DE69902676T2

DE69902676T2 - Assay unter verwendung von porositätsverminderung zur verhinderung von migration

Info

Publication number: DE69902676T2
Application number: DE69902676T
Authority: DE
Inventors: Martin Barradine; Tracey Gurmin
Original assignee: Genosis Ltd
Current assignee: Genosis Ltd
Priority date: 1998-10-02
Filing date: 1999-10-01
Publication date: 2003-04-24
Anticipated expiration: 2019-10-02
Also published as: WO2000020866A1; AU759117B2; JP4406510B2; EP1281968A2; GB2345964B; GB9821526D0; GB0008683D0; GB2345964A; JP2002526774A; ATE223054T1; EP1117997A1; CA2338796A1; US20020127614A1; EP1281968A3; US7211403B2; ES2182570T3; BR9914112A; EP1117997B1; US6472226B1; CN1321247A

Description

Technisches Gebiet

Die vorliegende Erfindung betrifft Testvorrichtungen zur Messung von Analyten. Insbesondere betrifft sie Vorrichtungen, die eher als unter Verwendung von herkömmlichen Immunfangtechniken Analyte mechanisch in einem porösen Material einfangen.

Stand der Technik

Das Format der Standardschnelltest-Lateralfließvorrichtungen ist seit ungefähr zehn Jahren unverändert geblieben. Typischerweise umfassen diese Vorrichtungen einen Nitrozellulosestreifen. Die Probe wird auf die Auftragszone gegeben, von welcher sie durch Kapillarwirkung durch eine Zone fließt, die einen sichtbar markierten Antikörper, der für den interessierenden Analyten spezifisch ist, enthält. Freie- und gebundene Markierung fahren fort, in eine Fängerzone zu migrieren, in welcher ein immobilisierter Antikörper, der für den Analyten spezifisch ist, an den Analyt- Markierungskomplex bindet. Freie Markierung (ungebundener Antikörper) migriert weiter und hinterläßt ein Analyt-spezifisches Signal in der Fängerzone. Diese Typen einer Lateralfließvorrichtung sind beispielsweise in EP-A-0284232 offenbart. Zahlreiche Varianten dieses Grundtests wurden z. B. in WO92/12428, EP-A-0613005, WO97/06439 und US-5,741,662 beschrieben.
Trotzdem wird in allen Fällen das Einfangen des Analyt-Markierungskomplexes durch ein immobilisiertes Reagenz, das typischerweise ein für den Analyten spezifischer Antikörper ist, vermittelt. Das ist in vieler Hinsicht unbefriedigend.
Erstens ist die Herstellungsqualitätskontrolle schwierig. Die Festphasenbindungsmembran ist normalerweise aus Nitrozellulose hergestellt, und die Antikörper werden direkt auf die Membran aufgebracht. Die Nitrozelluloseherstellung ist jedoch nicht homogen. Die Qualitätskontrolle des Festphasenantikörpers ist deshalb darauf beschränkt, eine statistische Probe von Vorrichtungen von der gleichen aber heterogenen Charge zu testen, wobei angenommen wird, daß die ganze Charge innerhalb einer spezifischen Toleranz hergestellt ist. Trotzdem ist es wohl bekannt, daß Membranen sogar in einer einzelnen Charge oder Losnummer stark variieren.
Zweitens sind sie relativ schwer herzustellen. Das Aufbringen des immobilisierten Antikörpers auf den Streifen erfordert einen separaten Schritt zum Aufbringen des beweglich markierten Antikörpers. Der Fänger-Antikörper kann direkt auf den Nitrozellulosestreifen gesprüht werden, aber der Markierungs-Antikörper muß vom Material aufgesaugt werden, das anschließend an den Nitrozellulosestreifen mit einem Überlappungsbereich gebunden wird, um den Kapillarfluß zu ermöglichen.
Drittens wird der Antikörper durch Sprühen einer Lösung auf eine Membran immobilisiert. Einige Antikörper binden nicht fest an die Membran und einige bleiben mit dem immobilisierten Antikörper lose assoziiert. Dieser semi-gebundene oder ungebundene Antikörper kann beweglich werden, wenn die Lösungsmittelfront ihn passiert, was zu einer niedrigeren Bindungskapazität der Markierung in der Nachweiszone führt. Wenn die Vorrichtung eine Kontrolllinie enthält, wird diese die zusätzliche Markierung fangen, die in der Nachweiszone gefangen werden sollte. Tests, die auf einem Farbintensitätsvergleich zwischen Kontrolle und Nachweiszone beruhen, beispielsweise Eisprungvorhersagekits, können deshalb falsche Ergebnisse liefern. Zusätzlich führt das Aufbringen durch Sprühen unvermeidlich zu einer Diffusion auf der Membran, was zu einem mehr diffundierten und weniger fokussierten Nachweissignal führt.
Viertens ist die Nachweisgenauigkeit der Vorrichtungen durch ihr Format limitiert. Analyte und markierte Antikörper reagieren, wenn sie durch die Membran migrieren, und die Flußraten werden deshalb so eingestellt, daß der markierte Antikörper in der Lösungsmittelfront fließen kann, um die Zeitdauer zu maximieren, in der sich der Analyt-Markierungskomplex bilden kann. Der Komplex passiert den gebundenen Antikörper in einer kurzen Zeit, was Einschränkungen auf die Gestalt des Tests und dessen Ausführungseigenschaften auferlegt. Die kurze Reaktionszeit erniedrigt die Sensivität und bedeutet ebenfalls, daß Fängerantikörper mit hoher Affinintät erforderlich sind.
Schließlich ist auch die Lagerzeit dieser Testvorrichtungen oft begrenzt, da der immobilisierte Fängerantikörper auf der Membran mit der Zeit kollabiert.
An diese Nachteile in den Vorrichtungen gemäß Stand der Technik richtet sich die vorliegende Erfindung, die keinen immobilisierten Antikörper verwendet, um den Analyt-Markierungskomplex zu fangen bzw. zu binden.

Offenbarung der Erfindung

Die vorliegende Erfindung stellt eine Vorrichtung zum Testen eines Analyten bereit, umfassend eine Markierungszone, in der die Markierung an den Analyten binden kann, in Verbindung mit einer Fängerzone, wobei die Porengröße der Fängerzone dergestalt ist, daß die Markierung, die nicht an den Analyten gebunden hat, hindurchmigrieren kann, während die Markierung, die an den Analyten gebunden hat, es nicht kann.
Während der Migration von der Markierungszone zur Fängerzone kann ungebundene Markierung in und durch die Fängerzone passieren, wohingegen gebundene Markierung an der Grenze zwischen Markierungszone und Fängerzone abgefangen wird. Der Vergleich der Menge an Markierung, die am Eintritt der Fängerzone abgefangen wird, mit der Menge, die durch die Fängerzone migriert, erlaubt, die Menge des Analyten festzusetzen - wenn die Menge des Analyten ansteigt, steigt die Menge der Markierung, die an der Grenze der Markierungszone und der Fängerzone zurückgehalten wird, ebenfalls an.
Es ist offensichtlich, daß die vorliegende Erfindung darauf beruht, daß die Markierung kleiner als der Analyt ist, so daß freie Markierung nicht an der Fängerzone zurückgehalten wird.
Die Erfindung ist insbesondere zum Testen von Analyten, beispielsweise biologischen Zellen, die im Vergleich zu einer Markierung, beispielsweise einem markierten Antikörper groß sind, geeignet. Bevorzugte Zellen für einen Test sind männliche Samenzellen und Mikroorganismen, beispielsweise Bakterien.
Die Markierungszone ist die Zone, in der die Markierung in Kontakt mit dem Analyten kommt. Sie ist vorzugsweise aus fibrösem Material, beispielsweise einem Kissen aus HDPE-Material, gebundener Polyesterfaser, Glasfaser oder ähnlichem. Die Porengröße sollte im Gegensatz zu der Porengröße der Fängerzone groß genug sein, um dem Analyten zu ermöglichen, sich relativ frei zu bewegen.
Die Markierung ist typischerweise ein Antikörper, der an den zu interessierenden Analyten binden kann und der geeignet markiert ist. Die Markierung ist vorzugsweise mit bloßem Auge sichtbar, z. B. eine Fluoreszenzmarkierung oder eine einzelne Markierung wie kolloidales Gold (das als rosa Farbe sichtbar ist) oder einer Färbung wie z. B. Eosin. Es ist anzumerken, daß der Begriff "Antikörper" polyklonale und monoklonale Antikörper einschließt, ebenso wie Antikörperfragmente (z. B. F(ab)&sub2;, Fc usw.), vorausgesetzt daß die erforderliche biologische Spezifität erhalten bleibt.
Die Fängerzone kann aus jedem passenden porösen Material hergestellt sein, durch das die ungebundene Markierung migrieren kann, während die Analyt-gebundene Markierung dies nicht kann. Dieses Erfordernis spiegelt sich in der Porengröße der Fängerzone wieder. In einer Ausführungsform ist die Fängerzone aus HDPR mit einer nominalen Porengröße von ca. 1-75 um, vorzugsweise 10-50 um und mehr bevorzugt 20-35 um. In einer zweiten Ausführungssform ist die Bindungszone aus Nitrozellulose mit einer nominalen Porengröße von 1-15 um, vorzugsweise 3-10 um und mehr bevorzugt 5-8 um.
In einigen Ausführungsformen können die Markierungszone und die Fängerzone aus einem Einzelstück porösen Materials gebildet sein, das einen Bereich reduzierter Porengröße enthält. Durch Zerkleinern oder Zusammendrücken eines Bereiches eines porösen Materials kann die Porengröße beispielsweise reduziert werden, so daß eine Analyt-gebundene Markierung nicht in den zusammengedrückten Bereich eintreten kann, d. h. um eine Fängerzone zu bilden. Als Alternative können die Poren des Materials auch teilweise blockiert werden, um denselben Effekt zu erhalten.
Wie es auf dem Fachgebiet bekannt ist, kann die nominale Porengröße eines porösen Materials durch "Hard particle challenge"-Tests bestimmt werden, d. h. durch Bestimmung des maximalen Durchmessers von sphärischen Teilchen, die durch das Material dringen können. Alternativ kann die Porengröße eines Materials untersucht werden, indem dessen Blasenpunkt gemessen wird. Der Blasenpunkt ist der Druck, der erforderlich ist, um Luft durch eine (mit Wasser) feuchte Membran hindurchzudrücken, und er korreliert mit der Porengröße, die durch die Partikelretention gemessen wird (bei extremen Drücken und Porengrößen kann die Korrelation schwächer sein). Der Blasenpunkt ist generell leichter zu messen als die Partikelretention und ist deshalb der bevorzugte Test, um die Porengröße zu bestimmen.
Wenn die Vorrichtung der vorliegenden Erfindung insbesondere für die Untersuchung und das Messen eines beweglichen Analyten benutzt wird (beispielsweise bewegliche männliche Samenzellen oder bewegliche Bakterien), kann die geeignete Porengröße empirisch durch Routinetests gemessen werden.
In bevorzugten Ausführungsformen schließt die Fängerzone einen Bereich ein, der die Markierung zurückhält, die nicht an den Analyten gebunden hat (ein "Markierungskontroll"-Bereich). Dieser umfasst typischerweise Antikörper, die in der Fängerzone fixiert sind und die an die Analyt-spezifische Markierung binden können. Eine Markierung, welche die Fängerzone passiert, wird somit eher am Anfang festgehalten und bleibt so im "Markierungskontroll"-Bereich, in welchem sie gemessen werden kann. Wenn die Analyt-spezifische Markierung ein Maus-monoklonaler Antikörper ist, kann die Fängerzone beispielsweise einen Bereich einschließen, der immobilisierten Antimaus-Antikörper enthält. Ungebundene Markierung wird somit an der Grenze von Markierungszone und Fängerzone oder am "Markierungskontroll"- Bereich zurückgehalten. Ein Vergleich zwischen der Menge an Markierung in diesen beiden Positionen erlaubt die Bestimmung der Menge des Analyten in der Originalprobe.
In einer alternativen Anordnung kann die Vorrichtung zwei unterschiedlich markierte Antikörper in der Markierungszone enthalten, wovon nur einer Analyt-spezifisch ist. Die Markierung, die den Analyten nicht erkennt, ist stattdessen für den Antikörper im "Markierungskontroll"-Bereich spezifisch. Diese Markierung passiert die Fängerzone und wird am "Markierungskontroll"-Bereich zurückgehalten und gibt einen Standard für den Vergleich mit dem Analyt-spezifischen Signal am Eintritt zur Fängerzone; die Analyt-spezifische Markierung bindet nicht an den "Markierungskontroll"-Antikörper und kann weiter migrieren.
Die Grenzfläche zwischen Markierungszone und Fängerzone ist vorzugsweise schmal, verglichen mit der Länge der Fängerzone. Wenn die Markierungszone und die Fängerzone aus Streifen überlappenden Materials geformt sind, kann eine schmale Grenzfläche zwischen diesen durch die Gegenwart eines nicht-porösen Materials, das den Grossteil der Überlappung bedeckt, erreicht werden. Durch Sicherstellen, daß die Grenzfläche zwischen der Markierungszone und der Fängerzone schmal ist, wird der Analyt-Markierungskomplex an der Grenze der Markierungszone und der Fängerzone fokussiert, was ein schärferes Signal gibt.
Der Analyt sind vorzugsweise männliche Samenzellen bzw. Spermatozoa. Die Markierung erkennt vorzugsweise ein Oberflächenantigen, das in den meisten Populationen der männlichen Samenzellen (eher als Teilmenge) vorhanden ist. Obwohl jedes Oberflächenantigen angewendet werden kann, werden daher (z. B. P34H (WO/9740836), SP-10 (WO95/29188) siehe auch EP-A-0387873) "universelle" Antigene, wie beispielsweise CD59, bevorzugt verwendet. Es wird angemerkt, daß dann wenn das Antigen nicht sperma-spezifisch ist (d. h. es ist wie z. B. CD59 ebenso in anderen Zelltypen vorhanden), die Analyse der Probe eine Behandlung erfordert, um die Zellen, die nicht männliche Samenzellen sind, zu entfernen. Die Fängerzone zum Hemmen der Migration der männlichen Samenzellen ist vorzugsweise eine Nitrozellulosemembran mit einer nominalen Porengröße im Bereich von 5 um bis 8 um. Eine Spermaprobe sollte so behandelt sein, daß bewegliche und unbewegliche Zellen vor der Analyse getrennt werden (z. B. siehe internationale Patentanmeldungen PCT/GB99101929 und PCT/GB99102685). Die erfindungsgemäße Vorrichtung kann dazu verwendet werden, die relative Anzahl von beweglichen und unbeweglichen Zellen in einer vorgegebenen Probe zu untersuchen, indem die Ergebnisse nach einer solchen Trennung verglichen werden. Die erfindungsgemäße Vorrichtung kann Mittel umfassen, um die beweglichen männlichen Samenzellen von den unbeweglichen männlichen Samenzellen vor Eintritt in die Fängerzone zu trennen, sodass nach der Behandlung drei Signale auftreten - eines, bei dem die Markierung an die unbeweglichen Zellen gebunden hat, eines, bei dem die Markierung die beweglichen Zellen gebunden hat, und eines mit freier Markierung. Es ist nicht immer notwendig, die Zellen so zu trennen, trotzdem kann z. B. bei der Überprüfung von Vasektomien der Test einfach den Gesamtspiegel der beweglichen und unbeweglichen männlichen Samenzellen anzeigen. Typischerweise ist die Sperma-enthaltende, zu analysierende Probe nicht "reiner" Samen, sondern verdünnt und möglicherweise behandelt, um die Zellen, die nicht männliche Samenzellen sind, zu entfernen. Wenn "reiner" Samen analysiert wird, ist es notwendig, eine Sperma-spezifische Markierung zu verwenden, so daß die Zellen, die nicht männliche Samenzellen sind, nicht markiert werden.
Als Alternative kann der Analyt auch ein Mikroorganismus sein. Der Mikroorganismus kann ein Bakterium sein, wie das enterotoxine E.coli ("ETEC") [z. B. s. Levine (1987) J. Infect. Dis 155: 377-289], für das jeder geeignet gelabelte ETECspezifische Antikörper als Markierung verwendet werden kann, z. B. Gold- konjugiertes Anti-CFA/I Monoklonaler Antikörper. Der Mikroorganismus kann auch Hefe sein, wie z. B. Candida.
In bevorzugten Ausführungsformen kann die Migration einer Probe in die Fängerzone durch einen Docht vor der Markierungszone und/oder einen Docht nach der Fängerzone zur Förderung der Kapillarbewegung unterstützt werden.
In einigen Ausführungsformen der Erfindung kann eine Probe direkt auf die Fängerzone aufgebracht werden. In dieser Anordnung migriert die Markierung von der Markierungszone durch die Fängerzone, in welcher sie auf die Probe trifft. Die Markierung wird durch den Analyten, der in der Fängerzone zurückgehalten wurde, zurückgehalten und die ungebundene Markierung wird weiter migrieren.
Die Vorrichtung dieser Erfindung kann einfach und billig, herkömmlicherweise in der Form eines Teststreifens oder Eintauchstabes, hergestellt werden. Weiterhin kann sie sehr einfach verwendet werden, z. B. durch Hausverbraucher. Die Erfindung stellt somit eine Testvorrichtung bereit, die als Basistest zuhause verwendet werden kann, beispielsweise für männliche Fertilität.

Kurze Beschreibung der Zeichnungen

Fig. 1 zeigt eine laterale Flußvorrichtung gemäß der Erfindung und Fig. 2 zeigt die Ergebnisse eines Dosisantwortkurve-Experiments, bei dem diese Vorrichtung verwendet wurde.

Methoden zur Ausführung der Erfindung

Beispiel 1 - eine Basislateralflußtestvorrichtung

Die Vorrichtung in Fig. 1 umfasst einen Streifen Filterpapier (1), ein erstes Absorbentkissen (2), das einen goldmarkierten Anti-Spermatozoa-markierenden Antikörper enthält, ein zweites Absorbentkissen (3) zum Aufnehmen einer Sperma-enthaltenden Probe, eine Nitrozellulosemembran (4) und einen oberen Docht (5). Zwischen dem Absorbentkissen (3) und der Nitrozellulosemembran (4) ist ein dünner Acetatstreifen (6), der bis auf einen schmalen Grenzbereich (7) den Kontakt zwischen dem Absorbentkissen (3) und der Membran (4) verhindert. Die Membran (4) schließt eine Linie (8) von immobilisiertem Antikörper ein, der mit dem ungebundenen Anti-Spermamarkierenden Antikörper reagieren kann.
Die Nitrozellulosemembran (4) hat die Maße 5 mm · 25 mm und ist auf einem steifen Plastikrücken aufgebracht, der die Maße 5 mm · 73 mm hat. An einem Ende der Membran (4) ist der obere Docht (5) mit den Maßen 5 mm · 30 mm so angebracht, daß sie um 5 mm überlappen, und am anderen Ende ist ein dünner Acetatstreifen (6) mit den Maßen 5 mm · 4 mm angebracht. Das Absorbentkissen (3) mit den Maßen 5 mm · 5 mm ist über dem Acetatstreifen (6) angebracht, so daß es in Kontakt mit dem Nitrozellulosestreifen (4) mit einem Rand von 5 mm · 1 mm steht. Das Absorbentkissen (2) mit den Maßen 5 mm · 5 mm ist so angebracht, daß es sowohl an das Kissen (3) als auch an den Streifen (6) anstößt; das Filterpapier (1) mit den Maßen 20 mm · 5 mm ist so angebracht, daß es um 2 mm mit dem darunterliegenden Absorbentkissen (2) überlappt.
Das Filterpapier (1) ist Ahlstrom-Blotting-Papier Nr. 222. Das Absorbentkissen (2) ist HDPE konjugiertes Material mit einer Dicke von 0,6 mm und einer nominalen Porengröße von 99 um (Sintair Ltd, England). Dieses wurde mit einer Lösung von monoklonalem anti-CD59 Antikörper (Bristol University, UK) getränkt, der an 40 nm Gold- partikel (verdünnt in gereinigtem Wasser, das 5% Trehalose, 0,1% Triton-X (von Sigma) und 1% BSA enthält) gebunden ist und dann vollständig unter Vakuum getrocknet wurde. Das Absorbentkissen (3) ist aus demselben HDPE-Material, aber es wurde bei pH 6,6 mit 1% BSA und 0,1% Triton-X gesättigt und dann getrocknet. Die Nitrozellulosemembran (4) ist eine Advanced MicroDevices 8 um Nitrozellulosemembran (CNPF-S1-L2-H50, Losnummer HF 322228/731). Der obere Docht (5) ist aus Whatman Chromatographierpapier (Katalognummer 3 mm CHR, Losnummer 3030640) gebildet und unbehandelt zugegeben.
Die dünne Linie (8) des Kontrollantikörpers [Jackson's AffiniPure Ziege Antimaus IgG, FC und Fragment-spezifisch (minimale Kreuzreaktion mit menschlichen, Rinder- und Pferdeserum-Proteinen; Code 115-005-071, Los 36019), verdünnt auf 0,02 mg/ml in 2 mM Phosphat und 0,017% BSA] wurde auf der Membran (4) zwischen der Grenzschicht (7) und dem oberen Docht (5) immobilisiert.
Um die Vorrichtung zu verwenden, wird eine Sperma-enthaltende Spezies auf das Absorbentkissen (3) gegeben, und das Filterpapier (1) wird in einen entsprechenden Puffer oder ähnliches gegeben. Der Puffer migriert durch das Filterpapier (1) und das Absorbentkissen (2) und bringt den Gold-konjugierten Antikörper in Kontakt mit jeglichen Samenzellen im Kissen (3). Wenn die Lösung durch das Kissen (3) gegen die Grenzschicht (7) migriert, kann der Antikörper an die Probe binden. Markierte männliche Samenzellen können die Nitrozellulosemembran (4) wegen ihrer kleinen Porengröße nicht passieren und werden stattdessen im Grenzbereich (7) zurückgehalten. Der Grenzbereich (7) fungiert als "choking zone", die Material zurückhält, das zu groß ist, um die Poren der Membran (4) zu passieren. Ungebundener Gold- konjugierter Antikörper wird jedoch weiter durch die Membran migrieren, bis er die Antikörperlinie (8) erreicht hat, die den Gold-konjugierten Antikörper bindet. In diesem Stadium werden daher zwei Linien sichtbar - eine an der "choking zone" (7), an der sich die Migration der Markierung durch Bindung an eine Samenzelle verlangsamt hat, und eine Linie (8), an der sich die Migration durch Bindung an den immobilisierten Kontrollantikörper verlangsamt hat.

Beispiel 2 - Qualitativer Spermatest

In einem Testexperiment wurden zwei Proben getestet - die erste war eine Probe von beweglichen männlichen Samenzellen in HEPES-Puffer (erhalten durch indirektes Hochschwimmen vom Ejakulat eines zeugungsfähigen Mannes), und die zweite war nur HEPES-Puffer. 75 ul jeder Probe wurden auf das Absorbentkissen (3) zweier verschiedene Vorrichtungen gegeben und diese wurden in zwei separate Platten gegeben, welche jeweils 75 ul HEPES enthielten.
Nach 15 Minuten hatte die Vorrichtung mit der ersten Probe zwei klare rote Linien auf der Membran (4) entwickelt, die erste ungefähr 1 mm über dem Absorbentkissen (3), die zweite an der Linie (8). Die andere Vorrichtung enthielt jedoch eine einzelne rote Linie an der Linie (8). Die Vorrichtung kann somit Samenzellen mechanisch um die "choking zone" herum einfangen bzw. binden.

Beispiel 3 - Quantitativer Spermatest

In einem weiteren Experiment wurde eine Probe beweglicher männlicher Samenzellen in HEPES-Puffer durch indirektes Hochschwimmen vom Ejakulat eines zeugungsfähigen Mannes erhalten. Die Anzahl der beweglichen Samenzellen pro ml im HEPES-Teil der hochschwimmenden Zellen wurde unter Verwendung einer Zählkammer bestimmt, und es wurden 3,5 Millionen gefunden. Diese Probe wurde mit HEPES unter Erhalten vier weiterer Proben mit 2, 1, 0,5 und 0,25 Millionen Samenzellen pro ml verdünnt. 75 ul von jeder dieser fünf Proben wurde auf die Absorbentkissen (3) fünf separater Vorrichtungen gegeben, und diese wurden in separate Platten gegeben, die 75 ul HEPES enthielten. Als Kontrolle wurde nur Puffer benutzt.
Nach 15 Minuten hatte jede der Vorrichtungen zwei klare rote Linien auf der Membran (4) entwickelt, die erste ungefähr 1 mm über dem Absorbentkissen (3), die zweite an der Linie (8). Wie in Fig. 3 deutlich gezeigt wird, fällt die Intensität der ersten Linie, wenn die Anzahl der männlichen Samenzellen in der Probe durch Verdünnung reduziert wurde. Keine erste Linie war auf der Kontrolle sichtbar. Die Vorrichtung kann somit um die "choking zone" herum ein Dosisantwort-Einfangen zeigen.

Weitere Ausführungsformen

Es wird festgestellt, daß die Erfindung vorstehend nur beispielhaft beschrieben ist.

Claims

1. Vorrichtung zum Testen eines Analyten, umfassend eine Markierungszone, in der die Markierung an den Analyten binden kann, in Verbindung mit einer Fängerzone, wobei die Porengröße der Fängerzone dergestalt ist, daß die Markierung, die nicht an den Analyten gebunden wird, hindurchmigrieren kann, während die Markierung, die an den Analyten gebunden wird, nicht migrieren kann, dadurch gekennzeichnet, daß (a) der Analyt eine biologische Zelle ist und (b) die Markierung kleiner als der Analyt ist.

2. Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei die Markierung ein Antikörper ist, der an den zu interessierenden Analyten binden kann.

3. Vorrichtung nach Anspruch 2, wobei der Antikörper mit bloßem Auge sichtbar ist.

4. Vorrichtung nach Anspruch 3, wobei der Antikörper mit kolloidalem Gold markiert ist.

5. Vorrichtung nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die Fängerzone Nitrozellulose ist.

6. Vorrichtung nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die Markierungszone und die Fängerzone aus einem einzelnen Stück eines porösen Materials geformt sind, das einen Bereich reduzierter Porengröße enthält.

7. Vorrichtung nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die Fängerzone einen Bereich eines immobilisierten Antikörpers enthält, der die Markierung zurückhält, welche nicht an den Analyten gebunden wird.

8. Vorrichtung nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die Grenzfläche zwischen Markierungszone und Fängerzone schmal ist, verglichen mit der Länge der Fängerzone.

9. Vorrichtung nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei der Analyt männliche Samenzellen sind.

10. Vorrichtung nach Anspruch 9, wobei die Markierung CD59 erkennt.

11. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 1 bis 8, wobei der Analyt ein Mikroorganismus ist.

12. Vorrichtung nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die Migration der Probe in die Fängerzone durch einen Docht vor der Markierungszone und/oder einen Docht nach der Fängerzone unterstützt wird.

13. Vorrichtung nach einem der vorhergehenden Ansprüche in Form eines Teststreifens oder Eintauchstabs.