[go: up one dir, main page]

WO2012120424A1 - Systeme microfluidique pour controler un profil de concentration de molecules susceptibles de stimuler une cible - Google Patents

Systeme microfluidique pour controler un profil de concentration de molecules susceptibles de stimuler une cible Download PDF

Info

Publication number
WO2012120424A1
WO2012120424A1 PCT/IB2012/051001 IB2012051001W WO2012120424A1 WO 2012120424 A1 WO2012120424 A1 WO 2012120424A1 IB 2012051001 W IB2012051001 W IB 2012051001W WO 2012120424 A1 WO2012120424 A1 WO 2012120424A1
Authority
WO
WIPO (PCT)
Prior art keywords
microfluidic
microfluidic channel
chamber
microporous membrane
channel
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Ceased
Application number
PCT/IB2012/051001
Other languages
English (en)
Inventor
Maxime DAHAN
Mathieu Morel
Jean-Christophe Galas
Vincent Studer
Denis Bartolo
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Universite Pierre et Marie Curie
Ecole Normale Superieure de Paris
Original Assignee
Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Universite Pierre et Marie Curie
Ecole Normale Superieure de Paris
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Centre National de la Recherche Scientifique CNRS, Universite Pierre et Marie Curie, Ecole Normale Superieure de Paris filed Critical Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Priority to CA2829028A priority Critical patent/CA2829028A1/fr
Priority to CN201280021743.6A priority patent/CN103732325B/zh
Priority to US14/003,206 priority patent/US9404914B2/en
Priority to EP12708969.6A priority patent/EP2680971A1/fr
Priority to JP2013557199A priority patent/JP5937114B2/ja
Publication of WO2012120424A1 publication Critical patent/WO2012120424A1/fr
Anticipated expiration legal-status Critical
Ceased legal-status Critical Current

Links

Classifications

    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L3/00—Containers or dishes for laboratory use, e.g. laboratory glassware; Droppers
    • B01L3/50—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes
    • B01L3/502—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures
    • B01L3/5027—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip
    • B01L3/502753—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip characterised by bulk separation arrangements on lab-on-a-chip devices, e.g. for filtration or centrifugation
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
    • G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
    • G01N33/50—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing
    • G01N33/5005—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing involving human or animal cells
    • G01N33/5008—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing involving human or animal cells for testing or evaluating the effect of chemical or biological compounds, e.g. drugs, cosmetics
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L3/00—Containers or dishes for laboratory use, e.g. laboratory glassware; Droppers
    • B01L3/50—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes
    • B01L3/502—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures
    • B01L3/5027—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
    • C12M23/00—Constructional details, e.g. recesses, hinges
    • C12M23/02—Form or structure of the vessel
    • C12M23/16—Microfluidic devices; Capillary tubes
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01J—CHEMICAL OR PHYSICAL PROCESSES, e.g. CATALYSIS OR COLLOID CHEMISTRY; THEIR RELEVANT APPARATUS
    • B01J2219/00—Chemical, physical or physico-chemical processes in general; Their relevant apparatus
    • B01J2219/00274—Sequential or parallel reactions; Apparatus and devices for combinatorial chemistry or for making arrays; Chemical library technology
    • B01J2219/00583—Features relative to the processes being carried out
    • B01J2219/00603—Making arrays on substantially continuous surfaces
    • B01J2219/00639—Making arrays on substantially continuous surfaces the compounds being trapped in or bound to a porous medium
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2200/00—Solutions for specific problems relating to chemical or physical laboratory apparatus
    • B01L2200/02—Adapting objects or devices to another
    • B01L2200/026—Fluid interfacing between devices or objects, e.g. connectors, inlet details
    • B01L2200/027—Fluid interfacing between devices or objects, e.g. connectors, inlet details for microfluidic devices
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2200/00—Solutions for specific problems relating to chemical or physical laboratory apparatus
    • B01L2200/06—Fluid handling related problems
    • B01L2200/0647—Handling flowable solids, e.g. microscopic beads, cells, particles
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2200/00—Solutions for specific problems relating to chemical or physical laboratory apparatus
    • B01L2200/06—Fluid handling related problems
    • B01L2200/0647—Handling flowable solids, e.g. microscopic beads, cells, particles
    • B01L2200/0652—Sorting or classification of particles or molecules
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2300/00—Additional constructional details
    • B01L2300/06—Auxiliary integrated devices, integrated components
    • B01L2300/0627—Sensor or part of a sensor is integrated
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2300/00—Additional constructional details
    • B01L2300/06—Auxiliary integrated devices, integrated components
    • B01L2300/0681—Filter
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2300/00—Additional constructional details
    • B01L2300/08—Geometry, shape and general structure
    • B01L2300/0809—Geometry, shape and general structure rectangular shaped
    • B01L2300/0816—Cards, e.g. flat sample carriers usually with flow in two horizontal directions
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2300/00—Additional constructional details
    • B01L2300/08—Geometry, shape and general structure
    • B01L2300/0848—Specific forms of parts of containers
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2300/00—Additional constructional details
    • B01L2300/08—Geometry, shape and general structure
    • B01L2300/0848—Specific forms of parts of containers
    • B01L2300/0851—Bottom walls
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2300/00—Additional constructional details
    • B01L2300/08—Geometry, shape and general structure
    • B01L2300/0861—Configuration of multiple channels and/or chambers in a single devices
    • B01L2300/087—Multiple sequential chambers
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L2300/00—Additional constructional details
    • B01L2300/16—Surface properties and coatings
    • B01L2300/161—Control and use of surface tension forces, e.g. hydrophobic, hydrophilic
    • B01L2300/163—Biocompatibility
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L3/00—Containers or dishes for laboratory use, e.g. laboratory glassware; Droppers
    • B01L3/50—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes
    • B01L3/502—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures
    • B01L3/5027—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip
    • B01L3/502715—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip characterised by interfacing components, e.g. fluidic, electrical, optical or mechanical interfaces
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L3/00—Containers or dishes for laboratory use, e.g. laboratory glassware; Droppers
    • B01L3/50—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes
    • B01L3/502—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures
    • B01L3/5027—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip
    • B01L3/502761—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip specially adapted for handling suspended solids or molecules independently from the bulk fluid flow, e.g. for trapping or sorting beads, for physically stretching molecules

Definitions

  • the present invention relates to the field of microfluidics.
  • Microfluidics implements systems of micrometric dimensions, the size of which is generally between a few tens and a few hundred microns.
  • control can concern the quantity of molecules interacting with the cancer cells, the concentration profile of the molecules to which the cancer cells are subjected, the evolution over time of the quantity of these molecules and / or the concentration profile of these molecules applied. to cancer cells, etc.
  • microfluidic systems can be used for toxicity tests of certain molecules on living cells and / or cellular tissues.
  • the control of the amount of molecules, possibly toxic, administered to the cells and the way in which these molecules are administered is necessary to determine the threshold of toxicity.
  • An example of a microfluidic system widely used to stimulate living cells is presented in document US Pat. No. 7,374,906. This microfluidic system makes it possible, in particular, to subject living cells to a concentration gradient of molecules whose profile is linear and stable over time. .
  • a major disadvantage of this type of microfluidic system is that living cells are subjected to a flow generating disturbing shear forces. This shearing effect is particularly troublesome when one seeks to study the chemotactic response of the growth cone of nerve cells. Indeed, the flow generates shear stresses that modify the response of the target cells in the best case, or even cause the death or tearing of the cells.
  • FIG. 1 The microfluidic system disclosed herein is shown in FIG. 1 in an exploded perspective view.
  • a base 11 made of polydimethylsiloxane (PDMS) comprising a central zone 12, of substantially square shape, connected to channels 13a, 13b, 13c and 13d arranged in the shape of a cross with respect to the central zone 12. It also comprises a membrane microporous 14 in polyester, covering the central zone 12 of the base 11 in PDMS. It finally comprises a PDMS cover 15, covering both the polyester membrane 14, the PDMS base 11 and the channels 13a, 13b, 13c, 13d (the cover 15 is truncated in FIG. 1).
  • PDMS polydimethylsiloxane
  • the microfluidic system 10 is thus separated into two parts by the membrane 14 made of polyester.
  • a first part forms a channel in which moving fluids can circulate, this channel being closed in its upper part by the membrane 14, the lower face of the membrane thus forming a wall of this channel subjected to a flow.
  • the fluid supply means are not shown. It should however be noted that a first fluid is introduced into the base 11 of the microfluidic system 10 via the inlet E1 and a second fluid is introduced into this base 11 of the microfluidic system 10 via the inlet E2, opposite to the E1 input. At least one of these fluids comprises molecules intended to stimulate living cells, passing through the membrane 14 made of polyester.
  • the fluids entering through the inlets E1, E2 thus circulate in the base 11 of the microfluidic system 10, are brought into face-to-face contact, which creates a mixing zone at the interface of these two fluids, and then comes out of this base 11 by the outputs S.
  • microfluidic system 10 To control the culture of living cells in time as well as in space, it is possible, with the microfluidic system 10, to adjust the flow rates of the fluids to establish a predetermined concentration profile of molecules on the membrane 14 of polyester.
  • the regulation of the flow of each of the two fluids makes it possible to create a very particular mixing zone at the interface between the two fluids, that is, to create a very specific concentration profile of molecules intended to stimulate living cells.
  • This mixing zone in which a concentration gradient is generated according to a given profile extends substantially along an axis A, shown in FIG. 1, passing through the two outputs S of the base 11.
  • the respective flow rates of the fluids from the inputs E1, E2 must be controlled very precisely to achieve a stable molecule concentration profile on the underside of the polyester membrane 14.
  • This control of the fluid flow rates is effected upstream of the microfluidic system 10, namely at the level of the fluid supply means themselves, the gradient being generated in the base 11, at the interface between both fluids.
  • the concentration profile applied to the living cells substantially corresponds to the profile applied to the lower face of the membrane. This is even more true that the membrane 14 has a low thickness of 10pm.
  • the slope of the concentration profile obtained at the living cell level depends on the fluid velocity in the microfluidic channel and the position of the interface between the two fluids from the inputs E1, E2.
  • the slope of the profile is very difficult to control.
  • the microfluidic system 10 implements a membrane 14 made of polyester, bonded by its underside on the edges of the base 11 in PDMS, of square shape, and glued, by its upper face, to the lid 15 made of PDMS.
  • a membrane 14 made of polyester bonded by its underside on the edges of the base 11 in PDMS, of square shape, and glued, by its upper face, to the lid 15 made of PDMS.
  • These materials are chosen because they allow in particular a bonding of the membrane 14, the base 11 and the lid 15 together according to a method specified in this document.
  • the presence of the cover 15 on the membrane 14 and the channels 13a, 13b, 13c, 13d makes it possible to reinforce the mechanical strength and the seal between the membrane 14 and the base 11, the bonding between the membrane 14 and the base 11 does not occur. effecting only on the edges of the base 11.
  • the bonding of the membrane 14 is performed using a prepolymer deposit of the PDMS, which allows an irreversible manufacture of the device by heating under pressure mechanical.
  • the microfluidic system To seal between the channel and the membrane 14, the microfluidic system must be closed by the lid. It is then necessary to culture the cells within the microfluidic system 10. This is not very practical for complex cell cultures, such as primary cultures of neurons, explants or tissue slices.
  • a PDMS lid 15 does not allow or makes it difficult to visualize the response of living cells to stimulation. This is all the more critical that a PDMS cover must have a certain thickness to allow its handling, this material having a low elastic modulus. A large thickness further decreases the optical qualities of this material. It is therefore very difficult to observe, by suitable optical means, the response of living cells arranged on the membrane.
  • An object of the invention is to overcome at least one of these disadvantages.
  • the invention proposes a microfluidic system for controlling a concentration profile of molecules capable of stimulating a target, for example formed by a set of living cells, the system comprising:
  • a microfluidic device comprising at least one microfluidic channel provided with at least one inlet orifice and at least one outlet orifice for at least one fluid;
  • At least one chamber or another microfluidic channel comprising a base intended to receive the target
  • At least one microporous membrane separating the chamber or the other microfluidic channel from the microfluidic channel
  • microporous membrane being disposed away from the base so that when the supply means provides the microfluidic channel said at least one fluid flowing in a laminar regime in contact with the microporous membrane, the molecules capable of stimulating the target then diffuse, after passing through the microporous membrane, through the chamber or said other microfluidic channel to finally form a stable concentration profile in this chamber or other microfluidic channel.
  • the system may provide other technical features, taken alone or in combination:
  • the microfluidic channel comprises a cover made of a material chosen from: glass or silicon, a non-elastomeric photocrosslinked polymer, a metal, an electrically conductive or semiconductive alloy, a ceramic, quartz, sapphire, an elastomer;
  • said at least one inlet orifice and said at least one outlet orifice for the fluids are formed in the lid;
  • the microfluidic channel comprises at least one photocured and / or thermoset resin wall
  • the microporous membrane extends transversely on the side wall of the microfluidic channel to close said channel in its lower part; the microfluidic channel is organized in several levels, each level comprising at least one inlet for at least one fluid;
  • the base of the chamber or of said other microfluidic channel is made of an optically transparent material
  • the microporous membrane extends transversely between the side walls of the chamber or of said other microfluidic channel to close said chamber or said other microfluidic channel in its upper part;
  • the microporous membrane is made of a material chosen from: glass, polycarbonate, polyester, polyethylene terephthalate, quartz, silicon, silica or silicon carbide;
  • the microporous membrane comprises pores whose density is between 10 3 and 10 10 pores / cm 2 ;
  • the pores have a hydraulic diameter of between ⁇ , ⁇ and 12 ⁇ , preferably between ⁇ , ⁇ and 3 ⁇ :
  • optical display means it comprises an optical display means
  • the optical means uses a photoactivation localization microscopy technique or a stimulated emission depletion microscopy technique.
  • FIG. 2 is a diagram of a microfluidic device according to the invention, in a partly cut perspective view;
  • FIGS. 3 (a) to 3 (d) represent, as the case may be, steps of a process for manufacturing the microfluidic device represented in FIG. 3 or intermediate structures obtained at the end of certain steps of this process;
  • FIGS. 4 (a) to 4 (c) show intermediate structures obtained during the manufacture of an assembly formed by a base and side walls of the device, said assembly being intended to form a part of the microfluidic device of FIG. 2;
  • FIGS. 6 (a) to 6 (c) all represent the microfluidic device according to the invention for cutting, for which it is possible to observe successively different stages of the stabilization, over time, of a concentration profile of molecules. for stimulating living cells in the chamber of the device;
  • FIG. 7 (a) represents another microfluidic channel of the microfluidic device according to the invention
  • FIG. 7 (b) represents fluids flowing in this first channel
  • FIG. 7 (c) represents a concentration profile obtained. in a chamber of the device according to the invention
  • FIG. 9 is a diagram, in a sectional view, of an alternative embodiment of the microfluidic device according to the invention, for generating more complex concentration profiles with the microfluidic device shown schematically in Figure 2;
  • FIG. 10 represents a spatially periodic concentration profile that can be obtained in the chamber of the microfluidic device according to FIG. 9;
  • FIGS. 11 (a) to 11 (c) show several intermediate structures obtained during a manufacturing process of the microfluidic device shown in FIG. 9.
  • the invention relates to a microfluidic system for controlling a concentration profile of molecules capable of stimulating a target, for example formed by a set of living cells, the system comprising a microfluidic device and at least one means for feeding this device with less a fluid comprising molecules capable of stimulating this target.
  • microfluidic device is described in support of FIG. 2 and a method of manufacturing this device is described in support of FIGS. 3 (a) to 3 (d) and 4 (a) to 4 (c).
  • FIGS. 3 (a) to 3 (d) and 4 (a) to 4 (c) will then describe, as non-limiting examples, particular forms of microfluidic channel that can be used within this device, in support of Figures 5 (a) and 6 (a).
  • FIG 2 there is shown a microfluidic device 1 according to the invention, in a partially cut perspective view.
  • This microfluidic device 1 comprises a lid 2, advantageously rigid, provided with two orifices 21, 22, a side wall 3 advantageously made of photocured and / or thermoset resin,
  • the side wall 3 of the device 1 is made of a single layer of photocured resin and / or thermoset.
  • the microfluidic device 1 also comprises, in its lower part, an opening 47 covered by a microporous membrane 5 extending transversely to the base of the side wall 3.
  • the side wall 3, the lid 2 and the microporous membrane 5 make it possible to define a microfluidic channel 4 whose inlet and outlet are constituted by said orifices 21, 22.
  • the microporous membrane 5 prevents the fluid intended to flow in the microfluidic channel 4 from passing on the other side of this membrane, the latter nevertheless allowing to spread the molecules capable of stimulating the target transported by the fluid in the microfluidic channel 4.
  • the microfluidic device 1 also comprises a base 6, advantageously rigid and transparent, and sidewalls 7a, 7b, advantageously made of photocured resin and / or thermoset. These sidewalls 7a, 7b, the base 6 and the microporous membrane form a chamber 8, constituting a culture chamber for the target cells. To form the chamber 8, four side walls are provided, these walls can actually be assimilated to a single contour, because the manufacturing method advantageously performs these walls in one piece.
  • the bottom of the chamber 8 is formed by the upper face 61 of the base 6, which is intended to receive the target, for example formed of living cells.
  • the living cells are therefore not intended to be placed on the microporous membrane 5, but away from it, on the base 6 of the chamber 8. They can thus be cultured under standard conditions, separately from the microfluidic device. 4.
  • the base 6 is made of an optically transparent material, for example glass. This is interesting because it is then possible to have an optical display means outside the device to visualize, for example, the response to a stimulation of the living cells arranged at the bottom of the chamber 8.
  • this limit speed is of the order ⁇ / s.
  • the shear stresses applied to the cells are negligible, even for a chamber 8 having a low height h ', for example 20 ⁇ ).
  • this hydraulic diameter will however be between 0.05 ⁇ and 3 ⁇ . Indeed, it should be noted that the use of a membrane with pores whose hydraulic diameter is less than 3 ⁇ will avoid any passage of flow in the chamber 8, for most conditions of use likely to be encountered.
  • microfluidic device is however more delicate (for example in the choice of flow rates in the microfluidic channel 4) to ensure that the fluid does not cross the microporous membrane. 5.
  • microporous membrane 5 can be made in various materials such as glass, quartz, silicon, silica or silicon carbide or polymers of the same nature as the polymers that can be used for the rest of the microfiuidic device. It is thus possible to use polycarbonate, polyester or polyethylene terephthalate.
  • microporous membranes have the advantage of being compatible with a method of manufacturing the microfiuidic device 1, which is described hereinafter with reference to FIGS. 3 (a) to 3 (d). They present also the advantage of being biocompatible and functionalized to be specifically permeable to various molecules. Functionalizable means that the microporous membrane 5 can be chemically modified to fulfill a particular function (retention of certain species, chemical reactions, etc.).
  • the device may have the following dimensions.
  • the height h of the microfluidic channel can be between 1 ⁇ and ⁇ ⁇ , advantageously between 10 ⁇ and 200 ⁇ . Its width (not shown) can be between 10 ⁇ and 2mm.
  • the height h 'of the chamber 8 may be 10 ⁇ and ⁇ , advantageously between 50 ⁇ and 20 ⁇ .
  • the distance between the entrance E and the exit S is a few centimeters.
  • An exemplary method of manufacturing the microfluidic device 1 according to the invention is a method which comprises at least the steps of:
  • the stamp T used in step (a) may be made of elastomeric material such as PDMS. It comprises a profile used as a mold complementary to that of the microfluidic device 1 that is to be produced.
  • the stamp T thus comprises a protuberance Ta corresponding to the channel 4 of the microfluidic device 1 that it is desired to obtain. It also comprises a hollow zone Tb surrounding the protrusion Ta, zone in which said first side wall 3 of the microfluidic device 1 is intended to be formed.
  • the support 2 'can also be made of PDMS and has a planar profile.
  • the microporous membrane 5 is previously arranged on the support 2 ', then the stamp T is pressed against the support 2'. The stamp T wedges the membrane 5 against the support 2 'via the protuberance a.
  • the photocurable and / or photopolymerizable resin in liquid form RL fills the volume located between the patch T and the support 2 'in an appropriate quantity, in particular in the hollow zone Tb of the patch T. This filling does not modify the position of the membrane microporous 5 because it is wedged between the stamp T and the support 2 '.
  • adhesives, adhesives or surface coatings usually used in the optical field are chosen.
  • Such resins when irradiated and photocrosslinked and / or photopolymerized, become solid.
  • the solid thus formed is transparent, free of bubbles or any other irregularity.
  • Such resins are generally based on monomers / comonomers / pre-polymers of the epoxy, epoxysilane, acrylate, methacrylate, acrylic acid or methacrylic acid type, but there may also be mentioned thiolene, polyurethane and urethane-acrylate resins.
  • the resins can be replaced by photocurable aqueous gels such as polyacrylamide gels and are chosen to be liquid at room temperature.
  • the resins can also be replaced by polydimethylsiloxane (PDMS).
  • PDMS polydimethylsiloxane
  • the polymerization and / or the crosslinking of these resins is carried out by photoactivation using any appropriate means, such as irradiation with visible UV radiation, I.R.
  • step (b) After filling with the liquid resin RL of the volume located between the stamp 1 'and the support 2', then a pressure P is applied to the stamp V to expel any excess resin.
  • a pressure P is applied to the stamp V to expel any excess resin.
  • the projections and in particular the protuberance of the stamp 1 'of elastomer are in contact with the support 2'.
  • the liquid resin takes the form of the hollow zones of the V patch.
  • the profile of the stamp V is adapted so that the photopolymerized and / or photocrosslinked resin defines other patterns. This is particularly the case for the microfluidic device 100 according to the invention which will be described later in support of FIG. 9.
  • the printing with a stamp 1 'elastomer in a resin in the liquid state allows to obtain structures of very small sizes with a very good resolution.
  • the removal of the support 2 ' is carried out without the microporous membrane peeling off the photopolymerized resin and / or photo-crosslinked, and without it being torn off or partially torn.
  • the cover 2 may be made of glass, silicon, a solid polymer film, a metal, a conductive or semiconductor alloy, a ceramic, quartz, sapphire, an elastomer.
  • a glass slide, a polymer film or a silicon slide is chosen.
  • the materials used to form the cover 2 are chosen according to the application that will be made of the microfluidic device 1.
  • a cover 2 of optically transparent material such as glass
  • optically transparent material such as glass
  • Another asset of the glass is its very good thermal conductivity which allows a homogeneous heating of the devices.
  • the arrangement of the microporous membrane 5 at the bottom of the microfluidic channel 4 makes its use compatible with standard living cell culture protocols. Indeed, it is then conceivable that the base 6 is a glass slide on which a culture of living cells is carried out, this blade then being fixed on the structure obtained at the end of step (c) to form the room 8 (culture room), as explained in the following description.
  • step (e- ⁇ ) to ( ⁇ ) The structure obtained at the end of steps (e- ⁇ ) to ( ⁇ ) is represented in FIG. 4 (a), in the case where step ( ⁇ 3) consists of a photo-irradiation of the liquid resin.
  • the mold 3 ' such as the stamp 1' and the support 2 ', can be made of an elastomer such as PDMS.
  • the photocurable and / or thermosetting liquid resin used to form the walls 7a, 7b may be chosen from the possibilities already described for the liquid resin used in step (a).
  • the liquid resins used for steps (a) and (e- ⁇ ) to ( ⁇ 3) are the same.
  • photocurable aqueous gels such as those previously described or polydimethylsiloxane (PDMS) could be used.
  • the base 6 can be chosen from the materials used for the lid.
  • an optically transparent material may be used to facilitate optical visualization by a dedicated device.
  • This optically transparent material may in particular be glass, the base 6 thus forming a glass cover usually used for the culture of living cells (CV).
  • CV living cells
  • the use of glass also makes it possible to take advantage of existing chemical and biological surface treatments for this substrate.
  • the mask 4 ' may have orifices 4'a, 4'b for photo-irradiating specific areas of the liquid resin to form said second sidewalls 7a, 7b of the microfluidic device.
  • step ( ⁇ ) Once the step ( ⁇ ) is complete, it remains only to remove the mask 4 'and the mold 3' during a step (e 4 ) to leave only the assembly formed by said second side walls 7a , 7b and the base 6. This assembly is shown in Figure 4 (b).
  • a step (e 5 ) is then carried out, the latter consisting in rinsing said assembly, for example by an ethanol / acetone mixture in 90/10 volume proportions. This rinsing makes it possible to remove all the non-photo-irradiated or unheated resin that can remain on the base 6.
  • this assembly can be strongly photo-irradiated, for example by UV, then perform an energetic rinsing in a neutral solution, such as water for several hours.
  • a living cell culture can then be performed on the upper face 61 of the base 6, as shown in Figure 4 (c). This culture is carried out under standard conditions. In particular, this culture can be carried out on a base 6 in the form of a conventional glass slide.
  • step (d) can be performed.
  • step (d) The operation performed in step (d) is shown in Fig. 3 (d).
  • the microfluidic device 1 is ready for use. It comprises in particular living cells on the upper face 61 of the base 6, which is opposite to the microporous membrane 5 within the chamber 8 (culture chamber).
  • this microfluidic device To use this microfluidic device 1, it is associated with a fluid supply means (not shown) also belonging to the microfluidic system according to the invention.
  • This feeding means makes it possible to feed the microfluidic channel with at least one fluid comprising molecules capable of stimulating living cells.
  • This supply means may for example be formed of a set of fluid reservoirs connected to the microfluidic channel 4 by capillaries. This means then makes it possible to carry out dilutions and / or mixtures between the different fluids coming from the different reservoirs, before entering the microfluidic channel.
  • microfluidic channel 4 may have a particular shape.
  • FIG. 5 (a) An example of a microfluidic channel 4 that can be used is shown schematically in FIG. 5 (a), in a perspective view.
  • the fluids F 1 , F 2 differ only in the presence, in one of the two fluids and in low concentration, of stimulation molecules for the target cells.
  • the fluids are fed into two branches 42, 43 which join into a common branch 44 having an interface 41 on which the microporous membrane 5 of the microfluidic device 1 is intended to be arranged.
  • the supply means provides two fluid sources, for the fluids Fi, F 2 respectively.
  • microfluidic channel 4 These fluids Fi, F2 are introduced into the microfluidic channel 4 through the inlets 420, 430. Moreover, the end of the common branch 44 has a common outlet 45 for the two fluids Fi, F 2 .
  • the general shape of the microfluidic channel 4 is a Y shape.
  • the inputs 420, 430 are to be brought closer to the inlet orifice 21 of FIG. 2 and that the outlet 45 is to be brought closer to the outlet orifice 22 of FIG. 2.
  • the microfluidic channel 4 is designed to circulate a single fluid, entering through a single orifice 21 and out through a single orifice 22.
  • FIG. 5 (b) schematizes the flow of fluids F 1, F 2 in the various branches of the microfluidic channel 4.
  • the fluids F 1, F 2 flow in a laminar flow, one next to the other. Since the flow is laminar, the fluids do not mix hydrodynamically.
  • the flow is considered laminar if the Reynolds number of the flow in this common branch 504 is smaller than the critical Reynolds number, which can easily be determined using fluid mechanics manuals.
  • the hydraulic diameter depends on the geometry of the common branch 44.
  • the flow is laminar for the fluids and flow velocities of these fluids usually used for the applications targeted by the invention.
  • the transport of these molecules is carried out first by diffusion through the microporous membrane 5, then by diffusion through the chamber 8, to finally reach the upper face 61 of the base 6 of the chamber 8, face 61 on which living cells are located.
  • the concentration profile takes some time to stabilize in the chamber.
  • the stabilization time t sta b is of the order of h ' 2 / D where h' is the height of the chamber 8 and D the diffusion coefficient of the molecules intended to stimulate the target cells in the chamber 8. It should be noted that to avoid too high stabilization times, the height of the chamber will generally be limited to 500 ⁇ .
  • Figures 6 (a) to 6 (c) show several steps in the scattering phenomenon, considering a "co-flow" type fluid supply.
  • the fluid F 2 comprises stimulation molecules for the living cells intended to be placed on the base 61 of the chamber 8.
  • the fluid F1 is neutral.
  • the power supply fluid arrives at the level of the microporous membrane 5 and the molecules begin to diffuse into the chamber 8.
  • it is in a transient state where the concentration profile is in the stabilization phase.
  • Figure 6 (c) the concentration profile is stabilized.
  • the diffusion is carried out mainly according to the height of the chamber 8 (culture chamber), that is to say a direction which is substantially perpendicular to the flow direction of the fluids Fi, F 2 in the channel microfluidic 4, even if this diffusion in the chamber 8 is also carried out in the other directions,
  • FIG. 5 (c) shows, in sectional view, what happens at the interface 41 with the microfluidic device 1.
  • the fluorescent solution F2 comprises molecules having a diffusion coefficient similar to that of the molecules usually used for the stimulation of living cells.
  • the fluorescent solution used may be fluorescein isothiocyanate, include a fluorescent protein called GFPuv for "Green Fluorescent Protein” according to the English terminology or include a protein associated with fluorescent molecules dextran-70MW-rhodamine. This is the dextran-70 protein coupled to fluorescent molecules of rhodamine-B.
  • the concentration profile of the fluorescent solution shown in FIG. 5 (c) is square (as in FIG. 6 (c) moreover ). Indeed, this fluorescent solution occupies only part of the microfluidic channel 4, the other part of said channel 4 being occupied by the neutral solution.
  • the device microfluidic material 1 was then observed by optical means 18 belonging to the microfluidic system according to the invention.
  • the concentration profile obtained on the upper face 61 of the base 6 is in the form of a curve representative of an "erf" type function. This form is obtained by the diffusion of the neutral and fluorescent solutions through the microporous membrane 5, then through the chamber 8.
  • microfluidic channel 4 Another form of microfluidic channel 4 'is shown in Figs. 7 (a) through 7 (c).
  • the fluids Fi, F 2 are fed into two branches 42 ', 43' which both end in the same pipe 44 'having three outlets leading to three coils (not referenced).
  • the first fluid F 1 passes through a first outlet and goes to a first coil
  • the second fluid F 2 passes through a second outlet and goes to a second coil
  • a mixture of the two fluids F 1 and F 2 finally passing through a central outlet of the pipeline 44 'and goes to a central coil.
  • the fluids meet in a common branch 45 'having an interface 41' with the microporous membrane 5 of the microfluidic device 1 according to the invention.
  • the end 46 'of the common branch 45' has an outlet for the fluids F 1 , F 2 .
  • Figure 7 (b) schematizes the flow of fluids Fi, F 2 in the various branches of the microfluidic channel 4 '.
  • the various fluids flow into the microfluidic channel 4 in a laminar regime.
  • FIG. 7 (c) shows, in a sectional view, the behavior of the fluids at the interface 41 '.
  • the experimental device used for this purpose is similar to that previously presented for the microfluidic channel 4 of the "co-flow" type.
  • FIG. 7 (c) shows in particular that the concentration profile in the microfluidic channel 4 'is in the form of a staircase. It also shows that the concentration profile obtained on the upper face 61 of the base 6 (optically transparent) has a linear central zone, which can be used to stimulate certain target cells,
  • microfluidic channel 4 'of the "tri-flow" type it is possible to apply a linear concentration profile in the center of the lid to living cells that are to be stimulated.
  • microfluidic system according to the invention is not limited to the use of first microfluidic channels 4, 4 'designed according to the only types "co-flow” or "tri-flow” described above. Also, other types of first microfluidic channels can be envisaged according to the concentration profile that it is desired to apply to living cells.
  • microfluidic system thus allows a much easier control of a concentration profile of molecules capable of stimulating a target, such as living cells.
  • the design of the microfluidic system according to the invention also has a dynamic behavior making it possible to rapidly perform numerous tests.
  • the microporous membrane 5 is a Cyclopore Whatman membrane with pores of 400 nm.
  • a first fluid F1 neutral solution
  • a second fluid F 2 was circulated in this same channel 4, the fluid F 2 being in this case formed by a fluorescent solution comprising molecules having a diffusion coefficient comparable to the molecules usually used to stimulate living cells.
  • FIG. 8 represents the evolution of the normalized intensity of the fluorescent solution measured by an optical means such as a confocal microscope located behind the base 6, as a function of time. The measurement of the microscope takes place at the base 6, which is in this case a glass slide.
  • the time of establishment of the concentration profile at this glass slide is between a few tens of seconds and a few minutes, depending on the nature of the fluorescent solution. Logically, the larger the molecules in this solution, the longer the setup time. In general, it is observed that the establishment times are relatively low, comparable to those of a diffusion over a distance of the order of the height h 'of the chamber 8 (chamber of culture) and make it possible to implement an experience quickly, with a stable concentration profile.
  • the tests can be done quickly, in a time typically between 1 h and 2 h. Then, we can move on to another test, with another culture.
  • the microfluidic system will comprise an optical device for viewing the culture chamber 8 through the base 6.
  • the base is advantageously made of an optically transparent material. It is thus easier to follow the response of living cells arranged on this base 6 to a stimulation of certain molecules.
  • FIG. 9 there is shown an alternative embodiment of the microfluidic device according to the invention, in a partial sectional view. Indeed, FIG. 9 only shows the upper part of the microfluidic device, an assembly comprising a base (capable, for example, of receiving a culture of living cells) and sidewalls capable of forming a chamber under the microporous membrane, being necessary for that the microfluidic device 100 can be used.
  • a base capable, for example, of receiving a culture of living cells
  • sidewalls capable of forming a chamber under the microporous membrane
  • the microfluidic device 100 has characteristics similar to the microfluidic device 1 described in support of FIG. 2 and can, as such, be used with a microfluidic channel 40 of the "coflow" or "triflow” type.
  • the microfluidic channel 40 may be powered by a fluid supply means such as that described above.
  • the microfluidic channel 40 is organized in several levels, in this case two levels 40 1 , 40 2 in the example shown in this FIG. 9.
  • Each level comprises a fluid inlet corresponding to an orifice 201, 202 formed in the cover 20, the fluid outlet 203 being common.
  • An advantage of implementing a microfluidic device comprising a multilevel microfluidic channel is to allow the application of more complex profiles of concentration of molecules capable of stimulating living cells. For example, it is conceivable to implement in the chamber 8 concave, convex or periodic concentration profiles, while maintaining a limited number of inputs and outputs for the fluids.
  • FIG. 10 also shows the result of a simulation obtained with a microfluidic device comprising a channel with two levels, making it possible to obtain a spatially periodic concentration profile.
  • On the abscissa is represented the width of the chamber 8 and on the ordinate, the normalized concentration of stimulation molecules.
  • the different solid curves represent the evolution over time of the simulated concentration profile until stabilization.
  • the dashed line corresponds to the experimental data obtained with fluorescein flow.
  • first channel 40 could provide more than two levels, depending on the complexity of the concentration profile that it is desired to apply.
  • Steps (a) and (b) are thus implemented to achieve the structure 200 shown in Fig. 11 (a).
  • the support used during these steps is referenced 20 'and a side wall 30 "closed at its base by the microporous membrane 5.
  • the structure 200 'shown in Figure 1 1 (b) is then implemented by implementing steps similar to the steps (a) to (c) mentioned above.
  • This fixation can be effected by photo-irradiation or heating, so that the side walls 30 "and 30"'are fixed to one another to form the side wall 30'.
  • This step makes it possible to form the second 4U 2 of the microfluidic channel 40.
  • step (d) a step similar to step (d) is used for an assembly comprising two second side walls of photocured and / or thermoset resin in order to form the chamber under the microporous membrane.
  • a method incorporating the steps (e- ⁇ ) to (e 3 ) previously described in support of Figures 4 (a) to 4 (c) is implemented for this purpose.
  • the devices 1, 100 described above comprise a chamber 8 (by nature closed when glued with the microfluidic channel 4, 40), in which the living cells are located.
  • This chamber 8 could include a culture gel, although advantageously this will not be the case.
  • this chamber can be replaced by a microfluidic channel, thus comprising openings advantageously arranged laterally.
  • the microfluidic device will then comprise the microfluidic channel 4, 40 in which the fluid flows and another microfluidic channel in which the living cells are located.
  • microfluidic system according to the invention are therefore multiple.
  • a concentration gradient of molecules intended to stimulate living cells having the desired shape (the examples cited above show a function-like gradient "erf", or a gradient of linear form in the central portion of the chamber 8 of the device 1, 100) at these living cells.
  • the concentration profile is established in the chamber 8, the living cells being disposed on a base of the device located away from the microporous membrane 5, and more precisely, opposite this membrane 5 within the chamber. 8 (this chamber can be replaced by a microfluidic channel).
  • the fluid supply means is then simple and provides only fluids whose flow can vary slightly without the concentration profile applied to the living cells substantially changes.
  • the control of the concentration profile at the living cell level is therefore easier, and less sensitive to any disturbances outside the microfluidic system.
  • the method of manufacturing the microfluidic device according to the invention also makes it possible to use a base of optically transparent material, for example a glass slide on which a cell culture can be carried out according to a standard method.
  • a base of optically transparent material for example a glass slide on which a cell culture can be carried out according to a standard method.
  • the observation of the behavior of living cells (growth, etc.) can thus be easily performed with an optical display means located behind the glass slide.
  • Optical observation can be performed at high spatial resolution because the base of optically transparent material can be very thin.
  • high resolution or even super-resolution fluorescence microscopy obtained using techniques such as photoactivated localization microscopy (PALM) can be carried out using techniques such as photoactivation localization microscopy (PALM). or stimulated emission depletion microscopy (STED for "STimulated-Emission-Depletion"), using a base formed with a glass slide 150 ⁇ thick.
  • PAM photoactivated localization microscopy
  • PAM photoactivation localization microscopy
  • STED stimulated emission depletion microscopy
  • this means of visualization makes it possible to know the concentration profile of the stimulating molecules applied to living cells. It is therefore much easier to experiment with correlations between the observed behavior of living cells and the concentration profile applied to them.
  • the invention finds particular application in the field of biology, for the culture, observation and study of living cells.
  • the microfluidic system can also be used for the production of biochips.
  • the advantages of the invention may be of interest for other fields of application, for example to determine thresholds of toxicity of certain molecules in cosmetology.

Landscapes

  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Biomedical Technology (AREA)
  • Hematology (AREA)
  • Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
  • Dispersion Chemistry (AREA)
  • Clinical Laboratory Science (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • Analytical Chemistry (AREA)
  • Wood Science & Technology (AREA)
  • Zoology (AREA)
  • Organic Chemistry (AREA)
  • Immunology (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • Biotechnology (AREA)
  • Microbiology (AREA)
  • Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
  • Urology & Nephrology (AREA)
  • General Engineering & Computer Science (AREA)
  • Genetics & Genomics (AREA)
  • Sustainable Development (AREA)
  • Cell Biology (AREA)
  • Tropical Medicine & Parasitology (AREA)
  • Toxicology (AREA)
  • Food Science & Technology (AREA)
  • Medicinal Chemistry (AREA)
  • Physics & Mathematics (AREA)
  • General Physics & Mathematics (AREA)
  • Pathology (AREA)
  • Apparatus Associated With Microorganisms And Enzymes (AREA)
  • Automatic Analysis And Handling Materials Therefor (AREA)
  • Physical Or Chemical Processes And Apparatus (AREA)

Abstract

L'invention concerne un système microfluidique pour contrôler un profil de concentration de molécules susceptibles de stimuler une cible, par exemple formée par un ensemble de cellules vivantes, le système comprenant : - un dispositif (1 ) microfluidique comprenant au moins un canal microfluidique (4) muni d'au moins un orifice d'entrée (21 ) et d'au moins un orifice de sortie (22) pour au moins un fluide; - au moins un moyen pour alimenter le canal microfluidique (4) avec au moins un fluide comprenant des molécules susceptibles de stimuler la cible; - au moins une chambre (8) ou un autre canal microfluidique comportant une base (6) destinée à recevoir la cible; et - au moins une membrane microporeuse (5) séparant la chambre (8) ou l'autre canal microfluidique du canal microfluidique (4), ladite membrane microporeuse (5) étant disposée à l'écart de la base (6) de sorte que lorsque le moyen d'alimentation fournit au canal microfluidique (4) ledit au moins un fluide s'écoulant selon un régime laminaire au contact de la membrane microporeuse (5), les molécules susceptibles de stimuler la cible diffusent alors, après avoir traversé la membrane microporeuse (5), à travers la chambre (8) ou ledit autre canal microfluidique pour finalement former un profil de concentration stable dans cette chambre (8) ou cet autre canal microfluidique.

Description

SYSTEME MICROFLUIDIQUE POUR CONTROLER UN PROFIL DE CONCENTRATION DE MOLECULES SUSCEPTIBLES DE STIMULER UNE CIBLE. La présente invention se rapporte au domaine de la microfluidique.
La microfluidique met en œuvre des systèmes de dimensions micrométriques, dont la taille est généralement comprise entre quelques dizaines et quelques centaines de microns.
Ces systèmes trouvent application dans de nombreux domaines comme les tests de diagnostic cellulaire, le développement de médicaments, la biologie fondamentale ou la cosmétologie.
Dans ces domaines, il existe une demande croissante de systèmes microfluidiques pour déterminer quantitativement la réponse de cellules vivantes à certaines molécules et particulièrement, la réponse à un profil de concentration spatialement et temporellement contrôlé.
Par exemple, il peut s'agir de mesurer la réponse de cellules cancéreuses à des molécules utilisées pour la chimiothérapie. Pour déterminer avec précision cette réponse, il est nécessaire d'exercer un contrôle sur l'application des molécules qui vont engendrer cette réponse. Ce contrôle peut concerner la quantité de molécules interagissant avec les cellules cancéreuses, le profil de concentration des molécules auxquelles les cellules cancéreuses sont soumises, l'évolution dans le temps de la quantité de ces molécules et/ou du profil de concentration de ces molécules appliqués aux cellules cancéreuses, etc.
Dans le domaine de la cosmétologie, des systèmes microfluidiques peuvent servir à des tests de toxicité de certaines molécules sur des cellules vivantes et/ou des tissus cellulaires. Le contrôle de la quantité de molécules, éventuellement toxiques, administrée aux cellules et la façon dont ces molécules sont administrées est nécessaire pour déterminer le seuil de toxicité. Un exemple de système microfluidique largement utilisé pour stimuler des cellules vivantes est présenté dans le document US 7 374 906. Ce système microfluidique permet notamment de soumettre les cellules vivantes à un gradient de concentration de molécules, dont le profil est linéaire et stable dans le temps.
Un inconvénient majeur de ce type de système microfluidique est que les cellules vivantes sont soumises à un flux générant des forces de cisaillement les perturbant. Cet effet de cisaillement est particulièrement gênant lorsque l'on cherche à étudier la réponse chimiotactique du cône de croissance de cellules nerveuses. En effet, le flux génère des contraintes de cisaillement qui modifient la réponse des cellules cibles dans le meilleur des cas, voire qui provoquent la mort ou l'arrachement des cellules.
Le comportement physiologique des cellules vivantes ainsi étudiées est perturbé avec le système divulgué dans ce document.
Des solutions ont donc été proposées pour soumettre des cellules vivantes à un gradient de concentration de molécules, sans qu'elles soient perturbées par un flux.
Un système microfluidique permettant d'appliquer un gradient de concentration de molécules susceptibles de stimuler des cellules vivantes est par exemple présenté dans l'article « Generating steep, shear-free gradients of small molécules for cell culture », Taesung Kim, Mikhail Pinelis et Michel M. Maharbiz, Biomed Microdevices (2009), vol. 11 , pp. 65-73.
Ce système microfluidique comprend un dispositif microfluidique 10 et des moyens (non représentés) pour alimenter le dispositif avec des fluides.
Le système microfluidique 10 divulgué dans ce document est représenté sur la figure 1 , selon une vue en perspective éclatée.
Il comprend une base 11 en polydiméthylsiloxane (PDMS) comportant une zone centrale 12, de forme sensiblement carrée, reliée à des canaux 13a, 13b, 13c et 13d disposés en forme de croix par rapport à la zone centrale 12. Il comprend également une membrane microporeuse 14 en polyester, recouvrant la zone centrale 12 de la base 11 en PDMS. Il comprend enfin un couvercle 15 en PDMS, recouvrant à la fois la membrane 14 en polyester, la base 11 en PDMS et les canaux 13a, 13b, 13c, 13d (le couvercle 15 est représenté de façon tronquée sur la figure 1 ).
Le système microfluidique 10 est ainsi séparé en deux parties par la membrane 14 en polyester.
Une première partie forme un canal dans lequel des fluides en mouvement peuvent circuler, ce canal étant fermé dans sa partie supérieure par la membrane 14, la face inférieure de la membrane formant ainsi une paroi de ce canal soumise à un flux.
Une deuxième partie est formée par la face supérieure de la membrane 14, opposée au canal, et sur laquelle se situent les cellules vivantes (CV) en culture.
Les moyens d'alimentation des fluides ne sont pas représentés. Il faut cependant noter qu'un premier fluide est introduit dans la base 11 du système microfluidique 10 par l'entrée E1 et qu'un deuxième fluide est introduit dans cette base 11 du système microfluidique 10 par l'entrée E2, opposée à l'entrée E1. L'un au moins de ces fluides comprend des molécules destinées à stimuler les cellules vivantes, en traversant la membrane 14 en polyester.
Les fluides entrant par les entrées E1 , E2 circulent ainsi dans la base 11 du système microfluidique 10, sont mis en contact face à face, ce qui crée une zone de mélange au niveau de l'interface de ces deux fluides, puis sortent de cette base 11 par les sorties S.
Pour contrôler la culture des cellules vivantes dans le temps comme dans l'espace, il est possible, avec le système microfluidique 10, de régler les débits des fluides pour établir un profil de concentration de molécules prédéterminé sur la membrane 14 en polyester.
Plus précisément, après avoir choisi les fluides adéquats, le réglage du débit de chacun des deux fluides permet de créer une zone de mélange bien particulière au niveau de l'interface entre les deux fluides, c'est- à-dire de créer un profil de concentration bien particulier de molécules destinées à stimuler les cellules vivantes. Cette zone de mélange dans laquelle un gradient de concentration est généré selon un profil déterminé s'étend sensiblement le long d'un axe A, représenté sur la figure 1 , passant par les deux sorties S de la base 11.
Ce système microfluidique présente cependant plusieurs inconvénients.
Premièrement, les débits respectifs des fluides provenant des entrées E1 , E2 doivent être contrôlés très précisément pour réaliser un profil de concentration de molécules stable sur la face inférieure de la membrane 14 en polyester.
Ce contrôle des débits de fluide s'effectue en amont du système microfluidique 10, à savoir au niveau des moyens d'alimentation en fluide eux-mêmes, le gradient étant quant à lui généré dans la base 11 , au niveau de l'interface entre les deux fluides.
Ainsi, une perturbation du débit de l'un ou de l'autre des deux fluides modifie l'interface entre les deux fluides et par suite, le profil de concentration de molécules sur la face inférieure de la membrane 14 est également modifié. La stabilité du profil de concentration est donc délicate à obtenir.
Par ailleurs, dans la mesure où les cellules vivantes sont disposées sur la face supérieure de la membrane 14, le profil de concentration appliqué sur les cellules vivantes correspond sensiblement au profil appliqué sur la face inférieure de la membrane. Ceci est d'autant plus vrai que la membrane 14 présente une épaisseur faible de 10pm.
Deuxièmement, la pente du profil de concentration obtenu au niveau des cellules vivantes dépend de la vitesse du fluide dans le canal microfluidique et de la position de l'interface entre les deux fluides provenant des entrées E1 , E2. La pente du profil est donc très délicate à contrôler.
Troisièmement, le système microfluidique 10 met en œuvre une membrane 14 en polyester, collée par sa face inférieure sur les bords de la base 11 en PDMS, de forme carrée, et collée, par sa face supérieure, au couvercle 15 réalisé en PDMS. Ces matériaux sont choisis car ils permettent notamment un collage de la membrane 14, de la base 11 et du couvercle 15 ensemble selon un procédé précisé dans ce document. La présence du couvercle 15 sur la membrane 14 et les canaux 13a, 13b, 13c, 13d permet de renforcer la tenue mécanique et l'étanchéité entre la membrane 14 et la base 11 , le collage entre la membrane 14 et la base 11 ne s'effectuant en effet que sur les bords de la base 11. Par ailleurs, le collage de la membrane 14 s'effectue à l'aide d'un dépôt de prépolymère du PDMS, ce qui permet une fabrication irréversible du dispositif par chauffage sous pression mécanique. Une fois la membrane 14 et le couvercle 15 collés, les cellules peuvent être insérées sur la membrane 14, par des ouvertures laissées sur le côté du couvercle 15.
Avec cette disposition et le choix de ces matériaux, une tenue mécanique et une étanchéité convenables peuvent ainsi être obtenues.
Pour assurer l'étanchéité entre le canal et la membrane 14, le système microfluidique doit être fermé par le couvercle. Il est alors nécessaire d'effectuer la culture des cellules à l'intérieur du système microfluidique 10. Ceci n'est pas très pratique pour des cultures cellulaires complexes, comme les cultures primaires de neurones, les explants ou les tranches de tissus.
De plus, un couvercle 15 en PDMS ne permet pas ou permet difficilement de visualiser la réponse des cellules vivantes à une stimulation. Ceci est d'autant plus critique qu'un couvercle en PDMS doit présenter une certaine épaisseur pour permettre sa manipulation, ce matériau présentant un faible module élastique. Une épaisseur importante diminue encore les qualités optiques de ce matériau. Il est donc très difficile d'observer, par un moyen optique adapté, la réponse des cellules vivantes disposées sur la membrane.
Un objectif de l'invention est de pallier l'un au moins de ces inconvénients.
Pour atteindre l'un au moins de ces objectifs, l'invention propose un système microfluidique pour contrôler un profil de concentration de molécules susceptibles de stimuler une cible, par exemple formée par un ensemble de cellules vivantes, le système comprenant :
- un dispositif microfluidique comprenant au moins un canal microfluidique muni d'au moins un orifice d'entrée et d'au moins un orifice de sortie pour au moins un fluide ;
- au moins un moyen pour alimenter le canal microfluidique avec au moins un fluide comprenant des molécules susceptibles de stimuler la cible ;
- au moins une chambre ou un autre canal microfluidique comportant une base destinée à recevoir la cible ; et
- au moins une membrane microporeuse séparant la chambre ou l'autre canal microfluidique du canal microfluidique,
ladite membrane microporeuse étant disposée à l'écart de la base de sorte que lorsque le moyen d'alimentation fournit au canal microfluidique ledit au moins un fluide s'écoulant selon un régime laminaire au contact de la membrane microporeuse, les molécules susceptibles de stimuler la cible diffusent alors, après avoir traversé la membrane microporeuse, à travers la chambre ou ledit autre canal microfluidique pour finalement former un profil de concentration stable dans cette chambre ou cet autre canal microfluidique.
Le système pourra prévoir d'autres caractéristiques techniques, prises seules ou en combinaison :
- le canal microfluidique comprend un couvercle réalisé en un matériau choisi parmi : du verre ou du silicium, un polymère photoréticulé non élastomérique, un métal, un alliage conducteur électrique ou semiconducteur, une céramique, du quartz, du saphir, un élastomère ;
- ledit au moins un orifice d'entrée et ledit au moins un orifice de sortie pour les fluides sont formés dans le couvercle ;
- le canal microfluidique comprend au moins une paroi en résine photodurcie et/ou thermodurcie ;
- la membrane microporeuse s'étend transversalement sur la paroi latérale du canal microfluidique pour fermer ledit canal dans sa partie inférieure ; - le canal microfluidique est organisé en plusieurs niveaux, chaque niveau comportant au moins un orifice d'entrée pour au moins un fluide ;
- la base de la chambre ou dudit autre canal microfluidique est réalisée en un matériau optiquement transparent ;
- la chambre ou ledit autre canal microfluidique comprend des parois latérales en résine photodurcie et/ou thermodurcie ;
- la membrane microporeuse s'étend transversalement entre les parois latérales de la chambre ou dudit autre canal microfluidique pour fermer ladite chambre ou ledit autre canal microfluidique dans sa partie supérieure ;
- la membrane microporeuse est réalisée en un matériau choisi parmi : le verre, le polycarbonate, le polyester, le polyéthylène téréphtalate, le quartz, le silicium, la silice ou le carbure de silicium ;
- la membrane microporeuse comprend des pores dont la densité est comprise entre 103 et 1010 pores/cm2 ;
- les pores présentent un diamètre hydraulique compris entre Ο,Οδμΐτι et 12μΐη, de préférence entre Ο,Οδμίη et 3μητι :
- il comprend un moyen de visualisation optique ;
- le moyen optique met en œuvre une technique de microscopie de localisation par photoactivation ou une technique de microscopie de déplétion par émission stimulée.
D'autres caractéristiques, buts et avantages de l'invention seront énoncés dans la description détaillée ci-après faite en référence aux figures suivantes :
- la figure 2 est un schéma d'un dispositif microfluidique selon l'invention, selon une vue en perspective partiellement coupée;
- les figures 3(a) à 3(d) représentent, selon le cas, des étapes d'un procédé de fabrication du dispositif microfluidique représenté sur la figure 3 ou des structures intermédiaires obtenues à l'issue de certaines étapes de ce procédé ; - les figures 4(a) à 4(c) représentent des structures intermédiaires obtenues lors de la fabrication d'un ensemble formé par une base et des parois latérales du dispositif, ledit ensemble étant destiné à former une partie du dispositif microfluidique de la figure 2 ;
- la figure 5(a) représente un canal microfluidique du dispositif microfluidique conforme à l'invention, la figure 5(b) représente des fluides s'écoulant dans ce premier canal selon l'invention et la figure 5(c) représente un profil de concentration obtenu dans une chambre du dispositif selon l'invention;
- les figures 6(a) à 6(c) représentent toutes le dispositif microfluidique selon l'invention en vue de coupe, pour lesquelles on peut observer successivement différentes étapes de la stabilisation, dans le temps, d'un profil de concentration de molécules destinées à stimuler des cellules vivantes dans la chambre du dispositif ;
- la figure 7(a) représente un autre canal microfluidique du dispositif microfluidique conforme à l'invention, la figure 7(b) représente des fluides s'écoulant dans ce premier canal et la figure 7(c) représente un profil de concentration obtenu dans une chambre du dispositif selon l'invention;
- la figure 8 représente l'évolution dans le temps pour l'établissement, par diffusion, d'un régime permanent de molécules destinées à stimuler des cellules vivantes, et ce pour différentes solutions ;
- la figure 9 est un schéma, selon une vue en coupe, d'une variante de réalisation du dispositif microfluidique selon l'invention, permettant de générer des profils de concentration plus complexes qu'avec le dispositif microfluidique schématisé sur la figure 2 ;
- la figure 10 représente un profil de concentration périodique spatialement, susceptible d'être obtenu dans la chambre du dispositif microfluidique selon la figure 9 ;
- les figures 11(a) à 11(c) représentent plusieurs structures intermédiaires obtenues au cours d'un procédé de fabrication du dispositif microfluidique représenté sur la figure 9. L'invention concerne un système microfluidique pour contrôler un profil de concentration de molécules susceptibles de stimuler une cible, par exemple formée par un ensemble de cellules vivantes, le système comprenant un dispositif microfluidique et au moins un moyen d'alimentation de ce dispositif avec au moins un fluide comportant des molécules susceptibles de stimuler cette cible.
Le dispositif microfluidique est décrit à l'appui de la figure 2 et un procédé de fabrication de ce dispositif est décrit à l'appui des figures 3(a) à 3(d) et 4(a) à 4(c), Nous décrirons ensuite, à titre d'exemples non limitatifs, des formes particulières de canal microfluidique pouvant être utilisé au sein de ce dispositif, à l'appui des figures 5(a) et 6(a).
Sur la figure 2, on a représenté un dispositif microfluidique 1 conforme à l'invention, selon une vue en perspective partiellement coupée.
Ce dispositif microfluidique 1 comprend un couvercle 2, avantageusement rigide, muni de deux orifices 21 , 22, une paroi latérale 3 avantageusement réalisée en résine photodurcie et/ou thermodurcie, La paroi latérale 3 du dispositif 1 est réalisée dans une seule couche de résine photodurcie et/ou thermodurcie.
Le dispositif microfluidique 1 comprend également, dans sa partie inférieure, une ouverture 47 recouverte par une membrane microporeuse 5 s'étendant transversalement à la base de la paroi latérale 3. La paroi latérale 3, le couvercle 2 et la membrane microporeuse 5 permettent de définir un canal microfluidique 4 dont l'entrée et la sortie sont constituées par lesdits orifices 21 , 22.
La membrane microporeuse 5 empêche le fluide destiné à s'écouler dans le canal microfluidique 4 de passer de l'autre Côté de cette membrane, cette dernière laissant cependant diffuser les molécules susceptibles de stimuler la cible transportées par le fluide dans le canal microfluidique 4.
Le dispositif microfluidique 1 comprend également une base 6, avantageusement rigide et transparente, et des parois latérales 7a, 7b, avantageusement réalisées en résine photodurcie et/ou thermodurcie. Ces parois latérales 7a, 7b, la base 6 et la membrane microporeuse permettent de former une chambre 8, constituant une chambre de culture pour les cellules cibles. Pour former la chambre 8, quatre parois latérales sont prévues, ces parois pouvant en réalité être assimilées à un seul contour, car le procédé de fabrication réalise avantageusement ces parois d'un seul tenant.
Le fond de la chambre 8 est formé par la face supérieure 61 de la base 6, laquelle est destinée à recevoir la cible par exemple formée de cellules vivantes. Les cellules vivantes ne sont donc pas destinées à être disposées sur la membrane microporeuse 5, mais à l'écart de celle-ci, sur la base 6 de la chambre 8. Elles peuvent ainsi être cultivées dans des conditions standard, séparément du dispositif microfluidique 4.
La membrane microporeuse 5 sépare ainsi le dispositif en deux canaux microfluidiques 4, 8 distincts. Le canal microfluidique 4 permet de faire circuler un fluide comportant des molécules susceptibles de stimuler la cible. Ceci s'effectue, comme cela sera expliqué de façon plus détaillée dans la suite de la description, par diffusion à travers la membrane microporeuse 5 vers la chambre 8, puis par diffusion à travers la chambre 8 (chambre de culture) au fond duquel se trouve, par exemple, des cellules vivantes (CV) qu'on cherche à stimuler.
Avantageusement, la base 6 est réalisée en un matériau optiquement transparent, par exemple du verre. Ceci est intéressant, car il est alors possible de disposer un moyen de visualisation optique à l'extérieur du dispositif pour visualiser, par exemple, la réponse à une stimulation des cellules vivantes disposées au fond de la chambre 8.
Le couvercle 2 peut être réalisé en un matériau choisi parmi : du verre ou du silicium, un polymère photoréticulé non élastomérique, un métal, un alliage conducteur électrique ou semi-conducteur, une céramique, du quartz, du saphir, un élastomère. La dimension des pores de la membrane microporeuse 5 est choisie pour éviter tout passage de fluide entre le premier canal mircrofluidique 4 et la chambre 8. Si les pores sont cylindriques, cette dimension est assimilable au diamètre de pore. Plus généralement, on pourra assimiler la dimension d'un pore au diamètre hydraulique de celui-ci.
La membrane microporeuse 5 ne peut en réalité pas être totalement étanche à un passage de fluide. Aussi, on peut considérer que les cellules situées dans le fond de la chambre 8 ne sont soumises à aucun flux si la vitesse de traversée du fluide à travers la membrane microporeuse 5 est inférieure à une valeur limite.
On peut par exemple considérer que cette vitesse limite est de l'ordre Ιμΐη/s. Dans ce cas, les contraintes de cisaillement appliquées aux cellules sont négligeables, même pour une chambre 8 présentant une hauteur h' faible, par exemple de 20μιτ).
Par ailleurs, la vitesse dans le canal microfluidique 4 sera généralement comprise entre ΙΟΟμΐη/s et ΙΟΟΟμηι/s.
Aussi, pour obtenir la valeur limite de Ιμΐτι/s, la résistance hydraulique Rh.membrane de la membrane microporeuse 5 doit être, selon la vitesse du fluide dans le canal 4, de 100 à 1000 fois supérieure à la résistance hydraulique Rh, canal du canal microfluidique 4.
En particulier, si la vitesse d'écoulement du fluide dans le canal microfluidique 4 est de ΙΟΟΟμΐτι/s, alors il faut respecter l'inégalité :
1000*Rh, canal < Rh.membrane (R1 ) pour s'assurer que la vitesse du fluide à travers la membrane 5 est bien inférieure à la valeur limite considérée de Ιμηη/s.
Par ailleurs, si on considère un canal microfluidique 4 rectangulaire de hauteur h, de largeur w et de longueur L, et une membrane microporeuse 5 d'épaisseur e et présentant des pores identiques et cylindriques de rayon rpore. avec une densité surfacique de pores p, alors la relation (R1 ) s'écrit sous la forme:
1000*μ.Ι_/ (w.h3 ) < μ.β/( rpore 4. p. Lw) (R2)
Soit : Θ = rpore 4.p/e < 10"3* h3/L2 (R3)
Pour un canal microfluidique 4 de hauteur h = 100 μηη, de largeur w = 1000 μτη et de longueur L = 1000 pm alors le terme Θ doit être inférieur à 10"9 m pour respecter la relation (R3). De plus, si on considère des pores cylindriques de rayon de 1 μΐη et une épaisseur de membrane de 10 μπΊ, alors la densité surfacique de pores p doit être inférieure à 106 pores/cm2.
La relation (R3) peut bien entendue être généralisée en fonction de la valeur considérée de la vitesse limite du fluide passant à travers la membrane microporeuse 5 d'une part, et de la vitesse d'écoulement de ce fluide dans le canal microfluidique 4 d'autre part.
La membrane microporeuse 5 pourra présenter des pores dont le diamètre hydraulique est compris entre 0,05 μητι βί 12μιτι. En particulier, si le pore est cylindrique alors, le diamètre hydraulique du pore correspond à son diamètre.
Avantageusement, ce diamètre hydraulique sera cependant compris entre 0,05 μΐη et 3μΐη. En effet, il convient de noter que l'utilisation d'une membrane avec des pores dont le diamètre hydraulique est inférieur à 3μΐη évitera tout passage de flux dans la chambre 8, pour la plupart des conditions d'utilisation susceptibles d'être rencontrées.
Actuellement, les fabricants de membranes proposent sur le marché des membranes dont le diamètre hydraulique des pores est généralement supérieur à 0,2μητι. Dans le cadre de l'invention, les pores pourront donc présenter des diamètres hydrauliques avantageusement compris entre 0,2μητι et 3μπι. Cependant, il n'y a en théorie pas de limite inférieure pour le diamètre hydraulique des pores, ce qui explique pourquoi il est envisageable de mettre en œuvre des pores dont le diamètre hydraulique atteint Ο,Οδμΐτι.
Si des pores de dimensions plus importantes sont utilisés, l'utilisation du dispositif microfiuidique est cependant plus délicate (par exemple dans le choix des débits d'écoulement dans le canal microfiuidique 4) pour s'assurer que le fluide ne traverse pas la membrane microporeuse 5.
La densité des pores peut quant à elle être comprise entre 103 et 1010 pores/cm2. La hauteur des pores peut être comprise entre 50nm et 100μΐη.
Par ailleurs, la membrane microporeuse 5 peut être réalisée dans divers matériaux tels que le verre, le quartz, le silicium, la silice ou le carbure de silicium ou encore des polymères de même nature que les polymères susceptibles d'être employés pour le reste du dispositif microfiuidique. On peut ainsi employer du polycarbonate, du polyester ou du polyéthylène téréphtalate.
Selon un premier exemple, on peut prévoir une membrane microporeuse 5 en polycarbonate, dont le diamètre hydraulique des pores est comprise entre 0,2μΐτι et 1 μΐτι, par exemple de type cyclopore de la société Whatman (Whatman Cyclopore™). Selon un deuxième exemple, on peut prévoir une membrane microporeuse 5 en polyester, dont le diamètre hydraulique des pores est comprise entre 0,4μΐτι et 3μΐτι, par exemple de type Transwell de la société Corning (Corning® Transwell®). Selon un troisième exemple, on peut prévoir une membrane microporeuse 5 en polyéthylène téréphtalate, dont le diamètre hydraulique des pores est compris entre 0,4μΐη et δμητι, par exemple de type « Track-Etched » de la société Becton Dickinson.
Ces membranes microporeuses présentent l'avantage d'être compatibles avec un procédé de fabrication du dispositif microfiuidique 1 , qui est décrit ci-après en référence aux figures 3(a) à 3(d). Elles présentent également l'avantage d'être biocompatibles et fonctionnalisâmes pour être spécifiquement perméables à des molécules variées. Par fonctionnalisable, on entend que la membrane microporeuse 5 peut être modifiée chimiquement pur remplir une fonction particulière (rétention de certaines espèces, réactions chimiques,...).
De manière générale, le dispositif pourra présenter les dimensions suivantes. La hauteur h du canal microfluidique peut être comprise entre 1 μηι et Ι ΟΌΟμητι, avantageusement entre 10μηι et 200μΐη. Sa largeur (non représentée) peut être comprise entre 10μΐτι et 2mm. La hauteur h' de la chambre 8 peut être comprise 10μηι et ΙΟΟΌμΐη, avantageusement entre 50μΐη et 20Όμΐτι. Par ailleurs, la distance entre l'entrée E et la sortie S est de quelques centimètres.
Un exemple de procédé de fabrication du dispositif microfluidique 1 selon l'invention est un procédé qui comporte au moins les étapes consistant à:
(a) utiliser un timbre 1 ' en un matériau élastomérique pour imprimer un liquide photodurcissable et/ou thermodurcissable placé sur un support 2' muni de la membrane microporeuse 5 ;
(b) photo-irradier et/ou chauffer le liquide L pour former une première paroi latérale 3 fermée à sa base par la membrane microporeuse 5 ;
(c) coller le couvercle 2 muni d'au moins deux orifices 21 , 22 sur la première paroi latérale 3, du côté opposé au support 2' pour former le canal microfluidique 4, dans lequel un fluide peut circuler;
(d) après avoir retiré le support 2', coller sur la partie de la première paroi latérale 3, rendue accessible par le retrait du support 2', un ensemble comprenant au moins la base 6 et lesdites au moins deux deuxièmes parois latérales 7a, 7b en résine photodurcie et/ou thermodurcie, pour former la chambre 8.
Ce procédé s'appuie sur le procédé divulgué dans le document WO 2008/009803. L'opération effectuée lors de l'étape (a) est représentée sur la figure 3(a).
Le timbre T utilisé lors de l'étape (a) peut être réalisé en matériau élastomère tel que le PDMS. Il comporte un profil utilisé comme moule complémentaire de celui du dispositif microfluidique 1 que l'on veut produire. Le timbre T comporte ainsi une protubérance Ta correspondant au canal 4 du dispositif microfluidique 1 que l'on souhaite obtenir. Il comporte également une zone creuse Tb entourant la protubérance Ta, zone dans laquelle ladite première paroi latérale 3 du dispositif microfluidique 1 est destinée à être formée. Le support 2' peut également être réalisé en PDMS et présente un profil plan.
La membrane microporeuse 5 est préalablement disposée sur le support 2', puis le timbre T est pressé contre le support 2'. Le timbre T coince ainsi la membrane 5 contre le support 2' par l'intermédiaire de la protubérance l 'a.
Ensuite, la résine photoréticulable et/ou photopolymérisable sous forme liquide RL remplit le volume situé entre le timbre T et le support 2' en quantité appropriée, notamment dans la zone creuse Tb du timbre T. Ce remplissage ne modifie pas la position de la membrane microporeuse 5, car cette dernière est coincée entre le timbre T et le support 2'.
La résine photoréticulable et/ou photopolymérisable est une solution ou une dispersion à base de monomères et/ou de pré-polymères. On utilise dans le procédé de l'invention des résines photoréticulables et/ou photopolymérisables habituellement utilisées comme adhésifs, colles ou revêtements de surface.
Avantageusement, on choisit des adhésifs, colles ou revêtements de surface habituellement employés dans le domaine optique. De telles résines, lorsqu'elles ont été irradiées et photoréticulées et/ou photopolymérisées, deviennent solides. De préférence, le solide ainsi formé est transparent, dépourvu de bulles ou de toute autre irrégularité. De telles résines sont généralement à base de monomères/comonomères/pré-polymères de type époxy, époxysilane, acrylate, méthacrylate, acide acrylique, acide méthacrylique, mais on peut encore citer des résines thiolène, polyuréthane, uréthane-acrylate. Les résines peuvent être remplacées par des gels aqueux photoréticulables comme des gels de polyacrylamide et elles sont choisies pour être liquides à la température ambiante. Les résines peuvent également être remplacées par du polydiméthylsiloxane (PDMS).
Parmi les résines photoréticulables utilisables dans la présente invention, on peut citer les produits commercialisés par la société Norland Optics sous la marque NOA® Norland Optical Adhesives, comme par exemple les produits NOA81 et NOA60, les produits commercialisés par la société Dymax dans la gamme « Dymax Adhesive and light curing Systems », les produits commercialisés par la société Bohle dans la gamme « UV adhesives », les produits commercialisés par la société Sartomer sous les références commerciales SR492 et SR499.
La polymérisation et/ou la réticulation de ces résines s'effectue par photoactivation à l'aide de tout moyen approprié, tel qu'une irradiation par des rayonnements U.V., visible, I.R.
On choisit préférentiellement une résine qui, une fois polymérisée et/ou réticulée, est rigide et non souple, car les résines élastomériques ont tendance à se déformer lorsque l'on fait circuler des fluides sous pression dans le dispositif microfluidique 1. Toutefois, pour certaines applications, comme l'étude de l'élasticité de cellules vivantes, l'utilisation de résines photoréticulables élastomériques n'est pas exclue.
Après le remplissage avec la résine liquide RL du volume situé entre le timbre 1 ' et le support 2', on applique alors une pression P au timbre V pour chasser d'éventuels excès de résine. Sur la figure 2, les parties saillantes et notamment la protubérance l 'a du timbre 1 ' en élastomère sont au contact du support 2'. La résine liquide prend la forme des zones creuses du timbre V. La structure obtenue à l'issue de l'étape (b) est représentée sur la figure 3(b).
Lors de l'étape (b), l'irradiation de la résine est faite dans l'axe perpendiculaire à la base du dispositif, au travers du timbre 1 '. L'irradiation doit être dosée de façon, si on le souhaite, à laisser sur la superficie de ladite première paroi latérale 3 en résine, des sites de polymérisation et/ou de réticulation actifs. Puis, le timbre 1 ' est ôté du dispositif. Sur la figure 3(b), on observe la première paroi latérale 3 en résine photo-polymérisée et/ou photoréticulée, de profil complémentaire de celui des zones creuses du timbre 1 '.
On comprend qu'il est possible de prévoir que le profil du timbre V soit adapté pour que la résine photo-polymérisée et/ou photoréticulée définisse d'autres motifs. C'est notamment le cas pour le dispositif microfluidique 100 conforme à l'invention qui sera décrit ultérieurement à l'appui de la figure 9.
L'impression à l'aide d'un timbre 1 ' en élastomère dans une résine à l'état liquide permet d'obtenir des structures de très petites tailles avec une très bonne résolution.
On fixe alors, lors de l'étape (c), le couvercle 2 comportant aux moins deux orifices 21 , 22 sur le dispositif, du côté de ladite première paroi latérale 3 précédemment en contact avec le timbre l'. Le support 2' peut alors être retiré. La structure obtenue à l'issue de l'étape (c) est représentée sur la figure 3(c).
Le retrait du support 2' s'effectue sans que la membrane microporeuse ne se décolle de la résine photo-polymérisée et/ou photo- réticulée, et sans qu'elle soit arrachée ou partiellement déchirée.
Le couvercle 2 peut être réalisé avec du verre, du silicium, un film de polymère solide, un métal, un alliage conducteur ou semi-conducteur, une céramique, du quartz, du saphir, un élastomère.
De préférence, on choisit une lame de verre, un film de polymère ou une lame de silicium. Les matériaux utilisés pour former le couvercle 2 sont choisis en fonction de l'application qui sera faite du dispositif microfluidique 1.
Ainsi, un couvercle 2 en matériau optiquement transparent, comme le verre, est plus approprié pour faciliter l'observation, la détection optique (transparence). Un autre atout du verre est sa très bonne conductivité thermique qui permet d'effectuer un chauffage homogène des dispositifs.
Il convient de noter que la disposition de la membrane microporeuse 5 en partie inférieure du canal microfluidique 4 rend son utilisation compatible avec les protocoles standards de culture de cellules vivantes. En effet, il est alors envisageable que la base 6 soit une lame de verre sur laquelle s'effectue une culture de cellules vivantes, cette lame étant ensuite fixée sur la structure obtenue à l'issue de l'étape (c) pour former la chambre 8 (chambre de culture), comme cela est expliqué dans la suite de la description.
L'ensemble comprenant une base 6 et deux deuxièmes parois latérales 7a, 7b peut être réalisé à partir des étapes de procédé suivantes :
(ei) utiliser un moule 3' ouvert en matériau élastomérique présentant une face de support 3'a et une cavité 3'b destinée à recevoir une résine liquide RL photodurcissable et/ou thermodurcissable ;
(e2) disposer la base 6 sur la face de support 3'a du moule 3' ;
(ββ) disposer un masque 4' sur la base 6, puis photo-irradier ou chauffer pour former lesdites deuxièmes parois latérales 7a, 7b.
La structure obtenue à l'issue des étapes (e-ι) à (ββ) est représentée sur la figure 4(a), dans le cas où l'étape (β3) consiste en une photo-irradiation de la résine liquide.
Le moule 3', comme le timbre 1 ' et le support 2', peut être réalisé en un élastomère tel que le PDMS.
La résine liquide photodurcissable et/ou thermodurcissable utilisée pour former les parois 7a, 7b peut être choisie parmi les possibilités déjà décrites pour la résine liquide employée lors de l'étape (a). De préférence, les résines liquides employées pour les étapes (a) et (e-ι) à (β3) sont les mêmes. En variante, on pourrait utiliser des gels aqueux photoréticulables tels que ceux décrits précédemment ou du polydiméthylsiloxane (PDMS).
La base 6 peut être choisie parmi les matériaux employés pour le couvercle. Avantageusement, on pourra utiliser un matériau optiquement transparent pour faciliter la visualisation optique par un dispositif dédié. Ce matériau optiquement transparent peut notamment être du verre, la base 6 formant ainsi un couvercle de verre usuellement utilisé pour la culture de cellules vivantes (CV). L'utilisation du verre permet par ailleurs de profiter des traitements de surfaces chimiques et biologiques existant pour ce substrat.
Le masque 4' peut présenter des orifices 4'a, 4'b permettant de photo-irradier des zones précises de la résine liquide afin de former lesdites deuxièmes parois latérales 7a, 7b du dispositif microfluidique.
Une fois l'étape (ββ) terminée, il ne reste plus qu'à retirer le masque 4' et le moule 3' lors d'une étape (e4) pour ne laisser que l'ensemble formé par lesdites deuxièmes parois latérales 7a, 7b et la base 6. Cet ensemble est représenté sur la figure 4(b).
Généralement, une étape (e5) est alors effectuée, celle-ci consistant à rincer ledit ensemble, par exemple par un mélange éthanol/acétone dans des proportions volumiques 90/10. Ce rinçage permet de retirer toute la résine non photo-irradiée ou non chauffée susceptible de rester sur la base 6.
Puis, on effectue une culture de cellules vivantes (CV) avant que cet ensemble ne soit disposé avec la structure obtenue à l'issue de l'étape (c) et avant de commencer l'étape (d).
Pour cela, il faut rendre cet ensemble biocompatible.
A cet effet, on peut photo-irradier fortement cet ensemble, par exemple par UV, puis effectuer un rinçage énergique dans une solution neutre, telle que l'eau pendant plusieurs heures. Enfin, une culture de cellules vivantes peut alors être effectuée sur la face supérieure 61 de la base 6, comme représenté sur la figure 4(c). Cette culture s'effectue dans des conditions standards. En particulier, cette culture peut s'effectuer sur une base 6 se présentant sous la forme d'une lame de verre classique.
Une fois cette culture terminée, l'étape (d) peut être réalisée.
L'opération effectuée lors de l'étape (d) est représentée sur la figure 3(d).
Une fois l'étape (d) réalisée, le dispositif microfluidique 1 est prêt à l'emploi. Il comprend notamment des cellules vivantes sur la face supérieure 61 de la base 6, laquelle est opposée à la membrane microporeuse 5 au sein de la chambre 8 (chambre de culture).
Pour utiliser ce dispositif microfluidique 1 , celui-ci est associé à un moyen d'alimentation en fluide (non représenté) appartenant également au système microfluidique selon l'invention. Ce moyen d'alimentation permet d'alimenter le canal microfluidique avec au moins un fluide comportant des molécules susceptibles de stimuler des cellules vivantes.
Ce moyen d'alimentation peut par exemple être formé d'un ensemble de réservoirs de fluide, relié au canal microfluidique 4 par des capillaires. Ce moyen permet alors d'effectuer des dilutions et/ou des mélanges entre les différents fluides provenant des différents réservoirs, avant l'entrée dans le canal microfluidique.
Par ailleurs, le canal microfluidique 4 peut présenter une forme particulière.
Un exemple de canal microfluidique 4 susceptible d'être utilisé est schématisé sur la figure 5(a), selon une vue en perspective.
Il s'agit d'un canal microfluidique 4 pour deux fluides différents F-i , F2. Les fluides F-i , F2 diffèrent seulement par la présence, dans l'un des deux fluides et en faible concentration, de molécules de stimulation pour les cellules cibles. Les fluides sont amenés dans deux branches 42, 43 qui se joignent en une branche commune 44 comportant une interface 41 sur laquelle la membrane microporeuse 5 du dispositif microfluidique 1 est destinée à être disposée.
On comprend que, dans ce cas particulier, le moyen d'alimentation prévoit deux sources de fluide, pour les fluides F-i , F2 respectivement.
Ces fluides F-i, F2 sont introduits dans le canal microfluidique 4 par les entrées 420, 430. Par ailleurs, l'extrémité de la branche commune 44 comporte une sortie commune 45 pour les deux fluides Fi, F2. La forme générale du canal microfluidique 4 est une forme en Y.
II convient de noter que les entrées 420, 430 sont à rapprocher de l'orifice d'entrée 21 de la figure 2 et que la sortie 45 est à rapprocher de l'orifice de sortie 22 de la figure 2. Sur la figure 2, le canal microfluidique 4 est conçu pour ne faire circuler qu'un seul fluide, entrant par un seul orifice 21 et sortant par un seul orifice 22.
La figure 5(b) schématise l'écoulement des fluides F-i, F2 dans les différentes branches du canal microfluidique 4. En particulier, on note que, dans la branche commune 44, les fluides F-i , F2 s'écoulent en régime laminaire, l'un à côté de l'autre. L'écoulement étant laminaire, les fluides ne se mélangent pas hydrodynamiquement.
De manière connue, l'écoulement est considéré comme laminaire si le nombre de Reynolds de l'écoulement dans cette branche commune 504 est inférieur à nombre de Reynolds critique, lequel peut être aisément déterminé à l'aide de manuels de mécanique des fluides.
Le nombre de Reynolds est un nombre sans dimension défini par la relation Re = (V.Dh)/v où V est la vitesse des fluides dans la branche commune 44, Dh le diamètre hydraulique de la branche commune 44 et v la viscosité cinématique des fluides. Le diamètre hydraulique dépend de la géométrie de la branche commune 44.
Compte tenu de la forme du canal microfluidique, le nombre de Reynolds critique est de l'ordre de 2300. Compte tenu de la nature de cet écoulement, on parle de moyen d'alimentation de type « co-flow ».
En pratique, les dimensions du canal microfluidique 40 étant micrométriques, l'écoulement est laminaire pour les fluides et les vitesses d'écoulement de ces fluides usuellement employés pour les applications visées par l'invention.
Ces fluides F-i, F2 sont destinés à s'écouler dans le canal microfluidique 4 du dispositif microfluidique 1 , tous deux au contact de la membrane microporeuse 5, mais pas dans la chambre 8 (chambre de culture).
Le transport des molécules (contenues dans l'un au moins des deux fluides Fi ou F2) susceptibles de stimuler les cellules vivantes, entre le canal microfluidique 4 et lesdites cellules installées sur la base 6 de la chambre 8, s'effectue alors par diffusion dans la chambre 8, à travers la membrane microporeuse 5.
Plus précisément, le transport de ces molécules s'effectue d'abord par diffusion à travers la membrane microporeuse 5, puis par diffusion à travers la chambre 8, pour enfin atteindre la face supérieure 61 de la base 6 de la chambre 8, face 61 sur laquelle les cellules vivantes sont situées.
Le profil de concentration met cependant un certain temps avant de se stabiliser dans la chambre. En particulier, au niveau de la base 6 de la chambre 8, le temps de stabilisation tstab est de l'ordre de h'2/D où h' est la hauteur de la chambre 8 et D le coefficient de diffusion des molécules destinées à stimuler les cellules cibles dans la chambre 8. Il convient de noter que pour éviter des temps de stabilisation trop élevés, la hauteur de la chambre sera généralement limitée à 500μηη.
Les figures 6(a) à 6(c) représentent plusieurs étapes dans le phénomène de diffusion, en considérant une alimentation en fluide de type « co-flow ». En blanc, le fluide F2 comprend des molécules de stimulation pour les cellules vivantes destinées à être posées sur la base 61 de la chambre 8. En noir, le fluide Fi est neutre. Sur la figure 6(a), l'alimentation en fluide arrive au niveau de la membrane microporeuse 5 et les molécules commencent à se diffuser dans la chambre 8. Sur la figure 6(b), on se situe dans un régime transitoire où le profil de concentration est en phase de stabilisation. Sur la figure 6(c), le profil de concentration est stabilisé.
On comprend que la diffusion s'effectue principalement selon la hauteur de la chambre 8 (chambre de culture), c'est-à-dire une direction qui est sensiblement perpendiculaire à la direction d'écoulement des fluides F-i, F2 dans le canal microfluidique 4, même si cette diffusion dans la chambre 8 s'effectue également dans les autres directions,
On a représenté sur la figure 5(c), selon une vue en coupe, ce qui se passe au niveau de l'interface 41 avec le dispositif microfluidique 1.
Pour cela, un test expérimental a été effectué avec une solution neutre comme premier fluide Fi et une solution fluorescente comme deuxième fluide F2. La solution fluorescente F2 comprend des molécules présentant un coefficient de diffusion similaire à celui des molécules usuellement utilisées pour la stimulation de cellules vivantes. En l'occurrence, la solution fluorescente utilisée peut être de la fluorescéine isothiocyanate, comprendre une protéine fluorescente dite GFPuv pour « Green Fluorescent Protein » selon la terminologie anglo-saxonne ou comprendre une protéine associée à des molécules fluorescentes dextran-70MW-rhodamine. Il s'agit là de la protéine dextran-70 couplée à des molécules fluorescentes de rhodamine-B.
Au dessus de la membrane microporeuse 5, à savoir dans le canal microfluidique 4 du dispositif microfluidique 1 , le profil de concentration de la solution fluorescente représenté sur la figure 5(c) est en créneau (comme sur la figure 6(c) par ailleurs). En effet, cette solution fluorescente n'occupe qu'une partie du canal microfluidique 4, l'autre partie dudit canal 4 étant occupée par la solution neutre.
Pour connaître le profil de concentration obtenu au niveau de la face supérieure 61 de la base 6, sur laquelle des cellules vivantes qu'on cherche à stimuler sont susceptibles d'être disposées, le dispositif microfluidique 1 a alors été observé par un moyen optique 18 appartenant au système microfluidique selon l'invention.
Le profil de concentration obtenu sur la face supérieure 61 de la base 6 présente la forme d'une courbe représentative d'une fonction de type « erf ». Cette forme est obtenue par la diffusion des solutions neutre et fluorescente à travers la membrane microporeuse 5, puis à travers la chambre 8.
Avec le moyen d'alimentation 50 en fluide de type « co-flow », il est donc possible d'obtenir un profil de concentration bien particulier à la base de la chambre 8 et par suite, sur les cellules vivantes qu'on cherche à stimuler.
Une autre forme de canal microfluidique 4' est représentée sur les figures 7(a) à 7(c).
Les fluides Fi, F2 sont amenés dans deux branches 42', 43' qui aboutissent toutes deux dans une même canalisation 44' comportant trois sorties menant à trois serpentins (non référencés). Le premier fluide F1 passe par une première sortie et se dirige vers un premier serpentin, le deuxième fluide F2 passe par une deuxième sortie et se dirige vers un deuxième serpentin, un mélange des deux fluides F1 et F2 passant enfin par une sortie centrale de la canalisation 44' et se dirige vers un serpentin central. A la sortie des serpentins, les fluides se rejoignent en une branche commune 45' comportant une interface 41 ' avec la membrane microporeuse 5 du dispositif microfluidique 1 selon l'invention.
L'extrémité 46' de la branche commune 45' comporte une sortie pour les fluides F1, F2.
La figure 7(b) schématise l'écoulement des fluides F-i, F2 dans les différentes branches du canal microfluidique 4'. Les différents fluides s'écoulent dans le canal microfluidique 4 selon un régime laminaire.
On parle ici de moyen d'alimentation en fluide de type « tri- flow ». On a représenté sur la figure 7(c), selon une vue en coupe, le comportement des fluides au niveau de l'interface 41 '. Le dispositif expérimental employé à cet effet est similaire à celui présenté précédemment pour le canal microfluidique 4 de type « co-flow ».
La figure 7(c) montre notamment que le profil de concentration dans le canal microfluidique 4' présente la forme d'un escalier. Elle montre également que le profil de concentration obtenu sur la face supérieure 61 de la base 6 (optiquement transparente) présente une zone centrale linéaire, qui peut être utilisée pour stimuler certaines cellules cibles,
Ainsi, avec ce canal microfluidique 4' de type « tri-flow », il est possible d'appliquer un profil de concentration linéaire au centre du couvercle sur des cellules vivantes qu'on cherche à stimuler.
Le système microfluidique selon l'invention n'est pas limité à l'emploi de premiers canaux microfluidiques 4, 4' conçus selon les seuls types « co-flow » ou « tri-flow » décrits précédemment. Aussi, d'autres types de premiers canaux microfluidiques peuvent être envisagés selon le profil de concentration que l'on souhaite appliquer sur les cellules vivantes.
Le système microfluidique selon l'invention permet ainsi un contrôle beaucoup plus aisé d'un profil de concentration de molécules susceptibles de stimuler une cible, comme des cellules vivantes.
Ainsi, une variation de débit de l'un ou l'autre des fluides F-i, F2 n'engendre pas de modification substantielle du profil de concentration de molécules appliqué aux cellules vivantes.
Une raison est liée au fait que les cellules vivantes ne sont pas situées sur la membrane microporeuse 5, mais sur la base 6 de la chambre 8. En effet, les cellules vivantes étant disposées à l'opposé de la membrane 5, le temps de diffusion à travers la chambre 8 amortit les éventuelles perturbations de l'écoulement des fluides dans le canal microfluidique 4. Sur les figures 5(c) et 7(c), on a représenté, à titre d'exemples, différents profils de concentration susceptibles d'être appliqués aux cellules vivantes.
La conception du système microfluidique selon l'invention présente également un comportement dynamique permettant de réaliser rapidement de nombreux tests.
Ceci est mis en évidence par les tests décrits ci-après, réalisés en régime dynamique.
Pour ces tests, la membrane microporeuse 5 est une membrane de type Cyclopore Whatman avec des pores de 400nm. La chambre de culture présente une hauteur h' = 200μηη et une largeur de 1 mm.
On a fait circuler un premier fluide Fi (solution neutre) dans le canal microfluidique 4, puis on a fait circuler un deuxième fluide F2 dans ce même canal 4, le fluide F2 étant en l'occurrence formé par une solution fluorescente comprenant des molécules présentant un coefficient de diffusion comparable aux molécules usuellement utilisées pour stimuler des cellules vivantes.
Les résultats obtenus pour trois solutions fluorescentes (fluorescéine, GFP et Dextran70MW) sont représentés sur la figure 8.
La figure 8 représente l'évolution de l'intensité normalisée de la solution fluorescente mesurée par un moyen optique tel qu'un microscope confocal située derrière la base 6, en fonction du temps. La mesure du microscope s'effectue au niveau de la base 6, laquelle est en l'occurrence une lame de verre.
L'origine de chacune des trois courbes (t = Os) représentées sur la figure 8 correspond à la mise en circulation du deuxième fluide F2.
On observe que le temps d'établissement du profil de concentration au niveau de cette lame de verre est compris entre quelques dizaines de secondes et quelques minutes, en fonction de la nature de la solution fluorescente. De manière logique, plus les molécules contenues dans cette solution sont grosses, plus le temps d'établissement est long. De manière générale, on observe que les temps d'établissement sont relativement faibles, comparables à ceux d'une diffusion sur une distance de l'ordre de la hauteur h' de la chambre 8 (chambre de culture) et permettent de mettre en œuvre une expérience rapidement, avec un profil de concentration stable.
Dans la mesure où le système microfluidique permet d'effectuer la culture des cellules vivantes indépendamment, les tests peuvent être fait rapidement, dans un temps typiquement compris entre 1 h et 2h. Puis, on peut passer à un autre test, avec une autre culture.
Cela n'est pas envisageable avec le système microfluidique représenté sur la figure 1. En effet, dans ce cas, la culture s'effectue au sein même du système microfluidique, si bien que des durées de plusieurs jours sont nécessaires pour réaliser un test.
Généralement, le système microfluidique comprendra un dispositif optique pour visualiser la chambre de culture 8 à travers la base 6. Lorsqu'un tel dispositif optique est prévu, la base est avantageusement réalisée en un matériau optiquement transparent. On peut ainsi plus facilement suivre la réponse de cellules vivantes disposées sur cette base 6 à une stimulation de certaines molécules.
Sur la figure 9, on a représenté une variante de réalisation du dispositif microfluidique selon l'invention, selon une vue en coupe partielle. En effet, la figure 9 ne montre que la partie supérieure du dispositif microfluidique, un ensemble comprenant une base (susceptible par exemple de recevoir une culture de cellules vivantes) et des parois latérales susceptibles de former une chambre sous la membrane microporeuse 5 étant nécessaire pour que le dispositif microfluidique 100 puisse être utilisé.
Le dispositif microfluidique 100 présente des caractéristiques similaires au dispositif microfluidique 1 décrit à l'appui de la figure 2 et peut, à ce titre, être utilisé avec un canal microfluidique 40 de type « coflow » ou « triflow ». Le canal microfluidique 40 peut être alimenté par un moyen d'alimentation en fluides tel que celui décrit précédemment.
La structure du canal microfluidique est cependant modifiée. En effet, dans cette variante de réalisation, le canal microfluidique 40 est organisé en plusieurs niveaux, en l'occurrence deux niveaux 40i, 402 sur l'exemple représenté sur cette figure 9. Chaque niveau comprend une entrée de fluide correspondant à un orifice 201 , 202 formé dans le couvercle 20, la sortie de fluide 203 étant commune.
Un avantage de mettre en œuvre un dispositif microfluidique comprenant un canal microfluidique à plusieurs niveaux est de permettre l'application de profils plus complexes de concentration de molécules susceptibles de stimuler des cellules vivantes. Par exemple, on peut envisager de mettre en œuvre dans la chambre 8 des profils de concentration concaves, convexes ou périodiques, tout en conservant un nombre limité d'entrées et de sortie pour les fluides.
La figure 10 montre d'ailleurs le résultat d'une simulation obtenue avec un dispositif microfluidique comprenant un canal 4 à deux niveaux, permettant d'obtenir un profil de concentration périodique spatialement. En abscisse est représentée la largeur de la chambre 8 et en ordonnées, la concentration normalisée en molécules de stimulation. Les différentes courbes pleines représentent l'évolution dans le temps du profil de concentration simulé jusqu'à stabilisation. La courbe en pointillés correspond aux données expérimentales, obtenues avec un écoulement de fluorescéine.
En particulier, pour réaliser un profil de concentration donné appliqué périodiquement, il est envisageable d'introduire des fluides F-i , F2 avec un moyen d'alimentation de type « co-flow » dans le premier niveau 40i (par l'orifice 202) du canal microfluidique, puis d'introduire à intervalles réguliers, par exemple par un autre moyen d'alimentation de type « co-flow », d'autres fluides F'-i, F'2 dans le deuxième niveau 402, par l'intermédiaire de l'orifice 201. Ceci est notamment possible grâce au procédé de fabrication employé qui permet de structurer des canaux microfluidiques de toute forme au-dessus la membrane microporeuse 5.
On comprend que le premier canal 40 pourrait prévoir plus de deux niveaux, selon la complexité du profil de concentration que l'on souhaite appliquer.
Pour la fabrication de la structure représentée sur la figure 8, on se base sur le procédé précédemment décrit, en l'adaptant.
Les étapes (a) et (b) sont ainsi mises en œuvre pour réaliser la structure 200 représentée sur la figure 11(a). Le support utilisé lors de ces étapes est référencé 20' et une paroi latérale 30" fermée à sa base par la membrane microporeuse 5.
La structure 200' représentée sur la figure 1 1(b) est ensuite réalisée en mettant en œuvre des étapes analogues aux étapes (a) à (c) mentionnées précédemment. La structure 200' comprend quatre premières parois latérales 30, 30"' fixées sur un couvercle 2 muni de trois orifices 201 , 202 (pour l'entrée de fluide) et 202 (ou la sortie commune des fluides). Ici, aucune membrane microporeuse n'est prévue à la base de la paroi latérale 30 dans la mesure où le niveau 40i du canal microfluidique 40 doit communiquer fluidiquement avec le deuxième niveau 4Û2 de ce même canal microfluidique 40.
Les structures 200 et 200' sont ensuite fixées l'une à l'autre, comme cela est représenté sur la figure 11(c). Cette fixation peut s'effectuer par photo-irradiation ou chauffage, afin que les parois latérales 30" et 30"' se fixent l'une à l'autre pour former la paroi latérale 30'. Cette étape permet ainsi de former le deuxième niveau 4Û2 du canal microfluidique 40.
On met enfin en œuvre une étape similaire à l'étape (d) pour un ensemble comprenant deux deuxièmes parois latérales en résine photodurcie et/ou thermodurcie afin de former la chambre sous la membrane microporeuse. Un procédé reprenant les étapes (e-ι) à (e3) décrites précédemment à l'appui des figures 4(a) à 4(c) est mis en œuvre à cet effet. Il convient de noter que les dispositifs 1 , 100 décrits précédemment comprennent une chambre 8 (par nature fermée lorsqu'elle collée avec le canal microfluidique 4, 40), dans laquelle sont situées les cellules vivantes. Cette chambre 8 pourrait comprendre un gel de culture, bien qu'avantageusement cela ne sera pas le cas. Par ailleurs, cette chambre peut être remplacée par un canal microfluidique, comprenant donc des ouvertures avantageusement disposées latéralement. Dans ce dernier cas, le dispositif microfluidique comprendra alors le canal microfluidique 4, 40 dans lequel le fluide circule et un autre canal microfluidique dans lequel les cellules vivantes sont situées.
Les possibilités offertes par le système microfluidique selon l'invention sont donc multiples.
En particulier, il est possible d'appliquer un gradient de concentration de molécules destiné à stimuler des cellules vivantes, présentant la forme souhaitée (les exemples cités précédemment montrent un gradient en forme de fonction « erf », ou un gradient de forme linéaire dans la partie centrale de la chambre 8 du dispositif 1 , 100) au niveau de ces cellules vivantes. Le profil de concentration s'établit dans la chambre 8, les cellules vivantes étant disposées sur une base du dispositif située à l'écart de la membrane microporeuse 5, et plus précisément, à l'opposé de cette membrane 5 au sein de la chambre 8 (cette chambre pouvant être remplacée par un canal microfluidique).
Ainsi, l'application de ce profil ne s'effectue pas au niveau d'un moyen d'alimentation en fluide. Le moyen d'alimentation en fluide est alors simple et fournit seulement des fluides dont le débit peut varier légèrement sans que le profil de concentration appliqué au niveau des cellules vivantes n'évolue sensiblement. Le contrôle du profil de concentration au niveau des cellules vivantes est donc plus aisé, et moins sensible aux éventuelles perturbations extérieures au système microfluidique.
II est ainsi possible d'obtenir un profil de concentration stable dans la chambre 8, en particulier au niveau de la base 61 de cette chambre, après un temps de stabilisation dépendant principalement de la hauteur de la chambre et di coefficient de diffusion des molécules de stimulation.
Le procédé de fabrication du dispositif microfluidique conforme à l'invention permet également d'employer une base en matériau optiquement transparente, par exemple une lame de verre sur laquelle une culture cellulaire peut être effectuée selon un procédé standard. L'observation du comportement des cellules vivantes (croissance, ...) peut ainsi être effectuée facilement avec un moyen de visualisation optique situé derrière la lame de verre.
L'observation optique peut s'effectuer à haute résolution spatiale car la base en matériau optiquement transparent peut être très fine. Par exemple, on peut réaliser de la microscopie de fluorescence de haute résolution, voire même de super-résolution obtenues aves des techniques telles que la microscopie de localisation par photoactivation (PALM pour « Photo-Activated Localized Microscopy » selon la terminologie anglo- saxonne) ou la microscopie de déplétion par émission stimulée (STED pour « STimulated-Emission-Depletion » selon la terminologie anglo-saxonne), en utilisant une base formée avec une lame de verre de 150μΐη d'épaisseur.
Dans le même temps, ce moyen de visualisation permet de connaître le profil de concentration des molécules stimulantes appliqué aux cellules vivantes. Il est donc beaucoup plus aisé d'effectuer expérimentalement des corrélations entre le comportement observé des cellules vivantes et le profil de concentration qui leur est appliqué.
Enfin, de nombreux tests peuvent être effectués rapidement. L'invention trouve en particulier application dans le domaine de la biologie, pour la culture, l'observation et l'étude de cellules vivantes. En particulier, on peut déterminer la réponse chimiotactique de cellules nerveuses à certaines molécules, par exemple afin d'élaborer des réseaux neuronaux. En particulier également, on peut mesurer la réponse de cellules cancéreuses à des molécules employées pour la chimiothérapie. On peut également utiliser le système microfluidique pour la fabrication de biopuces. Les avantages liés à l'invention peuvent être intéressants pour d'autres domaines d'application, par exemple pour déterminer des seuils de toxicité de certaines molécules en cosmétologie.

Claims

REVENDICATIONS
1. Système microfluidique pour contrôler un profil de concentration de molécules susceptibles de stimuler une cible, par exemple formée par un ensemble de cellules vivantes, le système comprenant :
- un dispositif (1 , 100) microfluidique comprenant au moins un canal microfluidique (4, 40) présentant au moins :
o une première branche (42, 42') munie d'un orifice d'entrée (21 ,
201 , 420) pour un premier fluide (Fi),
o une deuxième branche (43, 43') munie d'un orifice d'entrée (430) pour un deuxième fluide (F2) comprenant des molécules susceptibles de stimuler la cible ;
o une branche commune (44, 45') pour lesdits fluides (Fi, F2), munie d'un orifice de sortie (22, 203, 45) pour lesdits fluides ;
- au moins un moyen relié aux orifices d'entrée du canal microfluidique (4, 40) pour alimenter le canal avec lesdits fluides (F1 ; F2);
- au moins une chambre (8) ou un autre canal microfluidique comportant une base (6) destinée à recevoir la cible ; et
- au moins une membrane microporeuse (5), disposée au niveau d'une interface (41 , 41 ') de la branche commune (44, 45'), séparant la chambre (8) ou l'autre canal microfluidique du canal microfluidique (4, 40),
ladite membrane microporeuse (5) étant disposée à l'écart de la base (6) de sorte que lorsque le moyen d'alimentation fournit au canal microfluidique (4, 40) lesdits fluides (F-ι, F2) les molécules susceptibles de stimuler la cible diffusent alors, après avoir traversé la membrane microporeuse (5, 50), à travers la chambre (8) ou ledit autre canal microfluidique afin de contrôler le profil de concentration dans cette chambre (8) ou cet autre canal microfluidique.
2. Système microfluidique selon la revendication 1 , dans lequel le canal microfluidique (4, 40) comprend un couvercle (2, 20) réalisé en un matériau choisi parmi : du verre ou du silicium, un polymère photoréticulé non élastomérique, un métal, un alliage conducteur électrique ou semi- conducteur, une céramique, du quartz, du saphir, un élastomère.
3. Système selon l'une des revendications précédentes, dans lequel ledit au moins un orifice d'entrée (21 , 201 , 202) et ledit au moins un orifice de sortie (22, 203) pour les fluides sont formés dans le couvercle (2, 20).
4. Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel le canal microfluidique (4, 40) comprend au moins une paroi (3, 30, 30') en résine photodurcie et/ou thermodurcie.
5. Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la membrane microporeuse (5) s'étend transversalement sur la paroi latérale (3, 30, 30') du canal microfluidique (4, 40) pour fermer ledit canal dans sa partie inférieure.
6. Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel le canal microfluidique (40) est organisé en plusieurs niveaux, chaque niveau comportant au moins un orifice d'entrée (201 , 202) pour au moins un fluide.
7. Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la base (6) de la chambre (8) ou dudit autre canal microfluidique est réalisée en un matériau optiquement transparent.
8. Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la chambre (8) ou ledit autre canal microfluidique comprend des parois latérales (7a, 7b) en résine photodurcie et/ou thermodurcie.
9. Système microfluidique selon la revendication précédente, dans lequel la membrane microporeuse (5) s'étend transversalement entre les parois latérales (7a, 7b) de la chambre (8) ou dudit autre canal microfluidique pour fermer ladite chambre ou ledit autre canal microfluidique dans sa partie supérieure.
10. Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la membrane microporeuse (5) est réalisée en un matériau choisi parmi : le verre, le polycarbonate, le polyester, le polyéthylène téréphtalate, le quartz, le silicium, la silice ou le carbure de silicium.
1 1 . Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la membrane microporeuse (5) comprend des pores dont la densité est comprise entre 103 et 1010 pores/cm2.
12. Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel les pores présentent un diamètre hydraulique compris entre Ο,Οδμηι et 12μΐη, de préférence entre Ο,Οδμΐη et 3μηη.
13. Système microfluidique selon l'une des revendications précédentes, dans lequel il est prévu un moyen de visualisation optique (18).
14. Système microfluidique selon la revendication précédente, dans lequel le moyen de visualisation optique (18) met en oeuvre une technique de microscopie de localisation par photoactivation ou une technique de microscopie de déplétion par émission stimulée.
PCT/IB2012/051001 2011-03-04 2012-03-02 Systeme microfluidique pour controler un profil de concentration de molecules susceptibles de stimuler une cible Ceased WO2012120424A1 (fr)

Priority Applications (5)

Application Number Priority Date Filing Date Title
CA2829028A CA2829028A1 (fr) 2011-03-04 2012-03-02 Systeme microfluidique pour controler un profil de concentration de molecules susceptibles de stimuler une cible
CN201280021743.6A CN103732325B (zh) 2011-03-04 2012-03-02 用于可靠地控制分子的浓度分布以刺激目标的微流体系统
US14/003,206 US9404914B2 (en) 2011-03-04 2012-03-02 Microfluidic system for controlling a concentration profile of molecules capable of stimulating a target
EP12708969.6A EP2680971A1 (fr) 2011-03-04 2012-03-02 Systeme microfluidique pour controler un profil de concentration de molecules susceptibles de stimuler une cible
JP2013557199A JP5937114B2 (ja) 2011-03-04 2012-03-02 標的を刺激すると考えられる分子の濃度プロファイルを制御するためのマイクロ流体システム

Applications Claiming Priority (2)

Application Number Priority Date Filing Date Title
FR1100660 2011-03-04
FR1100660A FR2972117B1 (fr) 2011-03-04 2011-03-04 Systeme microfluidique pour controler un profil de concentration de molecules susceptibles de stimuler une cible

Publications (1)

Publication Number Publication Date
WO2012120424A1 true WO2012120424A1 (fr) 2012-09-13

Family

ID=44544063

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
PCT/IB2012/051001 Ceased WO2012120424A1 (fr) 2011-03-04 2012-03-02 Systeme microfluidique pour controler un profil de concentration de molecules susceptibles de stimuler une cible

Country Status (7)

Country Link
US (1) US9404914B2 (fr)
EP (1) EP2680971A1 (fr)
JP (1) JP5937114B2 (fr)
CN (1) CN103732325B (fr)
CA (1) CA2829028A1 (fr)
FR (1) FR2972117B1 (fr)
WO (1) WO2012120424A1 (fr)

Cited By (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2016509233A (ja) * 2013-03-05 2016-03-24 エフ．ホフマン−ラ ロッシュ アーゲー 標的物質の可溶性候補物質に対する生物学的応答を測定する方法およびシステム

Families Citing this family (13)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US10870823B2 (en) * 2014-06-12 2020-12-22 Lehigh University Biomimetic device
KR101770610B1 (ko) * 2014-10-16 2017-08-24 주식회사 퀀타매트릭스 고정화제를 이용한 단일 세포 추적을 위한 신규한 생리 활성 검사용 구조물
CN104498327B (zh) * 2014-12-17 2017-06-20 华中科技大学 一种高通量微流控芯片、细胞分析装置及方法
CA2995088A1 (fr) * 2015-08-07 2017-02-16 President And Fellows Of Harvard College Dispositifs fluidiques contenant du tissu musculaire fonctionnel et procedes d'utilisation
US11384328B2 (en) 2015-11-18 2022-07-12 President And Fellows Of Harvard College Cartridge-based system for long term culture of cell clusters
FR3044685B1 (fr) * 2015-12-02 2020-11-27 Univ Grenoble 1 Puce microfluidique pour la cristallisation de molecules, procede de preparation, dispositif la comprenant et procede de cristallisation de molecules
CN107238573A (zh) * 2016-03-29 2017-10-10 光宝电子(广州)有限公司 流体检测装置
IT201700004017A1 (it) * 2017-01-16 2018-07-16 React4Life Srl Bioreattore e metodo di utilizzo di detto bioreattore
WO2018204257A1 (fr) * 2017-05-01 2018-11-08 The Texas A&M University System Modèle de corrosion microfluidique influencée par voie microbiologique : m-mic
CA3076194A1 (fr) * 2017-09-19 2019-03-28 Hifibio Sas Tri de particules dans un systeme microfluidique
WO2019079681A1 (fr) 2017-10-20 2019-04-25 President And Fellows Of Harvard College Procédés de production d'adipocytes matures et leurs procédés d'utilisation
DE102018206463A1 (de) * 2018-04-26 2019-10-31 Robert Bosch Gmbh Verfahren zum Verdünnen, Mischen und/oder Aliquotieren von zwei Flüssigkeiten in einem mikrofluidisches System
CN116406312A (zh) * 2020-09-15 2023-07-07 圣母大学 用于高效病毒富集和纯化的不对称纳米孔膜(anm)过滤

Citations (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US20050148064A1 (en) * 2003-12-29 2005-07-07 Intel Corporation Microfluid molecular-flow fractionator and bioreactor with integrated active/passive diffusion barrier
US20060199260A1 (en) * 2002-05-01 2006-09-07 Zhiyu Zhang Microbioreactor for continuous cell culture
WO2007106451A2 (fr) * 2006-03-10 2007-09-20 Massachusetts Institute Of Technology appareil et procede pour le contrôle d'oxygene dissous dans une matrice de bioreacteur integre parallele
WO2008009803A2 (fr) 2006-07-17 2008-01-24 Centre National De La Recherche Scientifique Fabrication de dispositifs microfluidiques polymeriques par impression photo- et/ou thermo-assistee
WO2008028241A1 (fr) * 2006-09-06 2008-03-13 The University Of Queensland Microbioréacteur
US7374906B2 (en) 2000-11-08 2008-05-20 Surface Logix, Inc. Biological assays using gradients formed in microfluidic systems
WO2009072715A1 (fr) * 2007-12-06 2009-06-11 Electronics And Telecommunications Research Institute Incubateur de cellules animales à échelle microscopique et procédé de production correspondant

Family Cites Families (20)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US5885470A (en) * 1997-04-14 1999-03-23 Caliper Technologies Corporation Controlled fluid transport in microfabricated polymeric substrates
DE19721477A1 (de) * 1997-05-23 1998-11-26 Abb Patent Gmbh Mikrobieller Membranreaktor zur Verwendung in Fließsystemen
US6685809B1 (en) * 1999-02-04 2004-02-03 Ut-Battelle, Llc Methods for forming small-volume electrical contacts and material manipulations with fluidic microchannels
US20030180711A1 (en) * 2002-02-21 2003-09-25 Turner Stephen W. Three dimensional microfluidic device having porous membrane
US7361313B2 (en) * 2003-02-18 2008-04-22 Intel Corporation Methods for uniform metal impregnation into a nanoporous material
US7094345B2 (en) * 2002-09-09 2006-08-22 Cytonome, Inc. Implementation of microfluidic components, including molecular fractionation devices, in a microfluidic system
US6806543B2 (en) * 2002-09-12 2004-10-19 Intel Corporation Microfluidic apparatus with integrated porous-substrate/sensor for real-time (bio)chemical molecule detection
GB2395196B (en) * 2002-11-14 2006-12-27 Univ Cardiff Microfluidic device and methods for construction and application
JP4996248B2 (ja) * 2003-07-31 2012-08-08 ハンディーラブ インコーポレイテッド 粒子含有サンプルの処理
WO2006025858A2 (fr) * 2004-02-17 2006-03-09 Yale University Pieges cellulaires microfabriques fondes sur des geometries d'ecoulement tridimensionnelles a micro-echelle
EP1718409B1 (fr) * 2004-02-17 2018-12-26 ibidi GmbH Dispositif utilise pour effectuer des analyses microscopiques de fluides
US20070014695A1 (en) * 2005-04-26 2007-01-18 Applera Corporation Systems and Methods for Multiple Analyte Detection
US20070131611A1 (en) * 2005-12-13 2007-06-14 General Electric Company Membrane-based article and associated method
WO2008032096A2 (fr) * 2006-09-14 2008-03-20 Oxford Gene Technology Ip Limited Appareil permettant de former l'image de molécules simples
US20100041128A1 (en) * 2008-01-08 2010-02-18 Medtrain Technologies, Llc Microfluidic Device for Application of Shear Stress and Tensile Strain
GB0814035D0 (en) * 2008-07-31 2008-09-10 Univ Heriot Watt Apparatus and method for biological sample culture or testing
WO2010027812A2 (fr) * 2008-08-25 2010-03-11 University Of Washington Systèmes microfluidiques comprenant des membranes à écoulement continu
JP5594658B2 (ja) * 2010-01-21 2014-09-24 一般財団法人生産技術研究奨励会 物質分布制御方法、デバイス、細胞培養方法、細胞分化制御方法
US20130068310A1 (en) * 2011-09-15 2013-03-21 University Of Washington Through Its Center Of Commercialization Method and Apparatus for a Microfluidic Device
US9050593B2 (en) * 2011-11-23 2015-06-09 Wisconsin Alumni Research Foundation Self-loading microfluidic device and methods of use

Patent Citations (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US7374906B2 (en) 2000-11-08 2008-05-20 Surface Logix, Inc. Biological assays using gradients formed in microfluidic systems
US20060199260A1 (en) * 2002-05-01 2006-09-07 Zhiyu Zhang Microbioreactor for continuous cell culture
US20050148064A1 (en) * 2003-12-29 2005-07-07 Intel Corporation Microfluid molecular-flow fractionator and bioreactor with integrated active/passive diffusion barrier
WO2007106451A2 (fr) * 2006-03-10 2007-09-20 Massachusetts Institute Of Technology appareil et procede pour le contrôle d'oxygene dissous dans une matrice de bioreacteur integre parallele
WO2008009803A2 (fr) 2006-07-17 2008-01-24 Centre National De La Recherche Scientifique Fabrication de dispositifs microfluidiques polymeriques par impression photo- et/ou thermo-assistee
WO2008028241A1 (fr) * 2006-09-06 2008-03-13 The University Of Queensland Microbioréacteur
WO2009072715A1 (fr) * 2007-12-06 2009-06-11 Electronics And Telecommunications Research Institute Incubateur de cellules animales à échelle microscopique et procédé de production correspondant

Non-Patent Citations (2)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
See also references of EP2680971A1
TAESUNG KIM; MIKHAIL PINELIS; MICHEL M. MAHARBIZ: "Generating steep, shear-free gradients of small molecules for cell culture", BIOMED MICRODEVICES, vol. 11, 2009, pages 65 - 73, XP019670946

Cited By (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2016509233A (ja) * 2013-03-05 2016-03-24 エフ．ホフマン−ラ ロッシュ アーゲー 標的物質の可溶性候補物質に対する生物学的応答を測定する方法およびシステム

Also Published As

Publication number Publication date
FR2972117B1 (fr) 2013-12-20
CN103732325A (zh) 2014-04-16
JP5937114B2 (ja) 2016-06-22
FR2972117A1 (fr) 2012-09-07
CN103732325B (zh) 2016-02-24
JP2014508529A (ja) 2014-04-10
EP2680971A1 (fr) 2014-01-08
US9404914B2 (en) 2016-08-02
CA2829028A1 (fr) 2012-09-13
US20140080206A1 (en) 2014-03-20

Similar Documents

Publication Publication Date Title
WO2012120424A1 (fr) Systeme microfluidique pour controler un profil de concentration de molecules susceptibles de stimuler une cible
EP2699353A1 (fr) Système microfluidique pour contrôler la concentration de molécules de stimulation d&#39;une cible.
EP2119503B1 (fr) Système microfluidique et procédé pour le tri d&#39;amas de cellules et pour leur encapsulation en continu suite à leur tri
US10162162B2 (en) Microfluidic systems and methods for hydrodynamic microvortical cell rotation in live-cell computed tomography
EP2903738A1 (fr) Procédé microfluidique de traitement et d&#39;analyse d&#39;une solution contenant un matériel biologique, et circuit microfluidique correspondant
EP2046676A2 (fr) Fabrication de dispositifs microfluidiques polymeriques par impression photo- et/ou thermo-assistee
EP3941712B1 (fr) Procédé d&#39;impression additive tridimensionnelle
EP3347128A1 (fr) Substrat de support d&#39;échantillon liquide, ensemble comportant un tel substrat et son utilisation
EP3085444B1 (fr) Dispositif microfluidique de contrôle d&#39;écoulement d&#39;un fluide
EP2038061B1 (fr) Dispositif microfluidique avec materiau de volume variable
EP3980181A1 (fr) Puce microfluidique pour la structuration d&#39;agrégat de cellules par exclusion optique et lévitation acoustique
Pitingolo et al. Tunable and reversible gelatin‐based bonding for microfluidic cell culture
EP2480654B1 (fr) Dispositif et systeme de filtration
EP3365426B1 (fr) Dimensionnement d&#39;un dispositif microfluidique pour confiner un échantillon
EP3870368B1 (fr) Puce microfluidique réversible
EP3814403B1 (fr) Methode generique pour la structuration d&#39;hydrogels
EP2076754A1 (fr) Dispositif d&#39;analyse fluidique, dispositif de détermination de caractéristiques d&#39;un fluide comprenant ce dispositif d&#39;analyse, procédés de mise en oeuvre et procédé de criblage correspondants
TWI443433B (zh) 一種光子晶體之調控方法
FR3105025A1 (fr) Dispositif micro-fluidique réalisé par embossage d’un substrat à base de papier
WO2010084273A1 (fr) Dispositif microfluidique, systeme et procede de mise en oeuvre
Ke et al. Microfluidic biosensor using liquid crystal
FR3120126A1 (fr) Cartouche d’analyse et dispositif d’analyse d’un liquide
Forster Aqueous-filled polymer microcavity arrays: versatile & stable lipid bilayer platforms offering high lateral mobility to incorporated membrane proteins
EP2260336A1 (fr) Procédé de réalisation de cavités microniques ou submicroniques
FR2932187A1 (fr) Procede de preparation de surface pour controler l&#39;adhesion de cellules a la surface de substrat et dispositif d&#39;assistance audit procede

Legal Events

Date Code Title Description
WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 201280021743.6

Country of ref document: CN

121 Ep: the epo has been informed by wipo that ep was designated in this application

Ref document number: 12708969

Country of ref document: EP

Kind code of ref document: A1

ENP Entry into the national phase

Ref document number: 2013557199

Country of ref document: JP

Kind code of ref document: A

Ref document number: 2829028

Country of ref document: CA

NENP Non-entry into the national phase

Ref country code: DE

WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 14003206

Country of ref document: US