ES2996347T3

ES2996347T3 - Biocompatible sorbent

Info

Publication number: ES2996347T3
Application number: ES20158282T
Authority: ES
Inventors: Phillip Chan; Vincent Capponi; Thomas Golobish; Humayra Ali
Original assignee: Cytosorbents Corp
Current assignee: Cytosorbents Corp
Priority date: 2012-06-29
Filing date: 2013-06-28
Publication date: 2025-02-12
Anticipated expiration: 2033-06-28
Also published as: JP2020063252A; JP6945607B2; CN104582751A; WO2014005039A3; CN104582751B; JP2015530969A; EP2866854A2; AU2013282320A1; JP6810073B2; PL2866854T3; JP2018138542A; US20170224903A1; CA2877536A1; WO2014005039A2; EP3673930B1; US11602585B2; CA2877536C; EP2866854A4; ES2823582T3; EP2866854B1

Abstract

Se proporcionan en este documento materiales y métodos para reducir la contaminación en una sustancia biológica o tratar la contaminación en un sujeto por una o más toxinas, que comprenden poner en contacto la sustancia biológica con una cantidad eficaz de un sorbente capaz de absorber la toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Å a 40.000Å con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm y absorber la toxina. También se proporcionan kits para reducir la contaminación por una o más toxinas en una sustancia biológica que comprende un sorbente capaz de absorber una toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Å a 40.000Å con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm y un recipiente para almacenar dicho sorbente cuando no está en uso junto con un embalaje para el mismo. (Traducción automática con Google Translate, sin valor legal)

Description

DESCRIPCIÓN

Sorbente biocompatible

REFERENCIA CRUZADA A LA SOLICITUD RELACIONADA

Esta solicitud reivindica el beneficio de Solicitud provisional de Estados Unidos N° 61/666.626, presentada el 29 de junio de 2012

CAMPO TÉCNICO

La presente invención se refiere en general a materiales para la reducción de la contaminación por toxinas.

ANTECEDENTES

Las toxinas son sustancias exógenas o endógenas que provocan una alteración en las funciones fisiológicas normales y pueden provocar enfermedades. Provocan enfermedades al entrar en contacto con o ser absorbidas por tejidos corporales que incluyen los intestinos, la piel o las membranas de la mucosa. Hay miles, sino millones, de sustancias que pueden actuar como toxinas. Incluso algunas sustancias que normalmente no son toxinas pueden convertirse en toxinas en las condiciones apropiadas. Las toxinas varían significativamente en su potencia y la rapidez con la que actúan. Se han desarrollado tratamientos para la exposición a toxinas e incluyen la eliminación del contacto con la toxina y el uso de antídotos.

Los antídotos son sustancias que pueden contrarrestar los efectos de las toxinas. Sin embargo, la mayoría de los antídotos son específicos para un solo tipo de toxina o familia de toxinas. Por lo tanto, es imposible que los hospitales, clínicas, hospitales de campaña, consultorios médicos, ambulancias y otros servicios de emergencia lleven un antídoto para cada toxina. Además, no se han desarrollado antídotos para muchas toxinas y las cantidades de algunos antídotos pueden estar demasiado distantes para ser usadas de manera eficaz en el tratamiento de algunas exposiciones a toxinas.

Por tanto, hay una necesidad de nuevos y mejores materiales, métodos, kits y dispositivos para la reducción rápida, eficaz y eficiente de la contaminación por toxinas y el tratamiento de la contaminación por toxinas en un sujeto. La<w>O 2013/025483 A2 pertenece al estado de la técnica de acuerdo con el Artículo 54(3) EPC y divulga “composiciones y métodos útiles en la eliminación de citoquinas, lípidos bioactivos, hemoglobina libre, productos de la degradación de la membrana o celulares, mediadores inflamatorios, sustancias vasoactivas, antígenos extraños, y anticuerpos de la sangre y de productos sanguíneos”.

La WO 2011/123767 A1 divulga “métodos para tratar la inflamación sistémica, regional o local de un paciente que padece o tiene riesgo de inflamación que comprende la administración de una dosis terapéuticamente eficaz de un sorbente para un mediador inflamatorio (por ejemplo, un sorbente que absorbe el mediador) en el paciente". La US 2011/070424 A1 divulga “un sistema polimérico que comprende por lo menos un polímero con una pluralidad de poros, y el polímero tiene por lo menos un poro de transporte con un diámetro de aproximadamente 250 Angstroms a aproximadamente 2000 Angstroms y un volumen de poro de transporte mayor de aproximadamente el 1,8% a aproximadamente el 78% de una capacidad de poro del volumen del polímero”.

SUMARIO

La invención se define en la reivindicación 1. Las realizaciones adicionales se definen en las reivindicaciones dependientes. En la presente se proporcionan materiales adecuados y métodos ejemplares para reducir la contaminación por una o más toxinas en una sustancia biológica que comprenden poner en contacto la sustancia biológica con una cantidad eficaz de un sorbente capaz de absorber la toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Á a 40.000Á con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm y sorber la toxina. En la presente también se proporcionan métodos ejemplares adecuados para tratar la contaminación por una o más toxinas en un sujeto que lo necesita, que comprenden poner en contacto una sustancia biológica del sujeto con una cantidad eficaz de un sorbente capaz de absorber la toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Á a 40.000Á con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm y absorber la toxina.

En la presente también se proporcionan kits adecuados para reducir la contaminación por una o más toxinas en una sustancia biológica que comprende un sorbente capaz de absorber una toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Á a 40.000Á con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm y un recipiente para almacenar dicho sorbente cuando no se usa junto con el envase para el mismo. También se divulgan en la presente dispositivos adecuados para reducir la contaminación por una o más toxinas en una sustancia biológica que comprende un sorbente capaz de absorber una toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Á a 40.000Á con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm y un recipiente en el que el sorbente se encuentra dentro del recipiente de tal manera que la sustancia biológica pueda introducirse directamente en el recipiente.

También se proporcionan en la presente composiciones farmacéuticas adecuadas que comprenden un sorbente capaz de absorber una toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Á a 40.000Á con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm y un producto alimenticio o un líquido potable.

En la presente se proporcionan métodos ejemplares para reducir la contaminación por una o más toxinas en una sustancia biológica que comprende poner en contacto la sustancia biológica con una cantidad eficaz de un sorbente capaz de absorber una o más subunidades no tóxicas, en donde cuando dos o más de esas subunidades se combinan para formar una toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Á a 40.000Á con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm, y absorber la uno o más subunidades no tóxicas También se divulgan en la presente métodos para tratar la contaminación por una o más toxinas en un sujeto con necesidad de ello que comprende poner en contacto una sustancia biológica del sujeto con una cantidad eficaz de un sorbente capaz de absorber una o más subunidades no tóxicas, en donde cuando dos o más de esas subunidades se combinan formando una toxina, en donde el sorbente comprende una pluralidad de poros que varían de 50Á a 40.000Á con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g y un tamaño de 0,05 mm a 2 cm, y absorber la una o más subunidades no tóxicas.

BREVE DESCRIPCIÓN DE LOS DIBUJOS

El sumario, así como la siguiente descripción detallada, se entiende mejor cuando se lee junto con los dibujos adjuntos. Con el propósito de ilustrar la invención, en los dibujos se muestran realizaciones ejemplares de la invención. Además, los dibujos no están necesariamente dibujados a escala. En los dibujos:

La Figura 1 ilustra el volumen de poro del sorbente representado en función del diámetro de poro del sorbente en una escala logarítmica.

La Figura 2 ilustra la eliminación de toxina A deClostridium difficileen función del tiempo.

La Figura 3 ilustra la eliminación de la toxina B deClostridium difficileen función del tiempo.

DESCRIPCIÓN DETALLADA DE REALIZACIONES ILUSTRATIVAS

La presente invención puede entenderse más fácilmente haciendo referencia a la siguiente descripción detallada tomada en relación con las figuras y ejemplos adjuntos, que forman parte de esta divulgación. Debe entenderse que la terminología usada en la presente tiene el propósito de describir realizaciones particulares a modo de ejemplo solamente y no se pretende que limite la invención reivindicada. El término "pluralidad", como se usa en la presente, significa más de uno. Cuando se expresa un intervalo de valores, otra realización incluye desde un valor particular y/o hasta el otro valor particular. De manera similar, cuando los valores se expresan como aproximaciones, mediante el uso del antecedente “aproximadamente”, se entenderá que el valor particular forma otra realización. Todos los intervalos son inclusivos y combinables.

Debe apreciarse que ciertas características de la invención que, por claridad, se describen en la presente en el contexto de realizaciones separadas, también pueden proporcionarse en combinación en una única realización. Por el contrario, varias características de la invención que, por brevedad, se describen en el contexto de una única realización, también pueden proporcionarse por separado o en cualquier subcombinación. Una referencia adicional a los valores establecidos en los intervalos incluye todos y cada uno de los valores dentro de ese intervalo.

Se pretende que las siguientes definiciones ayuden a comprender la presente invención:

El término "agente antimicrobiano" incluye agentes antibacterianos, agentes antivirales, agentes antifúngicos, antisépticos y similares. Los agentes antimicrobianos adecuados incluyen, pero no están limitados a isoniazida, rifampicina, pirazinamida, etambutol, eritromicina, vancomicina, tetraciclina, cloranfenicol, sulfonamidas, gentamicina, amoxicilina, penicilina, estreptomicina, ácido p-aminosalicílico, claritromicina, clofazimina, minociclina, sulfonamidas, etionamida, cicloserina, kanamicina, amikacina, capreomicina, viomicina, tiacetazona, rifabutina y quinolonas, como ciprofloxacina, ofloxacina y sparfloxicina, rifampicina, oseltamivir, aciclovir, lamivudina, antifúngicos de azoles, echinocandinas, equinocandinas, u otros. Los agentes antibacterianos incluyen, pero no están limitados a, agentes antibacterianos de p-lactama que incluyen, por ejemplo, carbenicilina; ampicilina, cloxacilina, oxacilina y pieracilina, cefalosporinas y otras cefemas que incluyen, por ejemplo, cefaclor, cefamandol, cefazolina, cefoperazona, ceftaxima, cefoxitina, ceftazidima, ceftriazona y carbapenemas que incluyen, por ejemplo, imipenem y meropenem; y glicopéptidos, macrólidos, quinolonas (por ejemplo, ácido nalidíxico), tetraciclinas y aminoglucósidos (por ejemplo, gentamicina y paromomicina).

El término "biocompatible" se define para que signifique que el sorbente es capaz de entrar en contacto con fluidos fisiológicos, tejidos vivos u organismos sin producir cambios clínicos inaceptables durante el tiempo que el sorbente está en contacto con los fluidos fisiológicos, tejidos vivos, u organismos. En algunas realizaciones, se pretende que el sorbente sea tolerado por el intestino y el canal alimentario del organismo. Los sorbentes de la presente invención son preferiblemente no tóxicos. Un sorbente biocompatible puede ser un polímero biodegradable, un polímero reabsorbible o ambos.

El término "microbio" incluye bacterias, virus, hongos y parásitos.

El término "toxina" se usa para referirse a una sustancia identificada como un agente etiológico vinculado a un resultado clínico negativo. Las toxinas incluyen subunidades de toxina, precursores de toxina y factores de virulencia. La toxina proviene de una fuente biológica como bacterias, virus, hongos, parásitos, plantas o animales. Una toxina puede preformarse o solo volverse tóxica una vez en presencia de una sustancia biológica. Por ejemplo, la toxina botulínica (uno de los 7 subtipos) es producida por la bacteriaClostridium botulinum,a menudo en condiciones anaeróbicas, como en productos enlatados. Cuando se ingiere, esta toxina botulínica preformada es una de las toxinas más potentes conocidas, bloqueando la transmisión neuromuscular al inhibir la liberación de acetilcolina en la sinapsis, provocando parálisis e insuficiencia respiratoria. La toxina de la ricina, hecha de semillas de ricina, es otro ejemplo de una toxina preformada que cuando se inhala, se inyecta o se ingiere puede ser fatal. Las amatoxinas, de hongos, y las aflatoxinas, que son micotoxinas producidas por cepas de la especie de hongos,Aspergillus,son ejemplos de otras toxinas preformadas. Una toxina también puede ser producida dentro del cuerpo, a menudo por microbios, pero puede ser producida por las propias células del paciente, como ocurre en la infección viral. Los ejemplos incluyen las toxinas TcdA y TcdB, producidas por la bacteriaClostridium dificiley liberadas en la luz intestinal que mata las células en el tracto gastrointestinal, lo que lleva a una diarrea severa y potencialmente una diarrea mortal. Otro ejemplo es la toxina tipo Shiga o verotoxina que es producida por ciertas cepas deEscherichia colique se transmiten con frecuencia por carne, vegetales o frutas poco cocidas contaminadas y que provocan enfermedades transmitidas por los alimentos. La verotoxina es producida por la bacteria en la luz intestinal, pero luego es absorbida en el torrente sanguíneo, donde es captada por las células endoteliales vasculares, matándolas. La verotoxina se dirige preferentemente al glomérulo, provocando insuficiencia renal y puede llevar al síndrome urémico hemolítico fatal. Otro ejemplo más es la toxina NSP4, producida por las propias células de un paciente después de una infección gastrointestinal con el virus rotavirus. El rotavirus es la causa más común de diarrea grave en bebés, matando a más de 600.000 pacientes al año. La NSP4 actúa como una enterotoxina, activando canales iónicos en el epitelio del colon, provocando una diarrea secretora profusa, sin provocar ningún daño estructural. Un exceso de una sustancia normalmente no tóxica, también puede convertirse en una toxina cuando está presente a altas concentraciones. Un ejemplo incluye las citoquinas, que son proteínas producidas normalmente del sistema inmunitario que a niveles bajos son importantes para la función del sistema inmunitario, pero a niveles altos se convierten en toxinas inflamatorias que provocan la muerte celular, inflamación grave y disfunción orgánica. Las toxinas también pueden formarse por el metabolismo de un precursor o protoxina no tóxico. Un ejemplo es la proteína precursora amiloide, una proteína no tóxica producida en el cuerpo que, cuando es escindida por enzimas llamadas secretasas, puede formar el fragmento de proteína beta-amiloide, una toxina que puede llevar a la formación de placas amiloides, la causa raíz patógena de la Enfermedad de Alzheimer. Las subunidades o precursores no tóxicos también pueden convertirse en toxinas cuando se combinan entre sí. Un ejemplo de esto es la producción de factor letal, factor de edema y antígeno protector porBacillus anthracis,que es responsable de la enfermedad del ántrax. Por sí mismos, no son tóxicos, pero cuando se combinan y se incorporan a la célula, estas subunidades forman toxinas mortales, la toxina letal y la toxina del edema, provocando la muerte celular y la lisis celular. Otro ejemplo es la toxina alfa deStaphylococcus aureus,que no es tóxica como monómero, pero se convierte en una potente toxina hemolítica cuando siete monómeros se ensamblan en un complejo formador de poros. Una sustancia también puede no tener efectos tóxicos cuando se encuentra en una ubicación del cuerpo, pero puede convertirse en una toxina cuando se coloca en otra parte del cuerpo. Un ejemplo de esto es la endotoxina bacteriana gramnegativa, lipopolisacárido, que tiene poca toxicidad en la luz intestinal, pero causa shock séptico si se escapa al torrente sanguíneo. Las toxinas también pueden ser enzimas comunes, como lipasas, amilasas, tripsina, hialuronidasa, colagenasa y otras que provocan daño celular o tisular cuando no están reguladas adecuadamente, o cuando están activas en una región del cuerpo que no está protegida contra su acción enzimática. Cuando estas sustancias ayudan a la propagación o virulencia de los patógenos en el cuerpo, se clasifican como "factores de virulencia". Estos son ejemplos y no se pretende que sean limitativos.

El término "luz gastrointestinal" o "luz" se refiere al espacio o cavidad dentro de un tracto gastrointestinal.

El término "trastorno gastrointestinal" como se usa en la presente incluye gastritis, enfermedad de Menetrier, ulceración gastrointestinal, gastroenteritis, enfermedad inflamatoria gastrointestinal, infección entérica, lesión de la mucosa intestinal, enfermedad inflamatoria intestinal, enfermedad celíaca y similares.

Como se usa en la presente, el término "sorbente" incluye adsorbentes y absorbentes.

Como se usa en la presente, el término "fluidos fisiológicos" son líquidos que se originan en el cuerpo y pueden incluir, pero no están limitados a, secreciones nasofaríngeas, orales, esofágicas, gástricas, pancreáticas, hepáticas, pleurales, pericárdicas, peritoneales, intestinales, prostáticas, seminales, vaginales, así como lágrimas, saliva, secreciones pulmonares o bronquiales, moco, bilis, sangre, linfa, plasma, suero, líquido sinovial, líquido cefalorraquídeo, orina y líquido intersticial, intracelular y extracelular, como fluido que exuda de quemaduras o heridas.

Como se usa en la presente, los "fluidos portadores" son líquidos administrados de manera exógena que incluyen, pero no están limitados a, líquidos administrados por vía oral, a través de un tubo de alimentación, peritonealmente o rectalmente, como un enema o lavado de colon.

Como se usa en la presente, las formas singulares "un", "uno" y "el" incluyen el plural, y la referencia a un valor numérico particular incluye por lo menos ese valor particular, a menos que el contexto indique claramente lo contrario. Cuando se expresa un intervalo de valores, otra realización incluye desde un valor particular y/o hasta el otro valor particular. De manera similar, cuando los valores se expresan como aproximaciones, mediante el uso del antecedente "aproximadamente", se entenderá que el valor particular forma otra realización. Todos los intervalos son inclusivos y combinables.

A menos que se defina lo contrario, todos los demás términos técnicos y científicos usados en la presente tienen el mismo significado que el entendido comúnmente por un experto en la técnica pertinente a los métodos y composiciones descritos. Como se usa en la presente, los siguientes términos y frases tienen los significados que se les atribuyen a menos que se especifique lo contrario.

Además, a continuación se identifican varias referencias.

La presente invención se basa en parte en el descubrimiento de que mediante el diseño de la estructura de poros que se define por la relación del intervalo de tamaño de poro con el volumen de poro, pueden fabricarse composiciones sorbentes biocompatibles que absorben toxinas, precursores de toxinas, subunidades de toxinas o factores de virulencia, denominados colectivamente "toxinas" de un amplio intervalo de tamaños, independientemente de otras características físicas. Los sorbentes biocompatibles pueden usarse para inhibir o reducir la contaminación por una o más toxinas cuando se introducen en una sustancia biológica, generalmente de mamífero, y particularmente humana. Sin embargo, la sustancia biológica también puede ser una sustancia manufacturada que apoye la proliferación o el mantenimiento de un microorganismo. Las composiciones sorbentes serán útiles para reducir toxinas a la vez que trabajan en conjunto con agentes antimicrobianos que matan o detienen el crecimiento de microbios que están produciendo directamente la toxina o provocando que se produzca la toxina. Las composiciones sorbentes también serán útiles en situaciones en las que otros tratamientos pueden no estar disponibles por una variedad de razones. Por ejemplo, los sorbentes pueden usarse en casos donde la toxina no se ha identificado definitivamente. Otro caso en el que el presente sorbente biocompatible y los métodos pueden ser útiles es cuando una toxina es identificable, pero aún no está suficientemente tipada o cultivada para tratamientos dirigidos. Otro caso es donde los antimicrobianos no pueden usarse, por temor a una mayor liberación de toxinas cuando el microbio muere, lo que empeorará la condición del paciente.

Las presentes composiciones sorbentes biocompatibles están compuestas por una pluralidad de poros. Los sorbentes biocompatibles están diseñados para adsorber una amplia gama de toxinas de menos de 1 kDa a 1.000 kDa. Aunque no se pretende estar limitado por la teoría, se cree que el sorbente actúa secuestrando moléculas de un peso molecular predeterminado dentro de los poros. El tamaño de una molécula que puede ser adsorbida por el polímero aumentará a medida que aumente el tamaño de poro del polímero. Al contrario, a medida que aumente el tamaño de poro más allá del tamaño de poro óptimo para la adsorción de una molécula dada, la adsorción de dicha proteína disminuirá o podrá disminuir.

En una realización, un polímero poroso que absorbe moléculas de proteínas pequeñas a medianas iguales o menores a 50.000 Daltons (50 kDa) y excluye la absorción de proteínas sanguíneas grandes comprende la estructura de poros de tal manera que el volumen total de poros del tamaño de poro en el intervalo de 50 Á a 40.000 Á están en el intervalo de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g de sorbente seco. El sorbente tiene una estructura de poro tal que el volumen de poro total del tamaño de poro en el intervalo de 50 Á a 40.000 Á es mayor de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g de sorbente seco; en donde la relación de volumen de poro entre 50Á y 40.000Á (diámetro de poro) a volumen de poro entre 100Á y 1.000Á (diámetro de poro) del sorbente es menor que 3:1.

En otra realización, un polímero poroso que absorbe óptimamente moléculas de proteínas de tamaño mediano a grande de aproximadamente 300.000 Daltons y excluye o minimiza la absorción de proteínas sanguíneas muy grandes comprende la estructura de poros de tal manera que el volumen de poros total del tamaño de poros en el intervalo de 50 Á a 40.000 Á está en el intervalo de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g de sorbente seco. El sorbente tiene una estructura de poro tal que el volumen de poro total del tamaño de poro en el intervalo de 50 Á a 40.000 Á es mayor de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g de sorbente seco; en donde la relación de volumen de poro entre 50Á y 40.000Á (diámetro de poro) con el volumen de poro entre 1.000Á y 10.000Á (diámetro de poro) del sorbente es menor que 2:1.

En otra realización, un polímero poroso que absorbe óptimamente moléculas de proteínas de tamaño muy grande iguales o menores a 1.000.000 Daltons y excluye o minimiza la absorción de proteínas sanguíneas muy grandes comprende la estructura de poro de manera que el volumen de poros total del tamaño de poro en el intervalo de 50 Á a 40.000 Á está en el intervalo de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g de sorbente seco. El sorbente tiene una estructura de poro tal que el volumen de poro total del tamaño de poro en el intervalo de 50 Á a 40.000 Á es mayor de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g de sorbente seco; en donde la relación de volumen de poro entre 50Á y 40.000Á (diámetro de poro) con el volumen de poro entre 10.000Á y 40.000Á (diámetro de poro) del sorbente es menor que 3:1.

El sorbente biocompatible se introduce en una sustancia biológica. El término sustancia biológica incluye sustancias encontradas in vivo, generalmente de un mamífero como perros, gatos, conejos, vacas, ovejas, caballos, cerdos y cabras, preferiblemente un humano. Las sustancias biológicas son, por ejemplo, células o fluidos fisiológicos como saliva, nasofaríngea, sangre, plasma, suero, líquido gastrointestinal, bilis, líquido cefalorraquídeo, pericárdico, líquido vaginal, líquido seminal, líquido prostático, líquido peritoneal, líquido pleural, orina, líquido sinovial, líquido intersticial, líquido intracelular o citoplasma, linfa, secreciones bronquiales, moco, o humor vítreo o acuoso. El término también incluye sustancias que apoyan la proliferación o el mantenimiento de células eucariotas o procariotas, virus, hongos o protozoos ex vivo, como medios de cultivo, matrices biológicas, huevos y similares. El sorbente biocompatible y la sustancia biológica pueden introducirse y mezclarse in vivo o ex vivo.

Las toxinas son más comúnmente sustancias orgánicas como proteínas, péptidos, carbohidratos, lípidos, ácidos nucleicos y combinaciones de los mismos (por ejemplo, proteínas multiméricas o de subunidades múltiples, glicoproteínas, glicolípidos, lipoproteínas, etc.). Las toxinas también pueden incluir productos químicos orgánicos (por ejemplo, alcaloides), así como ciertas moléculas inorgánicas (por ejemplo, cianuro).

Las toxinas pueden ser producidas por una amplia variedad de organismos. Por ejemplo, las toxinas pueden ser producidas por microorganismos como bacterias, virus, hongos y parásitos. Las toxinas también pueden estar formadas por macroorganismos como insectos, peces, crustáceos, mariscos, anfibios, reptiles, aves y mamíferos. Las toxinas también pueden ser producidas por materia vegetativa como plantas, algas y fitoplancton. Los virus típicamente contienen el código genético, a través de ADN o ARN, u otras secuencias de ácidos nucleicos, para dirigir las células que infectan para fabricar proteínas virales, incluyendo toxinas. Muchas toxinas también pueden encontrarse ambientalmente, producto de procesos naturales. Las toxinas pueden formarse mediante el ensamblaje y/o modificación de subunidades que pueden ser o no tóxicas por sí mismas. Las toxinas pueden ser sustancias no tóxicas a bajas concentraciones, pero se vuelven tóxicas a concentraciones más altas. Algunas toxinas pueden ser específicas de la ubicación. Las toxinas también pueden ser subproductos del metabolismo de precursores no tóxicos. Las toxinas también pueden sintetizarse y fabricarse artificialmente (por ejemplo, aplicaciones de guerra biológica, etc.).

Las toxinas exógenas pueden ser ingeridas, inyectadas, inhaladas, absorbidas por la piel o las superficies mucosas como la mucosa bucal u oral, la mucosa sublingual, la mucosa nasal, los senos paranasales, la nasofaringe, la orofaringe, el tracto respiratorio, el tracto gastrointestinal, el tracto urogenital y la mucosa del ojo. Las toxinas endógenas pueden producirse en cualquier parte del cuerpo, como en la sangre, el tracto gastrointestinal, el tracto respiratorio, el tracto urogenital, dentro de los tejidos y dentro de las cavidades corporales. A menudo, las toxinas endógenas pueden actuar localmente, alterando los procesos biológicos locales o provocando enfermedades locales, o las toxinas pueden actuar sistémicamente, alterando los procesos biológicos sistémicos, provocando enfermedades sistémicas o disfunción orgánica. Los precursores no tóxicos también pueden ser absorbidos del medio ambiente o producidos en el cuerpo, y luego se convierten en el cuerpo en toxinas a través del metabolismo u otra modificación.

Las toxinas pueden provocar patología a través de una serie de mecanismos diferentes. Algunos provocan la muerte directa de las células. Por ejemplo, el veneno de araña reclusa marrón contiene varias toxinas que lo hacen tanto citolítico como hemolítico. Estas toxinas son enzimas como la hialuronidasa, la desoxirribonucleasa, la ribonucleasa, la fosfatasa alcalina y la lipasa. Se piensa que la esfingomielinasa D es el componente proteico responsable de la mayor parte de la destrucción del tejido y la hemólisis provocada por el envenenamiento por la araña reclusa marrón. La intensa respuesta inflamatoria mediada por el ácido araquidónico, las prostaglandinas y la infiltración quimiotáctica de neutrófilos se amplifica aún más por una cascada vascular intrínseca que involucra la proteína mediadora C-reactiva y la activación del complemento. Estos y otros factores contribuyen a las reacciones locales y sistémicas del aracnoidismo necrótico. Otros actúan provocando una alteración en la fisiología celular normal. Por ejemplo, el factor de edema de ántrax se une con el antígeno protector para provocar la muerte celular directa.

Una de las fuentes más comunes de toxinas proviene de patógenos entéricos comoClostridium difficile, E. colienterohemorrágica (EHEC)) como E. coli OE157:H7 o E. coli O104:H4,Vibrio cholera, Shigella dysenteriae, y rotavirus.Estas toxinas pueden dañar o matar las células de la mucosa gastrointestinal y pueden alterar la homeostasis gastrointestinal, lo que a menudo da como resultado diarrea y vómitos que pueden llevar a deshidratación, malabsorción y potencialmente incluso la muerte, particularmente en los sujetos jóvenes, ancianos e inmunocomprometidos. Estas toxinas pueden provocar complicaciones más graves como colitis, diarrea con sangre, hemorragia gastrointestinal, disminución de la función del sistema inmunitario, megacolon tóxico, perforación intestinal, shock, sepsis y muerte. Un compromiso de la mucosa gastrointestinal provocado por infección y toxinas puede llevar además a la translocación de bacterias y toxinas, como la endotoxina, desde el tracto intestinal hacia la sangre o el cuerpo, lo que puede desencadenar o exacerbar la sepsis. De acuerdo con el CDC, hubo 221.226 casos de cólera en 45 países en 2009, provocando aproximadamente 5.000 muertes. Estos fueron provocados predominantemente por cepas toxigénicas, o productoras de toxinas, de los serogrupos de cólera O1 y O139, que produjeron grandes cantidades de toxina del cólera. Algunas toxinas pueden ser absorbidas desde el tracto gastrointestinal, como la toxina botulínica o la toxina tipo shiga (STX-1), y distribuirse a diferentes partes del cuerpo a través de la sangre o la linfa, provocando enfermedades.

Los agentes patógenos entéricos se encuentran comúnmente en el medio ambiente e incluyen bacterias, virus, parásitos y plantas. La patogénesis puede estar directamente relacionada con el organismo (por ejemplo,Yersinia enterocolítica,virus Norwalk), relacionada con una toxina producida por el organismo (por ejemplo,Clostridium difficile, E. coli enterotoxigénica(ETEC)), provocada por cambios en la función celular que dan como resultado la liberación de citoquinas proinflamatorias (por ejemplo,E. coli enteropatógena(EPEC),Camplylobacter jejuni),o una combinación de estos mecanismos (por ejemploVibrio cholera, Shigella dysenteriae).

Las realizaciones de la presente invención pueden usarse para inhibir o reducir la contaminación por toxinas a través de un amplio intervalo de pesos moleculares y una toxina preformada o una toxina formada en presencia de la sustancia biológica. Un ejemplo de una toxina formada en presencia de una sustancia biológica es una endotoxina bacteriana, como el lipopolisacárido (LPS). Se cree que la aparición de LPS en el torrente sanguíneo del huésped lleva a la producción endógena de una variedad de factores del huésped que median directa e indirectamente la toxicidad de LPS. Estos mediadores derivados del huésped incluyen muchas citoquinas inflamatorias, hormonas endocrinas y otros factores endógenos, como los leucotrienos y el factor activador de plaquetas bien reconocidos ahora. Las citoquinas como TNF-a, IL-1, e IFN-y se liberan de los macrófagos estimulados y los linfocitos T como resultado de la infección por una variedad de microorganismos incluyendo bacterias, virus, hongos y parásitos. Los factores que interactúan comprenden la cascada de citoquinas. Se ha observado que la TNF-alfa estimula la producción de otros tipos de citoquinas. La IL-1 induce respuestas observadas en la inflamación en general como fiebre, aumento de leucocitos, activación de linfocitos e inducción de biosíntesis de proteínas de fase aguda en el hígado. Sin embargo, a niveles altos, estas citoquinas y otras pueden ser toxinas inflamatorias y provocar efectos no deseados, como pérdida capilar, muerte celular por apoptosis, inestabilidad hemodinámica, disfunción orgánica y caquexia.

Como otro ejemplo, en infecciones bacterianas, las citoquinas como IL-8 actúan como una señal que atrae a los glóbulos blancos como los neutrófilos a la región de la expresión de citoquinas. En general, la liberación de enzimas y aniones de superóxido por los neutrófilos es esencial para destruir las bacterias infectantes. Sin embargo, si la expresión de citoquinas hace que los neutrófilos invadan, por ejemplo, los pulmones, la liberación de enzimas neutrófilos y radicales de oxígeno puede provocar el desarrollo del síndrome de dificultad respiratoria del adulto (SDRA), que puede ser letal.

En ciertas realizaciones, la toxina es de una o más fuentes biológicas diversas. Las fuentes biológicas pueden comprender una o más bacterias, virus, hongos o parásitos como se muestra en la Tabla 1, una lista no exclusiva de toxinas, subunidades de toxinas y sus patógenos representativos.

Tabla 1.

La Tabla 2 es una lista no exclusiva de toxinas virales donde el presente sorbente puede usarse para reducir o inhibir la contaminación de una sustancia biológica.

Tabla 2.

La Tabla 3 es una lista no exclusiva de toxinas fúngicas donde el uso del presente sorbente puede reducir o inhibir la contaminación de una sustancia biológica.

Tabl a 3.

La Tabla 4 es una lista no exclusiva de toxinas derivadas de plantas donde el uso del presente sorbente puede reducir o inhibir la contaminación de una sustancia biológica.

Tabla 4.

La Tabla 5 es una lista no exclusiva de toxinas derivadas de animales donde el uso del presente sorbente puede reducir o inhibir la contaminación de una sustancia biológica.

Tabla 5.

Además, las composiciones de sorbentes biocompatibles pueden comprender una mezcla de sorbentes con diferentes estructuras de poro. Tal mezcla será ventajosa, por ejemplo, cuando el patógeno no se ha identificado definitivamente o hay razones para sospechar que hay múltiples patógenos asociados con la gastroenteritis, como con la ingestión de agua contaminada.

En otro ejemplo, los presentes métodos y sorbentes pueden usarse en el tratamiento de infecciones conClostridium difficilemediante administración oral o rectal. LaC. difficilese adquiere comúnmente en hospitales de todo el mundo y otros entornos de atención médica a largo plazo. Es una de las principales causas de diarrea severa en estas instituciones. En el entorno hospitalario, las consecuencias incluyen estadías más largas, más reingresos y costos más altos. (Glouliouris y col., Clin. Med., 11: 15-19, 2011). Las esporas deC. difficilese excretan en grandes cantidades por los pacientes y la contaminación puede sobrevivir durante meses o años. Las bacterias generalmente son inhibidas por la flora normal del sistema gastrointestinal, pero un desequilibrio o una alteración en la flora del colon permite queC. difficileprolifere y produzca toxinas que provocan diarrea y posiblemente fiebre y colitis. El tratamiento disponible es metronidazol y vancomicina, pero la recurrencia es común porque la recuperación completa requiere restablecer la flora intestinal normal. LaC. difficileproduce dos toxinas, la toxina A y la toxina B, ambas de las cuales son patógenas. (Lyerly et al, Clin. Microbiol. Rev., 1(1):1-18, 1988) Las proteínas son bastante grandes, tanto las toxinas A como B son mayores de 250.000 en condiciones reducidas y se han descrito en un intervalo de 400.000 a 600.000 Daltons para la Toxina A (Krivan y Wilkins, Infect. Immun., 55:1873-1877, 1987; Bano et al, Rev. Infect. Dis.

6:S11-S20 1984; Bano et al, Biochem. Int. 2:629-635, 1981), y de 360.000 a 500.000 Daltons para la Toxina B (Lyerly et al, Infect. Immun. 54: 70-76, 1986).

En otro ejemplo, los presentes métodos y sorbentes pueden usarse para tratar toxinas bacterianas en la sangre usando un sorbente hemocompatible en un sistema de hemoperfusión extracorpórea. La hemodiálisis estándar, la hemofiltración y la hemoperfusión de carbón no son capaces de eliminar toxinas mayores de aproximadamente 10 kDa. Los filtros de corte de alto peso molecular y los cartuchos de sorbente de peso molecular medio no son ideales para la eliminación de toxinas amplias, particularmente grandes (>60 kDa). Este sistema sorbente, junto con antibióticos, podría usarse para eliminar toxinas derivadas de patógenos de la sangre, plasma o suero en un intervalo de menos de 1 kDa a más de 400 kDa. Los ejemplos de infecciones que también producen toxinas transmitidas por la sangre incluyenStaphylococcus aureusyStaphlococus aureusresistente a la meticilina (MRSA) que producen toxina alfa o toxina del síndrome de shock tóxico-1; infección enteral por E. coli enterohemorrágica asociada con toxemia sistémica por toxina tipo shiga; infección porClostridium perfringenscon producción de toxina alfa que provoca fascitis necrotizante; infección de heridas por aeromonas con la producción de toxinas de aerolisina, y otros.

En algunas realizaciones, el sorbente comprende un polímero recubierto que comprende por lo menos un agente de reticulación y por lo menos un agente dispersante.

Algunos polímeros recubiertos preferidos comprenden por lo menos un agente de reticulación y por lo menos un agente dispersante. Los agentes dispersantes adecuados incluyen hidroxietilcelulosa, hidroxipropilcelulosa, poli(metacrilato de hidroxietilo), poli(acrilato de hidroxietilo), poli(metacrilato de hidroxipropilo), poli(acrilato de hidroxipropilo), poli(metacrilato de dimetilaminoetilo), poli(acrilato dimetilaminometilo), poli (metacrilato de dietilaminoetilo), poli(acrilato dedietilaminoetilo), poli(alcohol vinílico), poli(N-vinilpirrolidinona), sales de poli(ácido metacrílico) y sales de poli(ácido acrílico) y mezclas de los mismos.

Los agentes de reticulación adecuados incluyen divinilbenceno, trivinilbenceno, divinilnaftaleno, trivinilciclohexano, divinilsulfona, trimetacrilato de trimetilolpropano, dimetacrilato de trimetilolpropano triacrilato, de trimetilolpropano, diacrilato de trimetilolpropano, dimetacrilatos de pentaeritrital, trimetacrilatos de pentaeritrital, tetrametacrilatos de pentaeritrital, diacrilatos de pentaeritritol, triacrilatos de pentaeritritol, tetraacrilatos de pentaeritritol, dimetacrilatos de dipentaeritritol, trimetacrilatos de dipentaeritritol, tetrametacrilatos de dipentaeritritol, diacrilatos de dipentaeritritol, triacrilatos de dipentaeritritol, tetraacrilatos de dipentaeritritol, diacrilatos de divinilformamida y mezclas de los mismos. Preferiblemente, el polímero se desarrolla simultáneamente con la formación del recubrimiento, de tal manera que el agente dispersante se une químicamente a la superficie del polímero.

El uso de un solvente orgánico como un porógeno o formador de poros, y la separación de fases resultante inducida durante la polimerización produce polímeros porosos. Algunos porógenos preferidos son el alcohol bencílico, ciclohexano, ciclohexanol, mezclas de ciclohexanol/tolueno, ciclohexanona, decano, mezclas de decano/tolueno, ácido di-2-etilhexilfosfórico, ftalato de di-2-etilhexilo, ácido 2-etil-1-hexanoico, 2-etil-1-hexanol, mezclas de 2-etil-1-hexanol/n-heptano, mezclas de 2-etil-1-hexanol/tolueno, alcohol isoamílico, n-heptano, n-heptano/acetato de etilo, nheptano/acetato de isoamilo, mezclas de n-heptano/tetralina, mezclas de n-heptano/tolueno, mezclas de nhexano/tolueno, pentanol, poli(metacrilato de estireno-co-metilo)/ftalato de dibutilo, mezclas de poliestireno/2-etil-1-hexanol, poliestireno/ ftalato de dibutilo, mezclas de poliestireno/n-hexano, mezclas de poliestireno/tolueno, tolueno, tri-n-butilfosfato, mezclas de 1,2,3-tricloroproano/2-etil-1-hexanol, 2,2,4-trimetil pentano (isooctano), mezclas de trimetil pentano/tolueno, mezclas de poli(propilenglicol)/tolueno, mezclas de poli(propilenglicol)/ciclohexanol, y mezclas de poli(propilenglicol)/2-etil-1 -hexanol.

Los sorbentes preferidos comprenden polímeros derivados de uno o más monómeros seleccionados de divinilbenceno y etilvinilbenceno, estireno, etiliestireno, acrilonitrilo, metacrilato de butilo, metacrilato de octilo, acrilato de butilo, acrilato de octilo, metacrilato de cetilo, acrilato de cetilo, acrilato de etilo, metacrilato de etilo, acrilato de etilo, viniltolueno, vinilnaftaleno, alcohol de vinilbencilo, vinilformamida, metacrilato de metilo, acrilato de metilo, trivinilbenceno, divinilnaftaleno, trivinilciclohexano, divinilsulfona, trimetacrilato de trimetilolpropano, trimetilolpropano, dimetacrilato de trimetilolpropano triacrilato de trimetilolpropano, diacrilato de trimetilolpropano, dimetacrilato de pentaeritritol trimetacrilato, tetrametacrilato de pentaeritritol, diacrilato de pentaeritritol, triiacrilato de pentaeritritol, tetraacrilato de pentaeritritol, dimetacrilato de dipentaeritritol, trimetacrilato de dipentaeritritol, tetrametacrilato de dipentaeritritol, diacrilato de dipentaeritritol, triacrilato de dipentaeritritol, tetraacrilato de dipentaeritritol, divinilformamida y mezclas de los mismos.

Algunos polímeros preferidos comprenden polímeros de intercambio iónico.

Algunos polímeros preferidos comprenden polímeros celulósicos. Los polímeros adecuados incluyen geles de dextrano reticulados como Sephadex™.

Ciertos polímeros preferidos comprenden copolímeros de estireno o divinilbenceno altamente reticulados porosos. Algunos de estos copolímeros comprenden un copolímero de estireno-divinilbenceno-etiliestireno macroporoso o mesoporoso sometido a una clorometilación parcial a un contenido de cloro de hasta el 7% de peso molecular. Otros de estos polímeros son un poliestireno hipereeticulado producido a partir de copolímeros de estireno reticulados mediante una clorometilación extensiva y una posterior reticulación posterior mediante tratamiento con un catalizador Friedel-Crafts en estado hinchado. Otros de estos polímeros son un poliestireno hiperreticulado producido a partir de copolímeros de estireno reticulados mediante una reticulación adicional extensiva en estado hinchado con agentes de reticulación bifuncionales seleccionados del grupo que comprende monoclorodimetil éter y dicloruro de pxilileno.

Algunos polímeros útiles en la puesta en práctica de la invención son polímeros hidrófilos autohumectantes que pueden administrarse como polvo seco que contiene grupos funcionales hidrófilos como grupos aminas, hidroxilo, sulfonato y carboxilo.

Ciertos polímeros útiles en la invención son polímeros macroporosos preparados a partir de los monómeros polimerizables de estireno, divinilbenceno, etilvinilbenceno y los monómeros de acrilato y metacrilato como los enumerados a continuación por el fabricante. Rohm and Haas Company, (ahora parte de Dow Chemical Company): (i) sorbentes poliméricos macroporosos como Amberlite™ XAD-1, Amberlite™ XAD-2, Amberlite™ XAD-4, Amberlite™ XAD-7, Amberlite™ XAD-7HP, Amberlite™ XAD-8, Amberlite™ XAD-16, Amberlite™ XAD-16 HP, Amberlite™ XAD-18, Amberlite™ XAD-200, Amberlite™ XAD-1180, Amberlite™ XAD- 2000, Amberlite™ XAD-2005, Amberlite™ XAD-2010, Amberlite™ XAD-761, y Amberlite™ XE-305, y sorbentes de grado cromatográfico como Amberchrom™ CG 71,s,m,c, Amberchrom™ CG 161,s,m,c, Amberchrom™ CG 300,s,m,c, y Amberchrom™ CG 1000,s,m,c. Dow Chemical Company: Dowex™ Optipore™ L-493, Dowex™ Optipore™ V-493, Dowex™ Optipore™ V-502, Dowex™ Optipore™ L-285, Dowex™ Optipore™ L-323, y Dowex™ Optipore™ V-503. Lanxess (anteriomente Bayer and Sybron): Lewatit™ VPOC 1064 MD PH, Lewatit™ VPOC 1163, Lewatit™ OC EP 63, Lewatit™ S 6328A, Lewatit™ OC 1066, y Lewatit™ 60/150 MIBK. Mitsubishi Chemical Corporation: Diaion™ HP 10, Diaion™ HP 20, Diaion™ HP 21, Diaion™ HP 30, Diaion™ HP 40, Diaion™ HP 50, Diaion™ SP70, Diaion™ SP 205, Diaion™ SP 206, Diaion™ SP 207, Diaion™ SP 700, Diaion™ SP 800, Diaion™ SP 825, Diaion™ SP 850, Diaion™ SP 875, Diaion™ HP IMG, Diaion™ HP 2MG, Diaion™ CHP 55A, Diaion™ CHP 55Y, Diaion™ CHP 20A, Diaion™ CHP 20Y, Diaion™ CHP 2MGY, Diaion™ CHP 20P, Diaion™ HP 20SS, Diaion™ SP 20SS, y Diaion™ SP 207SS. Purolite Company: Purosorb™ AP 250 y Purosorb™ AP 400.

La presente invención no se basa en la carga o en una reacción de unión del complejo ligando-receptor para inhibir o reducir la toxicidad del patógeno. Bacon Kurtz et al. describen un polímero que usa grupos funcionales de ácidos unidos a la cadena principal del polímero para unir la toxina A y la toxina B deClostridium difficile.(Patente de Estados Unidos 6.890.523). La interacción en Kurtz es iónica donde un grupo hidrófobo o hidrófilo unido al polímero se une a la toxina. Chamot y col. (Solicitud de Patente de Estados Unidos 2006/009169) describe el uso de partículas de polímero inorgánico enlazadas a una fracción de unión a toxina compuesto por secuencias de oligosacáridos que se unen a la toxina A y a la toxina B deC difficile.También se describe un tamaño de poro de la superficie de unión a la toxina 2 veces mayor que el diámetro de la toxina. Chamot describió fracciones de oligosacáridos que se unen a toxinas para formar un complejo tipo ligando/receptor.

Los materiales poliméricos usados como sorbente generalmente no son metabolizables por humanos y animales, pero pueden sintetizarse a partir de materiales caracterizados como un polímero biodegradable, un polímero reabsorbible, o ambos. Ciertos polímeros pueden ser partículas con forma irregular o regular, como polvos, perlas u otras formas con un diámetro en el intervalo de 0,1 micrómetros a 2 centímetros.

Los polímeros usados en la presente invención preferiblemente tienen recubrimientos de superficie exterior biocompatibles y hemocompatibles, pero no es absolutamente necesario, especialmente en ciertas circunstancias, como administración oral o rectal. Ciertos de estos recubrimientos están unidos covalentemente a la partícula de polímero (perlas, por ejemplo) por injerto de radicales libres. El injerto de radicales libres puede producirse, por ejemplo, durante la transformación de las gotitas de monómero en perlas de polímero. El recubrimiento dispersante y la estabilización de las gotas de monómero se une covalentemente a la superficie de la gotita a medida que los monómeros dentro de las gotitas se polimerizan y se convierten en polímero. Los recubrimientos de superficie exterior biocompatibles y hemocompatibles pueden injertarse covalentemente en las perlas de polímero preformadas si el dispersante usado en la polimerización por suspensión no es una que imparta biocompatibilidad o hemocompatibilidad. El injerto de recubrimientos biocompatibles y hemocompatibles sobre perlas de polímero preformadas se lleva a cabo activando iniciadores de radicales libres en presencia de monómeros u oligómeros de bajo peso molecular de los polímeros que imparten biocompatibilidad o hemocompatibilidad al recubrimiento de superficie.

La vía de administración puede ser sistémica o localizada. En ciertas realizaciones, las composiciones pueden administrarse por vía oral, rectal o mediante un tubo de alimentación. El sorbente puede suministrarse como un polvo seco u otra partícula seca capaz de humedecerse externa o internamente en el canal alimentario, incluso en el entorno gástrico o entérico, con o sin la adición de agentes humectantes como alcohol etílico o isopropílico, líquidos potables como agua u otro fluido portador. Otras posibles vías de administración incluyen la administración subcutánea o transdérmica. En algunas realizaciones, la administración es tópica. Dichos métodos incluyen la administración oftálmica, la administración a la piel o las heridas, la administración directa en una cavidad o articulación corporal y la administración a las membranas mucosas, como la administración nasal, oral, vaginal y rectal u otra administración al canal alimentario. En algunas realizaciones, el tratamiento es extracorpóreo. La administración extracorpórea incluiría la eliminación de mediadores inflamatorios de la sangre o fluidos fisiológicos haciendo circular los fluidos a través de un dispositivo que contiene sorbente y devolviéndolo al cuerpo. En algunas realizaciones, tales métodos incluyen administración local o sistémica a través de una ruta parenteral. La administración parenteral incluye inyección o infusión intravenosa, intraarterial, subcutánea, intraperitoneal o intramuscular; o intracraneal (incluyendo la administración intratecal o intraventricular).

El sorbente puede formularse como, por ejemplo, un polvo, un comprimido, una cápsula, una solución, una lechada, una emulsión, un supositorio o una sustancia alimenticia. El sorbente puede envasarse en botellas portátiles, viales, envases blíster, bolsas, bolsitas u otro recipiente que permita dosificaciones individuales o múltiples. Dependiendo del uso, el sorbente puede ser estéril o no estéril. El polímero puede esterilizarse mediante métodos estándar. Tales métodos son bien conocidos por los expertos en la técnica. La cantidad terapéuticamente eficaz puede administrarse en una serie de dosis separadas por intervalos de tiempo apropiados, como horas. Las composiciones de la presente invención pueden administrarse mediante métodos bien conocidos por los expertos en la técnica.

La descripción anterior se proporciona con propósitos explicativos y no debe interpretarse como limitativa de la invención. Aunque la invención puede haberse descrito con referencia a realizaciones preferidas o métodos preferidos, se entiende que las palabras que se han usado en la presente son palabras de descripción e ilustración, en lugar de palabras de limitación. Además, aunque la invención se ha descrito en la presente con referencia a una estructura de materiales, métodos, composiciones y realizaciones particulares, no se pretende que la invención se limite a los detalles divulgados en la presente, ya que la invención se extiende a todas las estructuras, métodos, composiciones y usos están dentro del alcance de las reivindicaciones adjuntas. Además, se han descrito varias ventajas que fluyen de la composición y los métodos; la presente invención no se limita a la composición y los métodos que abarcan cualquiera o todas estas ventajas. Aquellos expertos en tecnología de polímeros biocompatibles, que tienen el beneficio de las enseñanzas de esta especificación, pueden efectuar numerosas modificaciones a la invención como se describe en la presente, y pueden hacerse cambios sin apartarse del alcance de la invención como se define en las reivindicaciones adjuntas. Además, cualquier característica de una realización descrita puede ser aplicable a las otras realizaciones descritas en la presente. Por ejemplo, cualquier característica o ventaja relacionada con el diseño de los polímeros biocompatibles con respecto al análisis de una realización de absorción de toxinas particular puede ser aplicable a cualquier otra realización de absorción de toxinas descrita en la presente.

EJEMPLOS

Ejemplos 1-18

Dieciocho adsorbentes poliméricos porosos se caracterizan por sus estructuras de poro y sus síntesis se describe en los Ejemplos 1-18. La caracterización de la estructura de poro se proporciona en el Ejemplo 19.

El proceso de síntesis consiste de (1) preparar la fase acuosa, (2) preparar la fase orgánica, (3) llevar a cabo la polimerización en suspensión, (4) purificar el producto adsorbente polimérico poroso resultante (tratamiento), y (5) adición de un recubrimiento hemocompatible.

El siguiente procedimiento de síntesis se generaliza para adaptarse a todas las muestras que se hicieron. El proceso sintético varió entre cada muestra de polímero; consultar la Tabla 6, siguiendo el procedimiento generalizado, para ver condiciones de ejecución específicas para cada ejemplo.

Configuración del reactor. Se ajustó un reactor de caldera de 5 l o 0,5 l con un agitador sobre la cabeza, un condensador enfriado por agua, una pala agitadora multinivel, un termopar y un burbujeador. Para los hervidores de 0,5 l, se instaló una junta entre la tapa superior y el hervidor inferior. Las configuraciones de 5 l tenían un conjunto de placa deflectora y dos juntas de goma planas instaladas entre la tapa superior y la caldera inferior. Todos los puertos no usados se taparon con el tapón apropiado. La temperatura se controló con un manto calefactor que fue regulado por un controlador de temperatura equipado con el termopar mencionado anteriormente.

Polimerización. Se dispersó alcohol polivinílico ("PVA") en la mitad de la carga de agua a temperatura ambiente (RT) y luego se calentó a 70° C. Las sales restantes: MSP, DSP, TSP y nitrito de sodio se disolvieron luego en el resto de la carga de agua. La solución de PVA y la solución de sales se añadieron cada una al reactor y se calentaron a la temperatura de reacción deseada con agitación. La fase orgánica premezclada, incluido el iniciador, se vertió en el reactor sobre la fase acuosa con la velocidad de agitación establecida a las revoluciones por minuto ("rpm") para la formación del tamaño de gotita apropiado. Una vez que la temperatura alcanzó el punto establecido, el temporizador de reacción se ajustó durante 16 horas y comenzó y se dejó continuar la reacción.

T ratamiento. Nivel de solvente marcado. Después de enfriar, el solvente se extrajo hasta el nivel de las perlas.

Luego se lavaron las perlas 5 veces con agua a 50° C-70° C a una velocidad de 1 volumen de lecho por media hora. Los siguientes pasos en el tratamiento se omitieron si se había modificado el polímero (ver Tabla 6). Las cuentas se lavaron 3 veces con metanol a RT a una velocidad de 1 volumen de lecho por 10 minutos. El polímero se extrajo mediante un aparato Soxhlet durante la noche. El polímero se eliminó con vapor durante 8 horas. Después de completar la tira de vapor, el polímero se volvió a humedecer en alcohol isopropílico y luego se tamizó con agua purificada hasta el tamaño de partícula deseado. El polímero se secó luego en un horno a 100° C.

Configuración de modificación. Se equipó un reactor de caldera con un agitador superior, una pala agitadora multinivel y un termopar. Todos los puertos no usados se taparon con el tapón apropiado y un adaptador de manguera abierta como ventilación. Se instaló una junta entre la tapa superior y la caldera inferior. La temperatura se controló con un manto calefactor regulado por un controlador de temperatura equipado con el termopar mencionado anteriormente.

Reacción de modificación. El polímero se lavó 10 veces con alcohol isopropílico a aproximadamente 1 volumen de lecho por hora y luego 10 veces con agua purificada a aproximadamente 1 volumen de lecho por hora. El polímero se tamizó al tamaño de partícula deseado y se añadió a la configuración del reactor. El exceso de agua se extrajo justo por encima del nivel del lecho y luego se añadió el agua cargada. El controlador de temperatura se estableció a 40° C y luego se inició. El agitador superior también se inició. Se añadió cada reactivo mientras el sistema estaba aumentando gradualmente hasta el punto de ajuste de 40° C. Se añadió persulfato de amonio (AMPS) en agua cuando la temperatura estaba entre 30° C y 34° C. Se añadieron NNNN-tetrametiletilendiamina (TMED) y agua entre 35° C y 36° C. Se añadieron vinilpirrolidinona (VP) y agua entre 39° C y 40° C. El temporizador de reacción de dos horas se inició cuando la temperatura alcanzó los 40° C; se permitió que la reacción continuara. Después de enfriarse, el solvente se desvió hasta el nivel de las perlas. Luego se lavaron las perlas 3 veces con agua a RT a una velocidad de 1 volumen de lecho por media hora. Las perlas se decaparon al vapor durante 6 horas. Las perlas se volvieron a humedecer en alcohol isopropílico y se lavaron diez veces en H2O purificada. El polímero se secó luego en un horno a 100° C.

Este proceso dio como resultado un adsorbente limpio y seco en forma de perlas de polímero esféricas y porosas.

Tabla 6: Condiciones de Síntesis para los Ejemplos 1-18

EjemploEjemplo EjemploEjemploEjemplo '<2>3 4 '5TDG- TDG-RJR-090- TDG- RJR-090-057-64 071-167 030057-11S013

Condiciones de Ejecución

Tamaño de caldera 0.5 5.0 0.5 0.5 0.5 Temperatura de reacción 80 80 80 87 87

Cargas de fase acuosa

Artículo Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Agua Ultrapura 231,26 1734,47 231.26 231.26 231.26 Alcohol Polivinílico (PVA) 0,68 5.06 0.68 0.68 0,68 Fosfato monosódico (MSP) 0.71 5.34 0.71 0.71 0.71 Fosfato disódico (DSP) 2,36 17.71 2.36 2.36 2,36 FosfaLo irixódico (TSP) 1,47 10.99 1,47 1.47 1,47 Nitrito de Sodio 0:01 0.05 0.01 0.01 o.m Total 236.49 1773.62 236,49 236.49 236.49

Cargas de fase orgánica

Artículo Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Divimlbenceno (DVB) (63%) 129,55 592.92 83.03 83.03 83,03

Tolueno 0,00 390.48 0.00 0.00 0,00 Isooctano 0,00448.470.00 0.00 0,00 Ciclohcxanol 102,82 0.00 143.45 151.00 151.00 PPG 0,00 0..00 7.55 0.00 0.00 Peróxido de Benzoilo (BPO) (97%) 1,324.490,84 0.84 0,84

Total, sin BPO 232,37 1431.87 234,03 234.03 234.03

Tratamiento

Lavados con mctanol 3 N/A 3 3 Solvente de soxhlct Acetona N/A Acetona Acetona Acetona Tamaño de tamiz (pm) 300-600 300-600 300-600 300-600 300-600

Modificación

Cantidaddepolímero que se está

N/A 500N/AN/A 400 modificando, mi

N/A180 N/A N/AL44N/A N/A N/A

N/A N/A N/A

N/A N/A<n>/<a>

(continuación)

en Agua para Adición, nil N/A N/A N/A li Vinilpirrolidinona (VP), g N/A<N/A N/A 1.4>en Agua para Adición, mi N/A N/A N/A 33

Ejemplo Ejemplo Ejemplo Ejemplo Ejemplo 6 7 8910 RJR-090- RJR-090- RJR-090- RJR-090- RJR-090-014 016 023 087 091

Condiciones de Ejecución

Tamaño de caldera 5.0 5.0 0,5 0.5 0.5 Temperatura de Reacción 80 87 80 80 80

Cargas de Fase Acuosa

Artículo Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Agua Ultrapura 1500.00 1734.47 231,26 231.26 231,26 Alcohol Polivinílico (PVA) 4.38 5.06 0.68 0,68 0.68 Fosfato monosódico (MSP) 4.63 5.34 0.71 0.71 0.71 Fosfato Disódico (DSP) 15.31 17.71 2.36 2,36 2.36 Fosfato Trisódieo (ISP) 9.50 10.99 1.47 1,47 1.47 Nitrito de Sodio 0.05 0,05 0.01 0.01 0.01

Total 1533.87 1773.62 236,49 236.49 236.49

Cargas de fase orgánica

.Artículo Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Divinilbcnccno (DVB) (63%) 1373.00 581.23 129.55 94,73 106.38

Tolueno 0,00 0.00 0.00 0,00 0.00Tsooctano0.00 0.00 0.00 0.00 0.00Ciclohexanol0.00 1057,01 77,11 128.47 114.14 PPG 0.00 0,00 2,5.70 10.42 12.68 Peróxido de Benzoilo (BPO) (97%)<6.91 5.91 1,32 0.96 1,08>

Total, sin BPO1373.00 1638.24 232.36 233,62 233.20

Tratamiento

T.avados con mcranol N/A 3 3 3 Solvente de soxhlct N/A Ace Lona Acetona AceLona Acetona Tamaño de tamiz (pin) 106-212 106-212 300-600 300-600 300-600

Modificación

Cantidad de Polímero que se500 600 N/A N/A N/Aestá modificando, mi

Agua Cargada, mi 1K0 216<N/A N/A N/A>Persulfalo de amonio (AMPS), g 0.0324 4.1 ' N/A<N/A N/A>cu Agua para Adición, mi 28 33<N/A N/A N/A>(continuación)

NNNN-Tcirametilctilcndiamiiia N/A N/A N/A (TMED). g 169 4.3

en Agua para Adición, mi 42 17 N/A N/A N/A Vinilpirrolidinona (VP), g 344 2.1 NA N/A N/A en Agua para Adición, mi 14 50 N/A N/A N/A

Ejemplo Ejemplo Ejemplo Ejemplo

‘ Li 12 13 14

FU R-090- RJR-090- RT-075- TDG-13S 137 14-1 057-145

Condiciones de E jecución

Dimano de caldera 0.5 0.5 5.0 5.0 Temperatura de reacción 80 80 80 80

Cargas de lase acuosa

Artículo irga, g Cania, g Carga, g Carga, g Agua L'lrrapura 231.26 231.26 1500.00 1734.47 Alcohol Polivinílico (PVA) 0.68 0,68 4.38 5.06 Fosfato moiiosódico (MSP) 0.71 0,71 4.63 5.34 Fosfato disódico (DSP) 2.36 2.36 1531 17.71 Fosfato trisódico (TSP) 1.47 1.47 9,50 10.99 Nitrito de Sodio 0.01 0.01 0.05 0.05

ToLal 236,49 236,49 1533.87 1773.62

Cargas de fase orgánica

Articulo Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Divinilbenceno (DVB) (63%) 106.38 94.73 i 373.00 592.92

Tolueno 0.00 0,00i.io'ü390.48 Isooctano Ü.00 0,00 0.00 448.47 Ciclohexanol 115.73 130,21<o.tio>0.00

PPG 11.10 8,68 0.00 0.00 Peróxido de Bcnzoilo (BPO) (97%) 1.U8 0,96 6.91 4.49

Total, sin BPO 233.21 233,62 1373.00 1431.87

Tratamiento

Lavados con metanol 3 N/A N/A Solvente de soxhlct Acetona Acetona N/A N/A Tamaño de tamiz (pin) 300-600 300-61)0 300-600 45-106

Modificación

Cantidad de polímero que se está

N/A N/A N/A 2000 modificando, mi

____________ Agua cargada, mi N/A N/A N/A 721 Pcrsulfato de Amonio (AMPS), g N/A N/A N/A 12.9 (continuación)

Ejemplo Ejemplo Ejemplo

’ 15 16 17 Ejemplo RJR-090- RJR-090- RJR-090- 18

RJR-090-178 021 187 031

Condiciones de Ejecución

Tamaño de caldera 0.5<0.5 0.5 0.5>Temperaturade reacción 80 80 80<80>

Cargas de fase acuosa

Articulo Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Agua U1 Impura 231,26 231.26 231.26 231.26 Alcohol Polivmílico (PVA) 0,68<0.68 0.68 0,68>Fosfato monosódico (MSP)<0.71 0.71 0.71 0,71>Fosfato disódico (DSP)<2.36 2,36 2,36 2.36>Fosfato trisódico (TSP) 1,47 1.47 l ,47 1.47NiLriLo de Sodio0,01 0.01 0.01 0.0 iTrnal236.49 236.49 236.49 236.49

Cargas de fase orgánica

Articulo Carga, g Carga, g Carga, g Carga, g Divinilbenceno (DVB) (63%) 106,38 83.03 106.38 106.38

Tolueno0.Ü0 0.00 0.00 0.00 Isooclano 0.00 0.00 0.00 0.00Ciclohcxanol109.07 113.25 (04.63 107.80 PPG 17.76 37.75 22. L9 19,02 Peróxido de Ben/oilo (BPO) (97%) 1.08<0.84 1.08 1,08>

TolaL sin BPO233.21 234.03 233.20 233.20

Tratamiento

Lavados con mctanol<3 3 3>Solvente de soxlilclAcciona Acciona Acetona AccionaTamaño de tamiz (pm)3UU-60Ü 300-600 300-600 300-600

Modificación

Cantidad de poliméro que se estáN/A N/A N/A N/Amodiñeando, mi

Agua cargada, mi<NA N/A N/A N/A>(continuación)

N/A- N/A N/A N/A N/A N/A N/A N/A

N/A, N/A N/A N/A

N/A N/A N/A N/A

Ejemplo 19: Caracterización de las estructuras de poro

Las estructuras de poro de los polímeros adsorbentes se analizaron con un Micromeritics AutoPore IV 9500 V1.09, un Penetrómetro de mercurio (instrumento de intrusión de Hg) o un instrumento Micromeritics ASAP 2010 (Desorción de N2). Los resultados se muestran en la Figura 1, donde el volumen de poro se representa en función del diámetro de poro. La Figura 1 muestra las estructuras de poro diferenciales logarítmicas para los Ejemplos 1-18.

Ejemplo 20: Caracterización de las estructuras de poro

El volumen de poros se divide en categorías dentro de los intervalos de tamaño de poro para cada uno de los polímeros sorbentes y estos valores se proporcionan en las Tablas 7 y 8. En el primer intervalo, el volumen de poros de capacidad es el volumen de poros que es accesible para la sorción de proteínas y consiste del volumen de poros en poros mayores de 100 Á de diámetro. El volumen de poros efectivo es ese volumen de poros que es selectivamente accesible para proteínas más pequeñas de aproximadamente 50.000 Daltons y consiste de diámetros de poro dentro del intervalo de 100 a 1000 Á de diámetro. El volumen de poros sobredimensionado es el volumen de poros accesible a proteínas mayores de aproximadamente 50.000 Daltons y consiste del volumen de poros en poros mayores de 1000 Á de diámetro. El volumen de poros infradimensionado es el volumen de poros en poros más pequeños de 100 Á de diámetro y no es accesible a proteínas más grandes de aproximadamente 10.000 Daltons.

En el segundo intervalo, el volumen de poros de capacidad es ese volumen de poros que es accesible para la sorción de proteínas y consiste del volumen de poros en poros de más de 1.000 Á de diámetro. El volumen de poros efectivo es ese volumen de poros que es selectivamente accesible para proteínas más pequeñas de aproximadamente 300.000 Daltons y consiste de diámetros de poro dentro del intervalo de 1000 a 10000 Á de diámetro. El volumen de poros sobredimensionado es el volumen de poros accesible a proteínas mayores de 300.000 Daltons y consiste del volumen de poros en poros mayores de 1000 Á de diámetro. El volumen de poros de infradimensionado es el volumen de poros en poros menores de 1.000 Á de diámetro y no es accesible a proteínas mayores de aproximadamente 10.000 Daltons.

En el tercer intervalo, el volumen de poros de capacidad es el volumen de poros que es accesible para la sorción de proteínas y consiste del volumen de poros en poros mayores de 500 Á de diámetro. El volumen de poros efectivo es ese volumen de poros que es selectivamente accesible para proteínas más pequeñas de 1.000.000 de Daltons y consiste de diámetros de poro dentro del intervalo de 10.000 a 40.000 Á de diámetro. El volumen de poros sobredimensionado es el volumen de poros accesible a proteínas mayores de 1.000.000 de Daltons y consiste del volumen de poros en poros mayores de 40.000 Á de diámetro. El volumen de poros infradimensionado es el volumen de poros en poros menores de 10.000 Á de diámetro y no es accesible a proteínas mayores de aproximadamente 40.000 Daltons.

La Tabla 7 proporciona los volúmenes de poros y las relaciones de volumen de poros para los Ejemplos 1 18.

TílWO 7

volumen de poncxc&'g} volumen de porofcc/g) volumen de pono (« J g ) volumen oe poro [cc/g M onuxede de ponas, rtsvaio de poros, intervalo de* poros, intervalo ds de poros, ntervaiode ol¡mero diámetro 5ÍWÜOOCA diámetro 100-1 OOCA diámetro 1000- lOOOOA diánelro I000040 000 A TDG -057 064 0 82 0.71 0.00 000 TDG -□71-167 1 75 oeo 0 78 005 RJR-CtítKiíO 2 25 0 32 1 72 0 17 tchs-057 l i e 2 54 080 1.26 03 2 RJR

090-013 2 54 0 88 1 26 0 32 RJR CW-Ü14N IA N ÍAN/A N/A RJR-090-0162270.91 103 0 20 RJR

090-023 0 95 0 10 001 0 02 RJR-090-087 169 0 20 138 0 06 RJR-090-091 T.46 02 5 120 0.01 RJR-090-136 166 0.41 1.18 0 07 RJR-090-137 1.91 0 24 153 0 10 RT-075-14-1N IA N ÍA N ÍA N Í ATDG

057-145 1 75 0.00 0 73 0 05 RjR-090-170 1 36 0 15 1 12 0 05 HJK-090-021 152 0.04 021 1.24 KJK-090-107 0 86 0 05 0.13 060 RJR

090-031 1 52 0.09 0.52 057

La tabla 8 proporciona las relaciones de volúmenes de poros para los Ejemplos 1-18.

Tabla 8.

T

D G -0 5 7 - 0 6 4 1 2 : 1 2 1 9 8 : 1 M / A

T O G -0 7 1 - 1 6 7 2 .2 : 1 2 2 1 2 2 1

R J R -0 9 0 - 0 3 0 6 .9 : 1 1 . 3 . 1 1 3 4 1

T O G -0 5 7 - 1 1 0 2 .9 : 1 2 .0 . 1 0 0 1

R j R -0 9 0 - 0 1 3 2 .9 .1 2 0 1 0 . 0 . 1

R J R -0 9 0 0 1 4 N M N j' A N I A

R J R -0 9 0 0 1 6 2 5 1 2 .1 : 1 1 1 4 : 1

R J R -0 9 0 - 0 2 3 9 .1 : 1 i 2 : 1 5 2 9 i

R J R

0 9 0 - 0 0 7 0 4 1 1 .2 : 1 2 7 2 : 1

R J R -0 9 0 - 0 9 1 6 0 1 1 .2 : 1 í e s i ; i

R J R

0 9 0 - 1 3 6 4 . 1 : 1 i 4 1 2 5 7 1

R J R -0 9 0 - 1 3 7 7 9 : 1 I 3 1 1 9 . 2 : 1

R T -0 7 5 - 1 4 - 1 M ' A M ' A N / A

T D G -0 5 7 - 1 4 5 2 2 : 1 2 .2 : 1 3 7 6 1

R j R -0 9 0 - 1 7 0 9 0 : 1 1 .2 : 1 2 5 6 l

R J R -0 9 0 - 0 2 1 4 2 1 1 7 1 1 1 2 : 1

R J R -0 9 0 - 1 & 7 1 9 .4 .1 6 . 7 . 1 1 3 1

R J R -0 9 0 - 0 3 1 1 3 . 9 1 2 . 3 : 1 2 1 1

Ejemplo 21: Toxina A deC. difficilein Vitro (rTcdA)

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero. (Identificación de las perlas porosas: TDG-057-118, RJR-090-136, RJR-090-091, RJR-090-137, RJR-090-023 y RJR-090-178, e identificación de las perlas no porosas: RT-075-1-14) para unirse aClostridium difficilerTcdA. Se utilizaron ocho tipos de perlas, aquellas con y sin poros. rTcdA se evaluó a una concentración de 100 p/ml. Sin perlas, y 20 pl de cada una de las perlas no porosas y con poros se incubaron con 100 (idealmente 64,65) pg/ml de rTcdA a un volumen de trabajo final de 0,3 ml que contenía solución salina de tampón de fosfato en un tubo con tapa de rosca de 2 ml. Inmediatamente después de la adición de toxinas, un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas sin poros o perlas porosas se mantuvo durante 0,583 h, permitiendo que las perlas se asentaran. Se tomó una muestra de 225 pl de estos tubos. Estos fueron designados como las muestras de 0,583 h. Los tubos de los que se tomaron las muestras de 1,5 y 2,5 h se colocaron en un rodillo de tubos. Se extrajo una muestra de 225 pl de estos tubos. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, la concentración de proteínas restante en cada muestra se evaluó mediante el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). Los resultados se muestran a continuación. Las perlas TDG 057-118 demostraron la mejor eliminación de toxinas, así como las RJR-090-136.

La Tabla 9 proporciona el peso de los polímeros usados para el Ejemplo 21.

Tabla 9.

Los resultados de adsorción de toxina A de Cdifficilese muestran en la tabla 10

Tabla 10.

La figura 2 muestra la eliminación de Toxina A deC. difficilea lo largo del tiempo.

Ejemplo 22: Toxina B deC. difficilein Vitro (rTcdB)

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero (identificación de perla porosa: RJR-090-016, e identificación de perla no porosa: RJR-090-014) para unirse y eliminar la toxina deClostridium difficilerTcdB en in vitro a concentraciones de toxina de 25 y 100 gg/ml, en comparación con un control sin perlas. En resumen, se incubaron, sin perlas, o a un volumen fijo (46 gl cada uno) de perlas no porosas (=37,0 gg de peso de perla seca) o perlas porosas (=12,1 gg de peso de perla seca) con 25 o 100 gg/ml de rTcdB en solución salina tamponada con fosfato a 0,3 ml de volumen de trabajo final en un tubo de microcentrífuga con tapón de rosca de 2 ml. El experimento se realizó para mantener constante el volumen intersticial (fuera de las perlas) a 0,3 ml. El peso de las perlas porosas refleja su alto grado de porosidad en comparación con las perlas no porosas. Inmediatamente después de la adición de la toxina, un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas o perlas porosas se dejó reposar sin agitación durante 45 minutos para permitir que las perlas se asentasen por gravedad. Se tomó una muestra de 225 gl de estos tubos y se almacenó a -20° C. Estos fueron designados como las muestras de 0,75 h. Los tubos de muestra, designados 1,75 h y 2,75 h respectivamente, se mezclaron continuamente en un rodillo de tubo. En puntos temporales de 1,0 y 2,0 horas después del inicio del experimento, respectivamente, se retiraron los tubos del rodillo y se colocaron en un estante durante 45 minutos para que se asentasen las perlas. Se extrajo una muestra de 225 gl de estos tubos. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteína restante en cada muestra utilizando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). Los resultados que se muestran a continuación en la Tabla 11 representan la concentración de toxina rTcdB en cada una de las muestras alícuotas, a lo largo del tiempo. Aunque las perlas no porosas demuestran cierta unión a la toxina, la contribución de la perla porosa es clara, particularmente a concentraciones más altas, donde la saturación de las perlas no porosas es evidente, pero no se observa en las perlas porosas.

Los resultados de adsorción de toxina B deC. difficilese muestran en la Tabla 11.

Tabla 11.

Ejemplo 23: Toxina B deC. difficilein Vitro (rTcdB)

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de Cytosorbents (identificación de las perlas porosas: TDG-057-118, RJR-090-136, RJR-090-091, RJR-090-137, RJR-090-023 y RJR-090-087, e identificación de las perlas no porosas: RT-075-1-14) para unirse aClostridium difficilerTcdB. Se utilizaron siete tipos de perlas, aquellas con y sin poros, y un control sin perlas. rTcdB se evaluó a una concentración de 100 pg/ml. Sin perlas, y 20 pl, (peso seco de la muestra, ver tabla 11 a continuación) de cada perla no porosa y las perlas con poros se incubaron con 100 (idealmente 99.76) pg/ml de rTcdB a un volumen de trabajo final de 0,3 ml que contenía solución salina de tampón de fosfato en un tubo de tapón de rosca de 2 ml.

El peso de los polímeros usados para el Ejemplo 19 se muestra en la Tabla 12.

Tabla 12.

Inmediatamente después de la adición de toxinas, se colocó un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas sin poros o perlas porosas durante 0,583h, permitiendo que las perlas se asentaran. Se tomó una muestra de 225 pl de estos tubos. Estos se designaron como las muestras de 0,583 h. Los tubos de los que se tomaron las muestras de 1,5 y 2,5 h se colocaron en un rodillo de tubos. Se extrajo una muestra de 225 pl de estos tubos. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteínas restante en cada muestra usando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). Los resultados se muestran a continuación. Las perlas RJR-090-136 demostraron la mejor eliminación de toxinas, seguido de TDG 057-118 y/o RJR 090-137.

Los resultados de adsorción de toxina B deC. difficilese muestran en la Tabla 13.

Tabla 13.

La Figura 3 muestra la eliminación de la Toxina B deC. difficilea lo largo del tiempo.

Ejemplo 24- Estudio in vitro de neurotoxina botulínica tipo A1 (BoNT/A1)

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero (identificación de perlas porosas: TDG-057-1 8, e identificación de perlas no porosas: RT -075-14-1). Se utilizaron dos tipos de perlas, con y sin poros. BoNT/A1 se evaluó a concentraciones de 10, 50 y 100 pg/ml en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, o un volumen fijo de 40 pl cada una de las perlas no porosas (=32,1 pg de peso de perlas secas) o porosas (=5,5 pg peso de perlas secas) se incubaron con 10, 50 o 100 pg/ml de BoNT/A1 a un volumen de trabajo final de 0,3 ml en un tubo de microcentrífuga con tapón de rosca de 2 ml. El experimento se realizó para mantener constante el volumen intersticial (fuera de las perlas) a 0,3 ml. El peso de las perlas porosas refleja su alto grado de porosidad en comparación con las perlas no porosas. Inmediatamente después de la adición de BoNT/A1, se tomó una muestra de 225 pl de un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas o perlas porosas y se almacenó a -20° C. Estos fueron designados como las muestras de 0 h. Los tubos que se correlacionan con las muestras de 1 y 2 h se colocaron en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente durante 1 o 2 horas, se extrajo una muestra de 225 pl de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteínas restante en cada muestra usando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). Como puede verse en los resultados enumerados en la Tabla 14, a concentraciones de hasta 100 pg/ml, las perlas porosas eliminaron más del 95% de la toxina BoNT/A1, en comparación con el control sin perlas o las perlas no porosas.

Los resultados de adsorción de neurotoxina botulínica tipo A1 se muestran en la Tabla 14.

Tabla 14.

nin i n

Ejemplo 25 - Estudio de la toxina tipo Shiga 1 in vitro

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero de Cytosorbents (identificación de perla porosa: TDG-071-167, identificación de perla de poro grande: RJR-090-013 e identificación de perla no porosa: RT-075-14-1) para unirse a la toxina tipo Shiga 1. Se utilizaron tres tipos de perlas, con y sin poros. La toxina tipo Shiga 1 se evaluó a concentraciones de 50 y 100 pg/ml en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, y 42 pl de perlas porosas (“ 12,5 pg de peso de perlas secas), 42 pl de poro grande (“ 9,5 pg de peso de perlas secas) y 42 pl de perlas no porosas (“ 33,8 pg de peso de perlas secas) con 50 o 100 pg/ml de toxina tipo Shiga 1 a un volumen de trabajo final de 0,3 ml en un tubo de microcentrífuga con tapa de rosca de 2 ml.

Inmediatamente después de la adición de la toxina tipo Shiga 1, se tomó una muestra de 225 pl de un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas o perlas porosas y se almacenó a -20° C. Estos fueron designados como las muestras de 0,25 h. Los tubos correlacionados con las muestras de 1,25 y 2,25 h se colocaron en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente de cualquiera de 1,25 o 2,25 horas, se extrajo una muestra de 225 pl de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteína restante en cada muestra utilizando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). Como puede verse, tanto las perlas porosas estándar como las grandes tienen una mejor cinética de eliminación al contrario que las perlas no porosas.

Los resultados de adsorción de toxina tipo Shiga 1 se muestran en la Tabla 15.

Tabla 15.

continuación

Ejemplo 26: Estudio in vitro de toxina tipo Shiga 2

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero de Cytosorbents (identificación de perlas porosas: TDG-071-167, identificación de perlas de poros grandes: RJR-090-013 e identificación de perlas no porosas: RT-075-14-1) para unirse a toxina tipo Shiga 2. Se utilizaron tres tipos de perlas, con y sin poros. La toxina tipo Shiga 2 se evaluó a concentraciones de 50 y 100 pg/ml en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, y 42 pl de perlas porosas (“ 12,5 pg de peso de perlas secas), 42 pl de poros grandes (“ 9,5 pg de peso de perlas secas) y 42 pl de perlas no porosas (“ 33,8 pg de peso de perlas secas) se incubaron con 50 o 100 pg/ml de Toxina tipo Shiga 2 a un volumen de trabajo final de 0.3 ml en un tubo de microcentrífuga con tapón de rosca de 2 ml. Inmediatamente después de la adición de Toxina tipo Shiga 2, se tomó una muestra de 225 pl de un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas o perlas porosas y se almacenó a -20° C. Estos fueron designados como las muestras de 0,25 h. Los tubos correlacionados con las muestras de 1,25 y 2,25 h se colocaron en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente de 1,25 o 2,25 horas, se extrajo una muestra de 225 pl de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteína restante en cada muestra utilizando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico). Como puede verse, las perlas tanto estándar como porosas grandes tienen una mejor cinética en la eliminación al contrario que las perlas no porosas.

Los resultados de adsorción de Toxina tipo Shiga 2 se muestran en la Tabla 16.

Tabla 16.

Ejemplo 27: Estudio de toxina de Ricina in vitro

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero de Cytosorbents (identificación de perlas porosas pequeñas: TDG-057-145, Modificada, Lote 1, -106/+ 45, identificación de perlas porosas grandes: RJR-090-016 e identificación de perlas no porosas: RJR-090-014) para unirse a la toxina de ricina. Se utilizaron tres tipos de perlas, con y sin poros. La toxina de ricina se evaluó a concentraciones de 100 y 1000 |jg/ml en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, y 43 j l de perlas porosas (=14,6 jg de peso de perlas secas), 43 j l de perlas de poros grandes (=11,3 jg de peso de perlas secas), y 44 j l de perlas no porosas (=35,4 jg de peso de perlas secas) se incubaron con 100 o 1000 jg/m l de toxina de ricina a un volumen de trabajo final de 0,3 ml en un tubo de microcentrífuga con tapa de rosca de 2 ml. Inmediatamente después de la adición de la toxina de ricina, se tomó una muestra de 225 j l de un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas o perlas porosas y se almacenó a -20° C. Estos fueron designados como las muestras de 0,75 h. Se colocaron tubos correlacionados con las muestras de 1,75 y 2,75 h en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente de 1,75 o 2,75 horas, se extrajo una muestra de 225 j l de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteína restante en cada muestra utilizando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). Como puede verse, las perlas porosas pequeñas tienen una mejor cinética de eliminación al contrario que las perlas porosas grandes inicialmente. El control sin perlas o las perlas no porosas no eliminaron toxinas y no más del 9%, respectivamente.

Los resultados de adsorción de toxina de ricina se muestran en la Tabla 17.

Tabla 17.

Ejemplo 28: Estudio in vitro de toxina del cólera

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero de Cytosorbents (identificación de perlas porosas pequeñas: TDG-057-145, Modificada, Lote 1, -106/+ 45, identificación de perlas porosas grandes: RJR-090-016 e identificación de perlas no porosas: RJR-090-014) para unirse a la toxina del cólera. Se utilizaron tres tipos de perlas, con y sin poros. La toxina del cólera se evaluó a concentraciones de 50 y 100 jg/m l en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, y 43 j l , de perlas porosas estándar (=14,6 jg de peso de perlas secas), 43 j l de poro grande (=11,3 jg de peso de perlas secas) y 44 j l de no porosas (=35,4 jg de peso de perlas secas) se incubaron con 50 o 100 jg/m l de toxina del cólera a un volumen de trabajo final de 0,3 ml en un tubo de microcentrífuga con tapa de rosca de 2 ml. Inmediatamente después de la adición de la toxina del cólera, se tomó una muestra de 225 j l de un tubo en cada grupo que no contiene perlas, perlas no porosas, o perlas porosas y se almacenaron a -20° C. Estos fueron designados como las muestras de 0,75 h. Se colocaron tubos correlacionados con las muestras de 1,75 y 2,75 h en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente de 1,75 o 2,75 horas, se extrajo una muestra de 225 j l de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteína restante en cada muestra utilizando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). Como puede verse, las pequeñas perlas porosas tienen una mejor cinética de eliminación al contrario que las perlas grandes porosas. El control sin perlas o las perlas no porosas no eliminaron toxinas y menos del 25%, respectivamente.

Los resultados de adsorción de toxina del cólera se muestran en la Tabla 18.

Tabla 18.

Ejemplo 29: Estudio de enterotoxina deC. perfringensin vitro

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero de Cytosorbents (identificación de perlas porosas: TDG-071-167, identificación de perlas de poros grandes: TDG-057-118 e identificación de perlas no porosas: RT-075-14-1) para unirse a la enterotoxina deC. perfringens.Se utilizaron tres tipos de perlas, con y sin poros. La enterotoxina deC. perfringensse evaluó a concentraciones de 50 y 100 (idealmente 11,46 y 31,42) gg/ml en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, y 40 gl de perlas porosas (“ 11,9 gg de peso de perlas secas), 40 gl de poro grande (“ 9,0 gg de peso de perlas secas) y 40 gl de no porosas (“ 32,1 gg de peso de perlas secas) se incubaron con 50 o 100 (idealmente 11,46 y 31,42) gg/ml de enterotoxina deC. perfringensa un volumen de trabajo final de 0,3 ml en un tubo de microfuga con tapa de tornillo de 2 ml. Inmediatamente después de la adición de enterotoxina deC. perfringens,se tomó una muestra de 225 gl de un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas o perlas porosas y se almacenó a -20° C. Estos fueron designados como las muestras de 0,5 h. Los tubos que se correlacionan con las muestras de 1,5 y 2,5 h se colocaron en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente de 1,5 o 2,5 horas, se extrajo una muestra de 225 gl de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, La concentración de proteína restante en cada muestra se evaluó mediante el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). Como puede verse, las perlas porosas grandes tienen una mejor cinética de eliminación de 31,42 mg/ml de toxina al contrario que las perlas estándar y no porosas. El control sin perlas o las perlas no porosas no eliminaron ninguna toxina.

Los resultados de adsorción de enterotoxina deC. perfringensse muestran en la Tabla 19.

Tabla 19.

Ejemplo 30: Estudio de enterotoxina B deStaphylococcusin vitro

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de las perlas de polímero de Cytosorbents (identificación de perlas porosas pequeñas: TDG-057-145, e identificación de perlas no porosas: RJR-090-014) para unirse a la enterotoxina B deStaphylococcus.Se utilizaron dos tipos de perlas, con y sin poros. La enterotoxina B deStaphylococcusse evaluó a concentraciones de 50 y 100 (idealmente 43,02 y 97,85) pg/ml en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, y 43 pl de perlas porosas (=14,6 pg de peso seco) y 44 pl de no porosas (=35,4 pg de peso seco) se incubaron con 50 o 100 (idealmente 43,02 y 97,85) pg/ml de enterotoxina deStaphylococcusa un volumen de trabajo final de 0,3 ml en un tubo de microcentrífuga con tapón de rosca de 2 ml. Inmediatamente después de la adición de la enterotoxina deStaphylococcus,se tomó una muestra de 225 pl de un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas, o perlas porosas y se almacenaron a -20° C. Estos fueron designados como las muestras de 0,75 h. Se colocaron tubos correlacionados con las muestras de 1,75 y 2,75 h en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente de 1,75 o 2,75 horas, se extrajo una muestra de 225 pl de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteína restante en cada muestra utilizando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico). Como puede verse, las perlas pequeñas porosas tienen una mejor cinética de eliminación (mayor o igual al 98% en 0,75 h) al contrario que con las perlas no porosas. El control sin perlas o las perlas no porosas no eliminaron las toxinas de manera tan eficiente.

Los resultados de adsorción de enterotoxina B deStaphylococcusse muestran en la Tabla 20.

Tabla 20.

continuación

Ejemplo 31: a-hemolisina de Staphylococcus aureus in vitro

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de dos tipos de perlas porosas de Cytosorbents diferentes (poro pequeño: RJR-100-144; poro grande: RJR-100-168) y perlas no porosas (RJR-090-158) para unirse a a-hemolisina de Staphylococcus aureus. La a-hemolisina de S. aureus se evaluó a concentraciones de 50 y 100 pg/ml en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, y 40 pl de perlas porosas (“ 11,9 pg de peso de perlas secas), 40 pl de poro grande (“ 9,0 pg de peso de perlas secas) y 40 pl de no porosas (“ 32,1 pg de peso de perlas secas) se incubaron con 50 o 100 pg/ml de toxina a un volumen de trabajo final de 0,3 ml en un tubo con tapón de rosca de 1,5 ml. Inmediatamente después de la adición de la enterotoxina a-hemolisina de Staphylococcus aureus, se tomó una muestra de 225 pl de un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas o perlas porosas y se almacenó inmediatamente a -20° C. Se colocaron muestras de tubos correlacionados a 0,5h, 1,5h y 2,5h. en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente de 0,5 h, 1,5 h o 2,5 horas, se extrajo una muestra de 225 pl de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, se evaluó la concentración de proteína restante en cada muestra utilizando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). El ensayo BCA indica que ambos polímeros porosos tienen una mejor cinética de eliminación que el control sin perlas y las perlas no porosas.

Los resultados de adsorción de a-hemolisina de S. aureus a través del ensayo de proteína BCA y NanoDrop se muestran en la Tabla 21 a continuación.

Tabla 21.

continuación

Ejemplo 32: Toxina in vitro deEscherichia ColiSTa

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la capacidad de varios tipos de perlas porosas de Cytosorbents (perla N° 1: SFA-102-106, perla N° 2: CytoSorb Lote 08311, perla N° 3: TDG-057-118) y perlas no porosas (RT-075-14-1) para unirse a la toxina de Escherichia coli STa. La toxina de Escherichia coli STa se evaluó a concentraciones de 50 y 100 gg/ml en solución salina tamponada con fosfato. Sin perlas, 40 gl de perlas SFA-102-106 (=9,0 gg de peso de perlas secas), 40 gl de CytoSorb Lote 08311 1 (“ 11,9 gg de peso de perlas secas), 40 gl de TDG-057-118 (“ 9,0 gg peso de perlas secas), y 40 gl de perlas no porosas (“ 32,1 gg peso de perlas secas) se incubaron con 50 o 100 gg/ml de toxina de Escherichia coli STa a un volumen de trabajo final de 0,3 ml en un tubo con tapa de rosca de 1,5 ml. Inmediatamente después de la adición de la toxina de Escherichia coli STa, se tomó una muestra de 225 gl de un tubo en cada grupo que no contenía perlas, perlas no porosas o perlas porosas y se almacenó inmediatamente a -20° C. Los tubos que se correlacionan con las muestras de 0,5h, 1,5h y 2,5 horas se colocaron en un rodillo de tubos y se mezclaron continuamente. Después de la incubación a temperatura ambiente de 0,5 h, 1,5 h o 2,5 horas, se extrajo una muestra de 225 gl de los tubos apropiados. Todas las muestras se almacenaron a -20° C hasta su uso. Después de la recogida de todas las muestras, la concentración de proteína restante en cada muestra se evaluó utilizando el ensayo de proteína BCA (ácido bicinconínico) (Thermo Scientific, N° de Cat. 23225). El ensayo BCA indica que los tres polímeros porosos tienen una cinética de eliminación mejor que el control sin perlas y las perlas no porosas.

Los resultados de la adsorción de toxina de Escherichia coli STa se muestran en la Tabla 22.

Tabla 22.

continuación

Claims

REIVINDICACIONES

1. Un sorbente biocompatible adecuado para su uso en un método ex vivo para reducir la contaminación por una o más toxinas en una sustancia biológica, en donde el método comprende:

(i) poner en contacto la sustancia biológica con una cantidad eficaz de un sorbente capaz de absorber la toxina; y (ii) absorber la toxina;

en donde la toxina comprende una toxina exógena o una toxina producida por un microorganismo que puede comprender una o más bacterias, virus, hongos o parásitos; y

en donde el sorbente comprende:

(a) copolímeros de estireno o divinilbenceno altamente reticulados; y

(b) una pluralidad de poros que varían de 50 Á a 40000 Á con un volumen de poro de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g, dicho sorbente teniendo un tamaño de 0,05 mm a 2 cm; en donde el sorbente tiene una estructura de poro tal que el volumen de poro total del tamaño de poro en el intervalo de 50 Á a 40 000 Á es de 0,5 cc/g a 5,0 cc/g de sorbente seco; en donde la relación del volumen de poro total del diámetro de poroen el intervalo de 50 Á a 40 000 Á con el volumen de poro total del diámetro de poro en el intervalo de 100 Á a 1000 Á del sorbente es menor de 3:1.

2. El sorbente biocompatible adecuado para su uso de acuerdo con la reivindicación 1, en donde el sorbente biocompatible comprende un copolímero de estireno-divinilbenceno-etilestireno macroporoso o mesoporoso sometido a una clorometilación parcial hasta un contenido de cloro de hasta el 7% del peso molecular del copolímero.

3. El sorbente biocompatible adecuado para su uso de acuerdo con la reivindicación 1, en donde el sorbente biocompatible comprende un poliestireno hiperreticulado producido a partir de copolímeros de estireno reticulados mediante la reticulación posterior del copolímero en un estado hinchado con agentes de reticulación bifuncionales seleccionados del grupo que comprende monoclorodimetiléter y dicloruro de p-xilileno.

4. El sorbente biocompatible adecuado para su uso de acuerdo con la reivindicación 1, en donde el sorbente biocompatible comprende poliestireno hiperreticulado producido a partir de copolímeros de estireno reticulado mediante clorometilación y una postreticulación posterior mediante tratamiento con un catalizador de Friedel-Crafts en un estado hinchado.

5. El sorbente biocompatible adecuado para su uso de acuerdo con la reivindicación 1, en donde el sorbente biocompatible comprende un recubrimiento de superficie exterior biocompatible y hemocompatible.

6. El sorbente biocompatible adecuado para su uso de acuerdo con la reivindicación 1, en donde el sorbente biocompatible comprende un polímero recubierto que comprende por lo menos un agente de reticulación y por lo menos un agente dispersante.

7. El sorbente biocompatible adecuado para su uso de acuerdo con la reivindicación 6, en donde el por lo menos un agente de reticulación se selecciona entre uno o más de divinilbenceno, trivinilbenceno, divinilnaftaleno, trivinilciclohexano, divinilsulfona, trimetacrilato de trimetilolpropano, dimetacrilato de trimetilolpropano, triacrilato de trimetilolpropano, diacrilato de trimetilolpropano, dimetacrilatos de pentaeritritol, trimetacrilatos de pentaeritritol, tetrametacrilatos de pentaeritritol, diacrilatos de pentaeritritol, triacrilatos de pentaeritritol, tetraacrilatos de pentaeritritol, dimetacrilatos de dipentaeritritol, trimetacrilatos de dipentaeritritol, tetrametacrilatos de dipentaeritritol, diacrilatos de dipentaeritritol, triacrilatos de dipentaeritritol, tetraacrilatos de dipentaeritritol y divinilformamida.

8. El sorbente biocompatible adecuado para su uso de acuerdo con la reivindicación 6, en donde el por lo menos un agente dispersante comprende uno o más de hidroxietilcelulosa, hidroxipropilcelulosa, poli(metacrilato de hidroxietilo), poli(acrilato de hidroxietilo), poli(metacrilato de hidroxipropilo), poli(acrilato de hidroxipropilo), poli(metacrilato de dimetilaminoetilo), poli(acrilato de dimetilaminoetilo), poli(metacrilato de dietilaminoetilo), poli(acrilato de dietilaminoetilo), poli(alcohol vinílico), poli(N-vinilpirrolidinona), sales de poli(ácido metacrílico) y sales de poli(ácido acrílico).

9. El sorbente biocompatible adecuado para su uso de acuerdo con la reivindicación 1, en donde el sorbente biocompatible comprende perlas con un diámetro en el intervalo de 0,1 micrómetros a 2 centímetros.

10. El sorbente biocompatible adecuado para el uso de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 9, en donde la sustancia biológica es una sustancia que se encuentra en un humano.