際、クラスカルウォリス検定とＤｕｎｎの多重比較の結果、ＢＳＡまたはゼラチンはともに有意水準１％で有意差が認められた。この結果は、ＢＳＡやゼラチン、またはそれに類する蛋白質が、活性低下抑制剤として強い効果を有する可能性を示唆している。
〔実施例５：ＢＳＡ、ゼラチン以外の蛋白質による活性低下抑制効果〕
　実施例４において活性低下抑制効果が高かったＢＳＡおよびゼラチンは蛋白質である。そこで、蛋白質であればいずれも乾燥条件で活性低下抑制効果があるのか、特定の蛋白質でのみ活性低下抑制効果があるのかを調べるため、複数の蛋白質について同様に乾燥条件下における５１１Ｅ８の活性低下抑制効果を検証した。
　実施例４で用いたウシ血清アルブミンおよびゼラチンの他に、ヒト血清アルブミン（Ｂｉｏ－Ｐｕｒｅ ＨＳＡ、バイオロジカルインダストリーズ ＃０５－７２０－１Ｄ）、セリシン（Ｐｕｒｅ Ｓｅｒｉｃｉｎ、和光純薬工業 ＃１６７－２２６８１）、グルタチオンＳトランスフェラーゼ（ＧＳＴ、サーモフィッシャーサイエンティフィック ＃２０２３７）、トランスフェリン（ベクトン・ディッキンソン ＃３５４２０４）、ミエリン塩基性蛋白質（ＭＢＰ、メルクミリポア ＃１３－１０４）、β－ラクトグロブリンＡ（シグマ ＃Ｌ７８８０）をそれぞれ終濃度５００μｇ／ｍＬになるように、２μｇ／ｍＬ（終濃度０．５μｇ／ｃｍ２）の５１１Ｅ８と混ぜて、実施例４と同様に９６ウェルマイクロプレート（培養面積０．３２ｃｍ２／ｗｅｌｌ）に８０μＬ加えて４℃一晩コーティングした。コーティングしたプレートをＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、室温で１時間乾燥させ、１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合を測定した。実施例４と同様に、５１１Ｅ８を終濃度０．５μｇ／ｃｍ２でコーティングし、乾燥させていないプレートでの１０ｎＭ α６β１インテグリン結合量（４９０ｎｍの吸光度）を１００％として、各蛋白質存在下での乾燥後のインテグリン結合活性を比較した。
　結果を図６に示した。いずれの蛋白質も活性低下抑制なしの条件（ＰＢＳ）より高いインテグリン結合活性を示したが、ＢＳＡ、ゼラチン以外では特にヒト血清アルブミン、トランスフェリンで強い活性低下抑制効果が認められた。すなわち、乾燥による５１１Ｅ８の活性低下に対する抑制効果は、ある特定の蛋白質によってのみ付与されるものではなく、強弱の程度はあるものの、蛋白質全般にそのような活性低下抑制効果があると考えられる。
〔実施例６：蛋白質成分による活性低下抑制効果の濃度依存性〕
　実施例４および実施例５で９６ウェルマイクロプレートに０．５μｇ／ｃｍ２でコーティングした５１１Ｅ８の希釈液濃度は２μｇ／ｍＬに相当し、活性低下抑制剤として用いたＢＳＡやゼラチンはそれぞれ５１１Ｅ８蛋白質量の５００倍および２５０倍多く加えていたことになる。そこで、吸着した５１１Ｅ８のインテグリン結合活性が活性低下抑制剤の量によって影響を受けないかを検証した。具体的には、５１１Ｅ８とゼラチンをそれぞれＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈し、５１１Ｅ８は終濃度が０．２５、０．５または１．０μｇ／ｃｍ２になるように、ゼラチンは終濃度が１．７～５００μｇ／ｍＬになるように混ぜて実施例４と同様に９６ウェルマイクロプレートにコーティングした。ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、乾燥せずに１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合を測定した。
　結果を図７（Ａ）に示した。いずれの５１１Ｅ８濃度においてもゼラチンの増加によってインテグリン結合活性が低下することはなかった。０．２５μｇ／ｃｍ２の場合では最大５００倍量のゼラチンが存在しても、そのインテグリン結合活性は維持されており、むしろ、ゼラチンの添加によって高濃度の５１１Ｅ８と同等のレベルまで結合活性が上昇していた。ゼラチンがα６β１インテグリンに対する結合活性を持たないことは周知の事実であり、実際、図には示していないが、５００μｇ／ｍＬのゼラチンを単独でコーティングした場合、α６β１インテグリン結合活性はまったく検出されなかった。
　次に、乾燥条件下における活性低下抑制効果の濃度依存性を調べた。図７（Ａ）と同じ組み合わせで５１１Ｅ８とゼラチンをコーティングし、１時間乾燥させた後の１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合を測定した。
　結果を図７（Ｂ）に示した。実施例３でも示したように、１．０μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８単独では乾燥によってそれほど失活は認められず、その濃度でのゼラチン添加による結合活性の変化は認められなかった。０．５μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８に対してはゼラチンによる活性低下抑制効果の濃度依存性が認められ、ゼラチン１６．７μｇ／ｍＬまではインテグリン結合活性は失活しており、１６７μｇ／ｍＬ以上の濃度では乾燥なしのときの結合活性が維持されていた。５０μｇ／ｍＬのゼラチン添加では弱い活性低下抑制効果が認められた。０．２５μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８に対しては、５００μｇ／ｍＬのゼラチン添加でもインテグリン結合活性は７０％程度まで減弱しており、１６７μｇ／ｍＬでは４０％程度と活性低下抑制効果に濃度依存性は認められたものの効果の強さは０．５μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８のときより全体的に弱かった。すなわち、蛋白質成分による活性低下抑制効果には濃度依存性があり、さらにその効果の強さには５１１Ｅ８の濃度も関係することが明らかとなった。
〔実施例７：活性低下抑制剤の添加時期の検討〕
　活性低下抑制剤を添加する最適な時期を検証するために、５１１Ｅ８コーティングと同時、あるいはその前後に活性低下抑制剤を添加して、その後の乾燥における活性低下抑制効果を調べた。５１１Ｅ８は終濃度が０．５μｇ／ｃｍ２となるように添加し、４℃で一晩９６ウェルマイクロプレートをコーティングした。活性低下抑制剤として終濃度３００μｇ／ｍＬのゼラチンを以下の３条件で添加した。（１）ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈した活性低下抑制剤をプレートに加え、室温で３時間プレコーティングした後、５１１Ｅ８を加える、（２）活性低下抑制剤と５１１Ｅ８をあらかじめ混合し、両者を同時にプレートに加えてコーティングする、（３）５１１Ｅ８を一晩コーティングした後、活性低下抑制剤を加えて室温で３時間ポストコーティングする。コーティング後は、プレートをＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄し、室温で２４時間乾燥させ、１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合を測定した。５１１Ｅ８を終濃度０．５μｇ／ｃｍ２でコーティングし、乾燥させていないコーティングプレートでの１０ｎＭ α６β１インテグリン結合量（４９０ｎｍの吸光度）を１００％として、各条件での乾燥後のインテグリン結合活性を比較した。
　結果を図８に示した。図中では、条件（１）はＧｅｌａｔｉｎ→５１１Ｅ８、条件（２）はＧｅｌａｔｉｎ＋５１１Ｅ８、条件（３）は５１１Ｅ８→Ｇｅｌａｔｉｎと表記した。図８から明らかなように、調べた３条件のうちゼラチンを同時に添加した場合（条件（２））がもっとも活性低下抑制効果が高く、２４時間という厳しい乾燥条件でもコントロールと同程度の結合活性を維持していた。図には示していないが、条件（１）で乾燥させずにα６β１インテグリンの結合を測定した場合は、５１１Ｅ８単独と同程度のインテグリン結合活性が認められることを確認してある。この結果から、活性低下抑制の効果は、同時にコーティングを行うことでもっとも発揮されやすいことが明らかとなった。
〔実施例８：活性低下抑制剤の効果の持続性〕
　活性低下抑制剤によって５１１Ｅ８のインテグリン結合活性は乾燥後も維持されることが明らかになったが、その活性が乾燥状態で長期間維持されるかを次に検証した。２４ウェルセルカルチャープレートに終濃度０．５、１．０、２．０μｇ／ｃｍ２になるようにＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈した５１１Ｅ８を単独または３００μｇ／ｍＬのゼラチン存在下でコーティングし、室温で１時間乾燥させた後、実施例４と同様の方法で密封し、４℃で保管した。一定期間の保管後、プレートを取り出し、２０１Ｂ７細胞を実施例１と同様に単一細胞に分散させ、２．６×１０３ｃｅｌｌ／ｃｍ２の密度で播種し、７日目にアルカリホスファターゼ染色で細胞の形態を観察した。
　８週間保管したプレートの結果を図９に示した。図９から明らかなように、活性低下抑制剤がないと０．５μｇ／ｃｍ２ではヒトｉＰＳ細胞はほとんど増殖できず、１．０μｇ／ｃｍ２のウェルでも２．０μｇ／ｃｍ２の条件に比べて増殖の程度は悪かった。一方、活性低下抑制剤を添加したウェルではいずれの５１１Ｅ８の濃度でも、十分な増殖が認められた。以上の結果は、活性低下抑制剤とともに５１１Ｅ８をコーティングしたプレートは乾燥状態で長期間保管可能であることが示唆された。
〔実施例９：ＢＳＡの濃度依存的な活性低下抑制効果〕
　実施例６と同様な方法で、終濃度０．５μｇ／ｃｍ２になるようＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈した５１１Ｅ８に３０００μｇ／ｍＬまでの各種濃度のＢＳＡを加えて９６ウェルマイクロプレートに４℃で一晩コーティングし、ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、室温で一晩乾燥した。４℃で１週間保管後に、１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合量を測定し、ＢＳＡの濃度による５１１Ｅ８の活性低下抑制効果の指標とした。測定前日にＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈した０．５μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８を別の９６ウェルマイクロプレートに４℃で一晩コーティングし、乾燥させずに測定した１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合量（４９０ｎｍの吸光度）を１００％として、各ＢＳＡ濃度のインテグリン結合活性を比較した。
　結果を図１０に示した。図１０から明らかなように、図５および図６で示されたＢＳＡの活性低下抑制効果は、ゼラチンと同様に濃度依存性があり、１００μｇ／ｍＬ以上で高いインテグリン結合活性の維持が確認された。この結果から、活性低下抑制効果が認められた蛋白質全般に、その効果には濃度依存性があることが示唆された。
〔実施例１０：５１１Ｅ８および全長ラミニン５１１に対する活性低下抑制効果の検討〕
　５１１Ｅ８に対する活性低下抑制剤の効果が他の蛋白質を培養基質としてコーティングする場合にも同様に認められるかを調べるために、全長ラミニン５１１を用いて効果の比較を行った。全長ラミニン５１１はＩｄｏら（J. Biol. Chem., 279, 10946-10954, 2004）に記載の方法に従い作製し、使用した。実施例４と同様の方法で実験を行った。すなわち、５１１Ｅ８の場合は終濃度が０．５または１．０μｇ／ｃｍ２になるように、全長ラミニンの場合は終濃度が１６．０または３２．０μｇ／ｃｍ２になるようにＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈し、終濃度３００μｇ／ｍＬのＢＳＡまたはゼラチンと混ぜて４℃で一晩コーティングした。プレートをＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、室温で２４時間乾燥させ、１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合を測定した。
　結果を図１１に示した。縦軸は各濃度の５１１Ｅ８または全長ラミニン５１１を単独でコーティングし、乾燥させずに測定した１０ｎＭ α６β１インテグリン結合量（４９０ｎｍの吸光度）を１００％とした相対活性を示す。活性低下抑制剤を添加しない場合、２４時間の乾燥により、５１１Ｅ８、全長５１１ともにインテグリン結合活性の著しい低下が認められた。乾燥による活性低下に対する活性低下抑制剤の効果は、二元配置分散分析とＢｏｎｆｅｒｒｏｎｉ法で解析した。５１１Ｅ８では、ＢＳＡまたはゼラチンを添加した場合、どの条件でも有意水準０．１％で有意な活性低下の抑制が認められた。一方、全長ラミニン５１１に対してはどの条件でもその効果に有意性は認められなかった（有意水準５％）。この結果から、ＢＳＡやゼラチン等の活性低下抑制剤の効果は、他の蛋白質を培養基質としてコーティングする場合にも同様に認められるものではなく、該蛋白質の形状やアミノ酸配列等の分子的性状によって大きく異なることが示唆された。すなわち、５１１Ｅ８と同様な形状を持つ等、分子的性状の類似した他の蛋白質に対して、同様の効果を示すことが示唆された。
〔実施例１１：５２１Ｅ８に対する活性低下抑制効果〕
　５１１Ｅ８以外のラミニンＥ８でも同様の活性低下抑制効果が得られるかを調べるために、５２１Ｅ８を用いて効果の比較を行った。５２１Ｅ８はラミニン５２１に由来するＥ８フラグメントで、α５鎖Ｅ８断片、γ１鎖Ｅ８断片は５１１Ｅ８と共通であるが、β鎖は５１１Ｅ８とは異なるβ２鎖Ｅ８断片からなる。実施例４と同様の方法で５１１Ｅ８および５２１Ｅ８を終濃度で０．５または１．０μｇ／ｃｍ２になるようにＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈し、終濃度５００μｇ／ｍＬのＢＳＡ、ゼラチンまたはヒト血清アルブミン（ＨＳＡ）と混合して４℃で一晩コーティングした。プレートはＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、室温で１時間乾燥させ、１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合を測定した。
　結果を図１２に示した。縦軸は各濃度の５１１Ｅ８を単独でコーティングし、乾燥させずに測定した１０ｎＭ α６β１インテグリンの結合量（４９０ｎｍの吸光度）を１００％とした相対活性を示す。なお、α６β１インテグリンに対する５１１Ｅ８と５２１Ｅ８の結合親和性はほぼ同じであることがＴａｎｉｇｕｃｈｉらにより既に報告されている（J. Biol. Chem., 284, 7820-7831, 2009）。本実施例においても、α６β１インテグリンの結合量を示す４９０ｎｍの吸光度は、乾燥させずに測定した場合、０．５μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８、５２１Ｅ８でそれぞれ２．６２±０．０５（平均値±標準偏差）、２．７５±０．０２、１．０μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８、５２１Ｅ８でそれぞれ２．９６±０．０３、２．８３±０．１１であり、ほぼ同じであった。
　図１２から明らかなように、乾燥処理を１時間行なった場合、５２１Ｅ８のインテグリン結合活性は５１１Ｅ８と同様の失活パターンを示した。すなわち、１．０μｇ／ｃｍ２でコーティングした場合は乾燥による失活がほとんど認められないのに対して、０．５μｇ／ｃｍ２でコーティングした場合には著しいインテグリン結合活性の低下が認められた。この乾燥による結合活性の低下は、ＢＳＡ、ゼラチンまたはＨＳＡを同時添加することにより、５１１Ｅ８の場合と同様、ほぼ完全に回避された。すなわち、これらの活性低下抑制剤の効果は５１１Ｅ８に限定されず、他のラミニンアイソフォームのＥ８フラグメントに対しても発揮されることが示された。
〔実施例１２：２１１Ｅ８の５１１Ｅ８に対する活性低下抑制効果〕
　５１１Ｅ８以外のラミニンＥ８にも乾燥による活性低下を抑制する効果があるかを検討した。添加するＥ８フラグメントとしては、それ自体がα６β１インテグリン結合活性を持たないラミニン２１１のＥ８フラグメント（以下、２１１Ｅ８）を使用した。具体的には、ＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈した５１１Ｅ８（終濃度０．４μｇ／ｃｍ２）と２１１Ｅ８（終濃度を０、０．８、１．６μｇ／ｃｍ２に調製）を混合して４℃で一晩９６ウェルマイクロプレートをコーティングした。プレートをＰＢＳ（ｐＨ７．４）で洗浄後、室温で２４時間乾燥させ、α６β１インテグリン（１０ｎＭ）の結合を測定した。なお、２１１Ｅ８がα６β１インテグリン結合活性を持たないことは、発明者らにより確認されている（Taniguchi et al. J. Biol. Chem., 284, 7820-7831, 2009）。
　結果を図１３に示した。α６β１インテグリン結合活性は、０．４μｇ／ｃｍ２の５１１Ｅ８をコーティングし、乾燥させずに測定した場合の結合量（４９０ｎｍの吸光度が１．０７）を１００％とした相対値で表示した。図１３から明らかなように、２１１Ｅ８を０．８μｇ／ｃｍ２添加するとインテグリン結合活性が約３０％まで回復し、２１１Ｅ８を１．６μｇ／ｃｍ２添加すると約８０％までインテグリン結合活性が回復した。この結果から、５１１Ｅ８の活性低下抑制剤として他のラミニンＥ８を使用できることが示された。また、ＢＳＡ、ゼラチン等の蛋白質を活性低下抑制剤として使う場合と比べて、他のラミニンＥ８は極めて少量で乾燥時の活性低下を抑制する効果を発揮することが明らかとなった。
〔実施例１３：ラミニンフラグメント改変体に対する活性低下抑制効果（１）〕
　ラミニンフラグメント改変体でも同様の活性低下抑制効果が得られるかを調べるために、パールカンのヘパラン硫酸鎖結合ドメインを付加した２種類の５１１Ｅ８改変体（Ｐｌｕｓ＃３ラミニンＥ８およびＰｌｕｓ＃５ラミニンＥ８）を用いて効果の比較を行った。Ｐｌｕｓ＃３ラミニンＥ８はβ１鎖Ｅ８フラグメントのＮ末端部にパールカンのドメインＩ～ＩＩＩを付加した５１１Ｅ８改変体であり、Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８はα５鎖Ｅ８フラグメントのＣ末端部にパールカンのドメインＩを付加した改変体である。実施例４と同様の方法でＰｌｕｓ＃３ラミニンＥ８あるいはＰｌｕｓ＃５ラミニンＥ８を終濃度で０．５６μｇ／ｃｍ２になるようにＰＢＳ（ｐＨ７．４）で希釈し、ヒト血清アルブミン（ＨＳＡ；終濃度５００μｇ／ｍＬ）またはゼラチン（終濃度３００μｇ／ｍＬまたは２０００μｇ／ｍＬ）と混合したのち、９６ウェルマイクロプレート上に３７℃で１時間コーティングした。コーティングしたプレートは、コーティング液を除去した後、室温で２２時間乾燥させ、１０ｎＭのα６β１インテグリンの結合を測定した。なお、Ｐｌｕｓ＃３ラミニンＥ８あるいはＰｌｕｓ＃５ラミニンＥ８を単独でコーティングした後、乾燥させずにα６β１インテグリンの結合を測定した値を対照として用いた。
　Ｐｌｕｓ＃３ラミニンＥ８の結果を図１４に、Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８の結果を図１５にそれぞれ示した。縦軸はα６β１インテグリンの結合量（４９０ｎｍの吸光度）を示す。図１４および図１５から明らかなように、Ｐｌｕｓ＃３ラミニンＥ８およびＰｌｕｓ＃５ラミニンＥ８をそれぞれ単独でプレートにコーティングした後に乾燥させると、インテグリン結合活性が著しく低下した。一方、ヒト血清アルブミンやゼラチンを添加して乾燥させた場合は、インテグリン結合活性の低下が抑制された。特に、図１５に示したように、Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８では、ヒト血清アルブミンやゼラチンの添加により、乾燥後でも約９０％のインテグリン結合活性が保持されていた。これらの結果は、本発明の活性低下抑制剤の効果はラミニンフラグメントに限定されず、ラミニンフラグメント改変体に対しても発揮されることを示している。
〔実施例１４：ラミニンフラグメント改変体に対する活性低下抑制効果（２）〕
　ラミニンフラグメント改変体に対する活性低下抑制剤の効果をさらに検証するため、Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８（終濃度０．５６μｇ／ｃｍ２）をコーティングした２４ウェルセルカルチャープレート（ベクトン・ディッキンソン ＃３５３０４７）およびＰｌｕｓ＃５ラミニンＥ８（終濃度０．５６μｇ／ｃｍ２）にヒト血清アルブミン（ＨＳＡ；終濃度５００μｇ／ｍＬ）またはゼラチン（終濃度３００μｇ／ｍＬもしくは２０００μｇ／ｍＬ）を添加してコーティングした２４ウェルセルカルチャープレートを用意し、室温で２２時間乾燥させた後、ヒトｉＰＳ細胞（２０１Ｂ７細胞）を７×１０３ｃｅｌｌ／ｃｍ２の密度で播種し、５％ ＣＯ２／９５％ Ａｉｒ、３７℃の湿潤条件下で１週間培養した。培地にはＴｅＳＲ２／ＮｕｔｒｉＳｔｅｍ １：１混合培地を用いた。また、Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８（終濃度０．５６μｇ／ｃｍ２）をコーティングした２４ウェルセルカルチャープレート上に乾燥工程を挟まずに２０１Ｂ７細胞を播種し、同様に１週間培養した。１週間培養後のヒトｉＰＳ細胞の増殖状態を、アルカリホスファターゼ染色により評価した。
　結果を図１６に示した。図１６から明らかなように、Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８をコーティングしたプレート上にヒトiＰＳ細胞を播種すると、５１１Ｅ８をコーティングしたプレート上と同等の細胞増殖が観察され、Ｐｌｕｓ＃５ラミニンＥ８がヒトiＰＳ細胞用の培養基質として有効であることが示された。生じたヒトｉＰＳ細胞のコロニーはアルカリホスファターゼ染色で均一な陽性反応を示しており、未分化性が維持されていると考えられた。一方、活性低下抑制剤を添加せずにＰｌｕｓ＃５ラミニンＥ８のみをコーティングしたプレートを乾燥させると、著しい細胞増殖の低下が観察された。しかし、終濃度３００μｇ／ｍＬ以上でヒト血清アルブミンやゼラチンを添加してＰｌｕｓ＃５ラミニンＥ８をコーティングした場合は、乾燥後でもヒトｉＰＳ細胞の増殖の低下は観察されず、乾燥せずにＰｌｕｓ＃５ラミニンＥ８をコーティングした場合と同等あるいはそれ以上の細胞の増殖が認められた。また、アルカリホスファターゼ染色の陽性所見から、細胞の未分化性も保持されていると考えられた。以上の結果は、本発明の活性低下抑制剤の効果はラミニンフラグメントに限定されず、ラミニンフラグメント改変体に対しても発揮されることを示している。
　なお本発明は上述した各実施形態および実施例に限定されるものではなく、請求項に示した範囲で種々の変更が可能であり、異なる実施形態にそれぞれ開示された技術的手段を適宜組み合わせて得られる実施形態についても本発明の技術的範囲に含まれる。また、本明細書中に記載された学術文献および特許文献の全てが、本明細書中において参考として援用される。

Claims (12)

  1. 　細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具であって、該ラミニンフラグメントがラミニンα５β１γ１およびラミニンα５β２γ１から選択される少なくとも１種のフラグメントであり、以下の（１）、（２）または（３）であることを特徴とする細胞培養器具。
    （１）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体のみが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
    （２）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、インテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントが乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
    （３）細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、ラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具
  2. 　前記（１）において、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が０．７μｇ／ｃｍ２以上の濃度でコーティングされていることを特徴とする請求項１に記載の細胞培養器具。
  3. 　前記（２）において、１．５μｇ／ｃｍ２以下の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、その３倍以上の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントがコーティングされていることを特徴とする請求項１に記載の細胞培養器具。
  4. 　前記（３）において、１．５μｇ／ｃｍ２以下の濃度のインテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体と、その２０倍以上の濃度のラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質がコーティングされていることを特徴とする請求項１に記載の細胞培養器具。
  5. 　ラミニンフラグメントが、ラミニンＥ８フラグメントであることを特徴とする請求項１に記載の細胞培養器具。
  6. 　インテグリンα６β１結合活性を有しないラミニンフラグメントがラミニンα２β１γ１のフラグメントであることを特徴とする請求項１に記載の細胞培養器具。
  7. 　ラミニンまたはそのフラグメント以外の蛋白質が、ゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、ミエリン塩基性蛋白質、β－ラクトグロブリン、グルタチオン－Ｓ－トランスフェラーゼおよびコラーゲンからなる群より選択される１種以上であることを特徴とする請求項１に記載の細胞培養器具。
  8. 　細胞と接触する表面に所望の全蛋白質をコーティングした後、乾燥させることにより製造されることを特徴とする請求項１～７のいずれかに記載の細胞培養器具。
  9. 　細胞と接触する表面に、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体が乾燥状態でコーティングされている細胞培養器具の製造方法であって、該ラミニンフラグメントがラミニンα５β１γ１およびラミニンα５β２γ１から選択される少なくとも１種のフラグメントであり、
    （Ａ）コーティングされる蛋白質を含むコーティング溶液を調製する工程、
    （Ｂ）細胞培養器具の細胞と接触する表面に所望の全蛋白質をコーティングする工程、および
    （Ｃ）コーティングされた蛋白質を乾燥する工程
    を含むことを特徴とする製造方法。
  10. 　哺乳動物細胞の培養方法であって、請求項１～８のいずれかに記載の細胞培養器具を用いることを特徴とする培養方法。
  11. 　哺乳動物細胞が、ＥＳ細胞、ｉＰＳ細胞もしくは体性幹細胞またはこれらの細胞から分化した細胞である請求項１０に記載の培養方法。
  12. 　ゼラチン、ヒト血清アルブミン、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、ミエリン塩基性蛋白質、β－ラクトグロブリン、グルタチオン－Ｓ－トランスフェラーゼ、コラーゲンおよびラミニンα２β１γ１のＥ８フラグメントからなる群より選択される１種以上を有効成分とし、インテグリンα６β１結合活性を有するラミニンフラグメントまたはその改変体の乾燥によるインテグリンα６β１結合活性の低下を抑制する活性低下抑制剤。
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Cited By (11)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO2017078029A1 (ja) * 2015-11-04 2017-05-11 国立大学法人 東京医科歯科大学 筋衛星細胞培養用材料および筋衛星細胞の培養方法
WO2017082220A1 (ja) * 2015-11-10 2017-05-18 国立大学法人京都大学 ラミニンフラグメント含有培地を用いる細胞培養方法
WO2018088501A1 (ja) 2016-11-11 2018-05-17 国立大学法人大阪大学 多能性幹細胞から体細胞への分化誘導方法
WO2018116905A1 (ja) 2016-12-22 2018-06-28 Dic株式会社 細胞培養基材
WO2018116904A1 (ja) 2016-12-22 2018-06-28 Dic株式会社 細胞培養基材
US10428311B2 (en) 2014-07-16 2019-10-01 Osaka University Method for enhancing activity of laminin fragments as cell culture matrix
EP3578640A4 (en) * 2017-01-31 2020-06-10 Osaka University DIFFERENTIATION CONTROL METHOD FOR PLURIPOTENT STEM CELLS
JP2020521484A (ja) * 2017-05-30 2020-07-27 ザ クイーンズ ユニバーシティ オブ ベルファスト 人工多能性幹細胞を生成するための基質および方法
WO2021025027A1 (ja) 2019-08-06 2021-02-11 花王株式会社 皮膚由来多能性前駆細胞の作製方法
WO2021200744A1 (ja) * 2020-03-31 2021-10-07 Ｃｅｌｌ Ｅｘｏｓｏｍｅ Ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃｓ株式会社 増殖細胞の生産方法、細胞生産物の生産方法、間葉系幹細胞集団およびその生産方法、幹細胞の培養上清およびその生産方法、並びに治療剤
WO2021225171A1 (ja) 2020-05-08 2021-11-11 国立大学法人大阪大学 フィブリノゲンフラグメントとラミニンフラグメントを含むキメラタンパク質およびその利用

Citations (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JPH0698757A (ja) * 1992-09-22 1994-04-12 Sumitomo Bakelite Co Ltd ラミニンコート細胞培養器具及びその製造方法
JPH08173144A (ja) * 1994-12-28 1996-07-09 Sumitomo Bakelite Co Ltd ラミニンコート細胞培養器及びその製造方法
WO2011043405A1 (ja) 2009-10-08 2011-04-14 国立大学法人大阪大学 ヒト多能性幹細胞用培養基材およびその利用
JP2011079795A (ja) * 2009-10-09 2011-04-21 Osaka Univ Ｉ型−ｉｖ型コラーゲン混成ゲル
WO2012137970A1 (ja) 2011-04-08 2012-10-11 国立大学法人大阪大学 改変ラミニンおよびその利用

Family Cites Families (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US8241908B2 (en) * 2006-05-16 2012-08-14 Becton, Dickinson And Company Extracellular matrix coated surface for culturing cells
AU2007320039B2 (en) 2006-10-12 2013-05-30 Massachusetts Institute Of Technology Multi-well micropatterning by ablation
JP2013047763A (ja) * 2011-08-29 2013-03-07 Tohoku Univ 周期構造反射鏡およびそれを用いた光素子
SG10201704803RA (en) * 2011-09-22 2017-07-28 Karl Tryggvason Cell culture substrate comprising a laminin and a cadherin
WO2013047763A1 (ja) * 2011-09-29 2013-04-04 オリエンタル酵母工業株式会社 ラミニン５１１を含んだ系で哺乳類細胞を培養する方法
DK2838992T3 (en) * 2012-04-20 2018-02-05 Biolamina Ab Maintaining differentiated cells with laminins

Patent Citations (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JPH0698757A (ja) * 1992-09-22 1994-04-12 Sumitomo Bakelite Co Ltd ラミニンコート細胞培養器具及びその製造方法
JPH08173144A (ja) * 1994-12-28 1996-07-09 Sumitomo Bakelite Co Ltd ラミニンコート細胞培養器及びその製造方法
WO2011043405A1 (ja) 2009-10-08 2011-04-14 国立大学法人大阪大学 ヒト多能性幹細胞用培養基材およびその利用
JP2011078370A (ja) * 2009-10-08 2011-04-21 Osaka Univ ヒト多能性幹細胞用培養基材およびその利用
JP2011079795A (ja) * 2009-10-09 2011-04-21 Osaka Univ Ｉ型−ｉｖ型コラーゲン混成ゲル
WO2012137970A1 (ja) 2011-04-08 2012-10-11 国立大学法人大阪大学 改変ラミニンおよびその利用

Non-Patent Citations (20)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
DOI T; THYBOLL J; KORTESMAA J; JANSSON K; IIVANAINEN A; PARVARDEH M; TIMPL R; HEDIN U; SWEDENBORG; TRYGGVASON K: "Recombinant human laminin-10 (a5(31y1", J BIOL CHEM, vol. 277, 2002, pages 12741 - 12748, XP055022474, DOI: doi:10.1074/jbc.M111228200
EDGAR D.; TIMPL R.; THOENEN H.: "The heparin-binding domain of laminin is responsible for its effects on neurite outgrowth and neuronal survival", EMBO J., vol. 3, 1984, pages 1463 - 1468, XP055222218
GOODMAN SL.; DEUTZMANNR.; VON DER MARK K.: "Two distinct cell-binding domains in laminin can independently promote nonneuronal cell adhesion and spreading", J. CELL BIOL., vol. 105, 1987, pages 589 - 598, XP055304702, DOI: doi:10.1083/jcb.105.1.589
HIROYUKI IDO; AYA NAKAMURA; REIKO KOBAYASHI; SHUNSUKE ITO; SHAOLIANG LI; SUGIKO FUTAKI; KIYOTOSHI SEKIGUCHI: "The requirement of the glutamic acid residue at the third position from the carboxyl termini of the laminin y chains in integrin binding by laminins", JOURNAL OF BIOLOGICAL CHEMISTRY, vol. 282, 2007, pages 11144 - 11154, XP008153460, DOI: doi:10.1074/jbc.M609402200
HIROYUKI IDO; AYA NAKAMURA; REIKO KOBAYASHI; SHUNSUKE ITO; SHAOLIANG LI; SUGIKO FUTAKI; KIYOTOSHI SEKIGUCHI: "The requirement of the glutamic acid residue at the third position from the carboxyl termini of the laminin y chains in integrin binding by laminins", THE JOURNAL OF BIOLOGICAL CHEMISTRY, vol. 282, 2007, pages 11144 - 11154, XP008153460, DOI: doi:10.1074/jbc.M609402200
HIROYUKI IDO; KENJI HARADA; SUGIKO FUTAKI; YOSHITAKA HAYASHI; RYOKO NISHIUCHI; YUKO NATSUKA; SHAOLIANG LI; YOSHINAO WADA; ARIANA C: "Molecular dissection of the a-dystroglycan- and integrin-binding sites within the globular domain of human laminin-10", THE JOURNAL OF BIOLOGICAL CHEMISTRY, vol. 279, 2004, pages 10946 - 10954
IDO ET AL., J. BIOL. CHEM., vol. 279, 2004, pages 10946 - 10954
IDO ET AL., J. BIOL. CHEM., vol. 282, 2007, pages 11144 - 11154
IDO H. ET AL.: "The Requirement of the Glutamic Acid Residue at the Third Position from the Carboxyl Termini of the Laminin y Chains in Integrin Binding by Laminins", THE JOURNAL OF BIOLOGICAL CHEMISTRY, vol. 282, no. 15, 13 April 2007 (2007-04-13), pages 11144 - 11154, XP008153460 *
MIYAZAKI ET AL., NATURE COMMUNICATIONS, vol. 3, 2012, pages 1236
MIYAZAKI T. ET AL.: "Laminin E8 fragments support efficient adhesion and expansion of dissociated human pluripotent stem cells", NATURE COMMUNICATIONS, vol. 3, no. 1236, pages 1 - 10, XP055055638 *
MIYAZAKI T. ET AL.: "Recombinant human laminin isoforms can support the undifferentiated growth of human embryonic stem cells", BIOCHEMICAL AND BIOPHYSICAL RESEARCH COMMUNICATIONS, vol. 375, 2008, pages 27 - 32, XP024520467 *
MIYAZAKI T; FUTAKI S; HASEGAWA K; KAWASAKI M; SANZEN N; HAYASHI M; KAWASE E; SEKIGUCHI K; NAKATSUJI N; SUEMORI H: "Recombinant human laminin isoforms can support the undifferentiated growth of human embryonic stem cells", BIOCHEM. BIOPHYS. RES. COMMUN., vol. 375, 2008, pages 27 - 35
MIYAZAKI T; FUTAKI S; SUEMORI H; TANIGUCHI Y; YAMADA M; KAWASAKI M; HAYASHI M; KUMAGAI H; NAKATSUJI N; SEKIGUCHI K: "Laminin E8 fragments support efficient adhesion and expansion of dissociated human pluripotent stem cells", NAT COMMUN, vol. 3, 2012, pages 1236, XP055055638, DOI: doi:10.1038/ncomms2231
NISHIUCHI R. ET AL.: "Ligand-binding specificities of laminin-binding integrins: A comprehensive survey of laminin-integrin interactions using recombinant alpha3beta1, alpha6beta1, alpha7beta1 and alpha6beta4 integrins", MATRIX BIOLOGY, vol. 25, 2006, pages 189 - 197, XP027933625 *
See also references of EP3009502A4
SHAOLIANG LI; CHISEI SHIMONO; NAOKO NORIOKA; ITSUKO NAKANO; TETSUO OKUBO; YOSHIKO YAGI; MARIA HAYASHI; YUYA SATO; HITOMI FUJISAKI;: "Activin A Binds to Perlecan through Its Pro-region That Has Heparin/Heparan Sulfate Binding Activity", JOURNAL OF BIOLOGICAL CHEMISTRY, vol. 285, no. 47, 2010, pages 36645 - 36655, XP055266811, DOI: doi:10.1074/jbc.M110.177865
TANIGUCHI ET AL., J. BIOL. CHEM., vol. 284, 2009, pages 7820 - 7831
TANIGUCHI Y; IDO H; SANZEN N; HAYASHI M; SATO-NISHIUCHI R; FUTAKI S; SEKIGUCHI K: "The C-terminal region of laminin (3 chains modulates the integrin binding affinities of laminins", J BIOL CHEM., vol. 284, 2009, pages 7820 - 7831, XP055022477, DOI: doi:10.1074/jbc.M809332200
YUKIMASA TANIGUCHI; HIROYUKI IDO; NORIKO SANZEN; MARIA HAYASHI; RYOKO SATO-NISHIGUTI; SUGIKO FUTAKI; KIYOTOSHI SEKIGUCHI: "The C-terminal region of laminin (3 chains modulates the integrin binding affinities of laminins", THE JOURNAL OF BIOLOGICAL CHEMISTRY, 2009, pages 7820 - 7831, XP055022477, DOI: doi:10.1074/jbc.M809332200

Cited By (30)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US10428311B2 (en) 2014-07-16 2019-10-01 Osaka University Method for enhancing activity of laminin fragments as cell culture matrix
JPWO2017078029A1 (ja) * 2015-11-04 2018-08-30 国立大学法人 東京医科歯科大学 筋衛星細胞培養用材料および筋衛星細胞の培養方法
WO2017078029A1 (ja) * 2015-11-04 2017-05-11 国立大学法人 東京医科歯科大学 筋衛星細胞培養用材料および筋衛星細胞の培養方法
CN108350417B (zh) * 2015-11-10 2023-04-11 国立大学法人京都大学 使用含有层粘连蛋白片段的培养基的细胞培养方法
CN108350417A (zh) * 2015-11-10 2018-07-31 国立大学法人京都大学 使用含有层粘连蛋白片段的培养基的细胞培养方法
US11505785B2 (en) 2015-11-10 2022-11-22 Kyoto University Cell culture method using laminin fragment-containing medium
JP2017085963A (ja) * 2015-11-10 2017-05-25 国立大学法人京都大学 ラミニンフラグメント含有培地を用いる細胞培養方法
WO2017082220A1 (ja) * 2015-11-10 2017-05-18 国立大学法人京都大学 ラミニンフラグメント含有培地を用いる細胞培養方法
US11959103B2 (en) 2016-11-11 2024-04-16 Osaka University Method for inducing pluripotent stem cells to differentiate into somatic cells
CN109937251B (zh) * 2016-11-11 2023-12-29 国立大学法人大阪大学 由多能干细胞向体细胞的分化诱导方法
WO2018088501A1 (ja) 2016-11-11 2018-05-17 国立大学法人大阪大学 多能性幹細胞から体細胞への分化誘導方法
CN109937251A (zh) * 2016-11-11 2019-06-25 国立大学法人大阪大学 由多能干细胞向体细胞的分化诱导方法
JP7038361B2 (ja) 2016-11-11 2022-03-18 国立大学法人大阪大学 多能性幹細胞から体細胞への分化誘導方法
JPWO2018088501A1 (ja) * 2016-11-11 2019-10-03 国立大学法人大阪大学 多能性幹細胞から体細胞への分化誘導方法
US11441120B2 (en) 2016-12-22 2022-09-13 Fujifilm Corporation Cell culture substrate
US11499136B2 (en) 2016-12-22 2022-11-15 Dic Corporation Cell culture substrate
WO2018116905A1 (ja) 2016-12-22 2018-06-28 Dic株式会社 細胞培養基材
WO2018116904A1 (ja) 2016-12-22 2018-06-28 Dic株式会社 細胞培養基材
KR20190096967A (ko) 2016-12-22 2019-08-20 디아이씨 가부시끼가이샤 세포 배양 기재
KR20190096968A (ko) 2016-12-22 2019-08-20 디아이씨 가부시끼가이샤 세포 배양 기재
EP3578640A4 (en) * 2017-01-31 2020-06-10 Osaka University DIFFERENTIATION CONTROL METHOD FOR PLURIPOTENT STEM CELLS
AU2018215170B2 (en) * 2017-01-31 2021-11-11 Osaka University Differentiation control method for pluripotent stem cells
US11649433B2 (en) 2017-01-31 2023-05-16 Osaka University Method for controlling differentiation of pluripotent stem cells
JP2020521484A (ja) * 2017-05-30 2020-07-27 ザ クイーンズ ユニバーシティ オブ ベルファスト 人工多能性幹細胞を生成するための基質および方法
JP2023103407A (ja) * 2017-05-30 2023-07-26 ザ クイーンズ ユニバーシティ オブ ベルファスト 人工多能性幹細胞を生成するための基質および方法
WO2021025027A1 (ja) 2019-08-06 2021-02-11 花王株式会社 皮膚由来多能性前駆細胞の作製方法
JP2022181218A (ja) * 2020-03-31 2022-12-07 Ｃｅｌｌ Ｅｘｏｓｏｍｅ Ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃｓ株式会社 増殖細胞の生産方法、細胞生産物の生産方法、間葉系幹細胞集団およびその生産方法、幹細胞の培養上清およびその生産方法、並びに治療剤
JPWO2021200744A1 (ja) * 2020-03-31 2021-10-07
WO2021200744A1 (ja) * 2020-03-31 2021-10-07 Ｃｅｌｌ Ｅｘｏｓｏｍｅ Ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃｓ株式会社 増殖細胞の生産方法、細胞生産物の生産方法、間葉系幹細胞集団およびその生産方法、幹細胞の培養上清およびその生産方法、並びに治療剤
WO2021225171A1 (ja) 2020-05-08 2021-11-11 国立大学法人大阪大学 フィブリノゲンフラグメントとラミニンフラグメントを含むキメラタンパク質およびその利用

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CN105378054A (zh) 2016-03-02

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