DE69520044T2

DE69520044T2 - Zielgerichte verabreichung mittels biologisch abbaubarer polymere

Info

Publication number: DE69520044T2
Application number: DE69520044T
Authority: DE
Inventors: Jack Herman; A. Roth
Original assignee: Focal Inc
Current assignee: Focal Inc
Priority date: 1994-10-12
Filing date: 1995-10-11
Publication date: 2001-06-13
Anticipated expiration: 2015-10-12
Also published as: JPH10509696A; EP0785774B1; ES2155534T3; WO1996011671A1; ATE198979T1; EP0785774A1; CA2202511A1; AU700903B2; US5879713A; DE69520044D1; EP1004293A3; EP1004293A2; AU3972095A

Description

Diese Erfindung liegt ganz allgemein auf dem Gebiet einer Arzneimittelabgabe und von Gentherapievorrichtungen und insbesondere auf dem Gebiet der Abgabe von Arzneimitteln und eines Gentransfers über polymere Mikroteilchen, einschließlich von Liposomen in einer polymeren Matrix.
Zur Abgabe von Arzneimitteln, Nucleinsäuren und biologischen Substanzen wurden bereits die verschiedensten Materialien entwickelt. Beispiele hierfür sind Mikrokügelchen, Mikrokapseln und Mikroteilchen aus biologisch abbaubaren oder nicht biologisch abbaubaren Polymeren, die das eingeschlossene Material über die Zeit hinweg oder nach Einwirkenlassen spezieller Bedingungen freigeben. Die Lenkung der Materialien zu einem bestimmten Ziel - anders als durch direkte Verabreichung an die Zielstelle - hat sich als sehr schwierig erwiesen. Die meisten werden systemisch verabreicht, wenn mehrere Freigabestellen erforderlich sind.
In jüngster Zeit wurden polymere Gele oder Filme zur Arzneimittelabgabe und Gentherapie, insbesondere kleiner Oligonucleotide, z. B. Antisense, genutzt. Auch Liposome wurden zur Abgabe von genetischem Material genutzt. Dies geschah jedoch mit wechselndem Erfolg, und zwar hauptsächlich aufgrund der eigenen Instabilität und kurzen Halbwertszeit der Liposome.
Eine Gentherapie dient in typischer Weise zur Abgabe von Nucleinsäuremolekülen, welche die Expression eines speziellen endogenen Gens steuern, oder zur Abgabe und Expression eines exogenen Gens, das zusätzlich zu oder anstelle von einem defekten oder fehlenden endogenen Gen wirkt.
Als Hauptmechanismen für eine Gentherapie wurden drei verschiedene Arten von Methodik entwickelt, nämlich die Abgabe über kationische Lipide, beispielsweise in Form von Liposomen oder Vesikeln, Molekülkonjugate und rekombinante Virusvektoren. Über diese Methoden wurde jüngst von Morgan in "Ann. Rev. Biochem.", 62, 191 (1993), Mulligan in "Science", 260, 926 (1993) und Tolstoshev in "Ann. Rev. Pharm. Toxicol.", 32, 573 (1993) berichtet.
Obwohl die drei Hauptgruppen einer Gentransduktionsmethodik relativ wirksam sind, bleibt der prozentuale Anteil von angepeilten Zellen, die in vivo eine Transduktion erfahren können, relativ gering. Zur Behandlung von Zuständen, die einen höheren Prozentanteil an Gentransduktion erfordern, wären neue Technologien zur Steigerung des Prozentanteils von Zellen mit Transduktion höchst wertvoll.
Anders als durch lokale Verabreichung oder durch Wahl von Virusvektoren, die lediglich bestimmte Arten von Zellen, z. B. replizierende Zellen, infizieren, bereitet es ferner große Schwierigkeiten, Zellen zur Abgabe von Genen anzupeilen. Eine lokale Abgabe besitzt den Vorteil, daß die wirksame lokale Konzentration weit höher ist als sie normalerweise durch systemische Verabreichung erreichbar ist. Gleichzeitig bleibt die systemische Konzentration relativ gering, so daß schwerwiegende Nebenwirkungen vermieden werden. Es stehen jedoch einige wenige Methoden zur Verfügung, die es einem ermöglichen, über den Körper verstreute Bereiche anzupeilen, um eine lokale Freigabe ohne systemische Beteiligung zu erreichen.
Die Möglichkeit zum Exprimieren recombinanter Gene in der Blutgefäßwand hat Hoffnungen nach einer Gentherapie für Gefäßerkrankungen aufkommen lassen. Es wurden zwei allgemeine Versuchsanordnungen zum Einführen von Genen in die Gefäßwand studiert. Bei einer als direkter Gentransfer bezeichneten Versuchsanordnung werden angepeilte Zellen zunächst isoliert und ein Gentransfer in vitro durchgeführt. Danach werden Zellen, die das rekombinante Genprodukt exprimieren, selektiert und in die Wirtgefäßwand transplantiert. Bei der zweiten Versuchsanordnung werden Gene "in situ" an Zellen innerhalb der Gefäßwand abgegeben. Diese direkte in vivo-Versuchsanordnung zur Abgabe von Genen ist als therapeutische Anwendung attraktiv, da sie die Notwendigkeit einer Entfernung von Gefäßzellen aus dem Patienten mildert. Da ein direkter Gentransfer die Gelegenheit zur Selektion positiver Transfektanten ausschließt, ist es jedoch von wesentlicher Bedeutung, daß eine adäquate Menge DNA eingeführt und durch das angepeilte Gewebe exprimiert wird. Glatte Gefäßmuskelzellen können wegen ihrer Nähe zu der Lumenoberfläche und ihres reichlichen Vorkommens in der Gefäßwand geeignete Ziele für die direkte Gentransferversuchsanordnung darstellen. Weiterhin ist eine abnormale Ansammlung glatter Muskelzellen ein Merkmal von Atherosklerose und bestimmter beschleunigter Formen von Gefäßerkrankungen, z. B. einer Restenose nach einer Ballonangioplastie.
Ein mögliches Mittel zur Transfektion glatter Muskelzellen innerhalb der Gefäßwand besteht in der Verwendung kationischer Liposome. Ein liposomvermittelter Gentransfer stellt ein übliches Verfahren zur Übertragung rekombinanter DNA in Zellen dar und wurde bereits zur direkten Transfektion der Arterienwand lebender Tiere benutzt. Die Wirksamkeit eines erfolgreichen Gentransfers mithilfe kationischer Liposome ist jedoch variabel und in hohem Maße vom Zelltyp abhängig. Der Hauptteil der bisherigen in vitro-Erfahrung wurde mit kontinuierlichen/unsterblichen Tierzellinien gemacht. Die unter Verwendung dieser Zelltypen erhaltenen Studienergebnisse weisen jedoch unsichere Folgerungen für den wahrscheinlichen Erfolg eines direkten arteriellen Gentransfers bei Patienten auf.
Die lokale Abgabe von Wachstumsfaktoren wurde verschiedentlich versucht. Takeshita et al. in "J. Clin. Invest.", 93, 662-670 (1994) haben einen Bolus eines Transformationsvektors für den Wachstumsfaktor VEGF an Kaninchen verabreicht. Unglücklicherweise war die Abgabe nicht auf ein lokales Gebiet begrenzt. In der US-A-5 238 470 beschreiben Nabel et al. die Verabreichung von Transformationsvektoren an Arterien über einen Doppelballonkatheter. Eine Hauptbeschränkung für dieses Verfahren besteht darin, daß das gesamte genetische Material auf einmal verabreicht wird. Dies führt zu einer ineffizienten Umwandlung. Eine weitere Beschränkung besteht darin, daß Nabel eine erhebliche Eintröpfelungszeit (etwa 30 min) benötigt, was zu einer längeren Arterienblockade führt.
Es besteht folglich ein Bedarf nach einer verbesserten speziellen Abgabemaßnahme für Nucleinsäuremoleküle und sonstige Arzneimittel oder biologisch aktive Moleküle.
Eine Aufgabe der vorliegenden Erfindung besteht folglich in der Schaffung eines Verfahrens und einer Möglichkeit zur zielgerichteten Abgabe biologisch aktiver Moleküle, insbesondere von Nucleinsäuremolekülen, an Gewebe oder Zellen bei einem Patienten.
Eine weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung besteht in der Schaffung einer Abgabemöglichkeit, die biologisch aktive Moleküle gegen Proteasen und Nucleasen schützt.
Eine weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung besteht in der Schaffung einer Maßnahme zur gesteuerten, verzögerten lokalen Abgabe biologisch aktiver Moleküle an Gewebe oder Zellen bei einem Patienten.

Zusammenfassung der Erfindung

Die Abgabe biologisch aktiver Moleküle, z. B. von Nucleinsäuremolekülen mit Codierung für ein Protein, lassen sich in signifikanter Weise durch Immobilisieren des biologisch aktiven Moleküls in einem polymeren Material in Nachbarschaft zu den Zellen, an die eine Abgabe gewünscht wird, verstärken. Hierbei ist das biologisch aktive Molekül in einem Vehikel, z. B. in Liposomen, eingekapselt. Dieses erleichtert die Übertragung der biologisch aktiven Moleküle in das angepeilte Gewebe. Eine Zielausrichtung der biologisch aktiven Moleküle läßt sich auch durch Selektion eines Einkapselungsmediums geeigneter Größe erreichen. Hierbei dient das Medium zur Abgabe der Moleküle an ein spezielles Ziel. So können beispielsweise die Einkapselung von Nucleinsäuremolekülen oder biologisch aktiven Proteinen in biologisch abbaubaren, biologisch verträglichen polymeren Mikroteilchen, die eine zur Infiltration der Kapillarbetten und Alveolen der Lunge geeignete Größe aufweisen, jedoch darin eingeschlossen bleiben, zur zielgerichteten Abgabe an diese Körperbereiche nach Verabreichung an einen Patienten durch Infusion oder Injektion genutzt werden.
Beispiele belegen die Abgabe von DNA über ein polymeres Gel und nach Einkapselung in Liposomen, die in dem polymeren Gel immobilisiert sind. Die Immobilisierung der DNA in dem Gel erhöht die Abgabe um etwa 300%. Die Immobilisierung der DNA in einem Eindringverstärker, z. B. Liposomen, die danach in dem polymeren Gel immobilisiert werden, erhöht die Abgabe um etwa 600 bis 700%. Dies wird auf der Basis einer Luciferaseexpression und des Nachweises von Turner- Lichteinheiten gemessen.

Detaillierte Beschreibung der Erfindung

Die zielgerichtete erhöhte Abgabe biologisch aktiver Moleküle wird durch Verwendung polymerer Träger zur Zielausrichtung der Moleküle auf spezielle Bereiche verstärkt. Gemäß einer Ausführungsform besteht der polymere Träger aus einem zur Immobilisierung der biologisch aktiven Moleküle an der Freigabestelle dienenden Hydrogel. In einer anderen Ausführungsform liegt der polymere Träger in Form von Mikroteilchen vor. Diese sind durch ihre Größe und ihre Abbau- und Freigabeeigenschaften auf spezielle Körperbereiche, insbesondere die Alveolen und Kapillaren, ausgerichtet.

Polymere Träger

Wahl des polymeren Materials

Polymere Träger müssen biologisch abbaubar, ausreichend porös, um ein Ausfließen der biologisch aktiven Moleküle zu gestatten, und ausreichend entzündungsvermeidend und biologisch verträglich sein, damit Entzündungsantworten nicht die Freigabe biologisch aktiver Moleküle an das Gewebe verhindern. Es ist von Vorteil, wenn der Träger auch für einen zumindest teilweisen Schutz der biologisch aktiven Moleküle gegen negative Einflüsse von Proteasen und Nucleasen gibt. Darüber hinaus ist es von Vorteil, wenn man unter Verwendung der polymeren Träger eine gesteuerte und verzögerte Freigabe erreichen kann.
Zur Bildung des Trägers, der aus einem Hydrogel, Organogel, Film oder Mikroteilchen bestehen kann, kann man sich zahlreicher Polymere bedienen. Mikroteilchen umfassen Mikrokügelchen, Mikrokapseln und - wie hierin benutzt - Liposome. Diese können zusätzlich in einer polymeren Matrix eingekapselt sein. Die polymere Matrix dient zur Immobilisierung der Mikroteilchen an einer speziellen Stelle, wodurch die zielgerichtete Abgabe der eingekapselten biologisch aktiven Moleküle verstärkt wird.
Verwendbare geeignete Polymere sind lösliche oder unlösliche, biologisch abbaubare und nicht biologisch abbaubare Polymere. Diese können aus Hydrogelen oder Thermoplasten, Homopolymeren, Copolymeren oder Mischungen natürlicher oder synthetischer Herkunft bestehen.
Rasch biologisch erodierbare Polymere, z. B. Poly[lactid-coglykolid], Polyanhydride und Polyorthoester, deren Carboxylgruppen an der Außenseite frei liegen, wenn ihre glatte Oberfläche erodiert, stellen ausgezeichnete Kandidaten für Arzneimittelabgabesysteme dar. Darüber hinaus sind Polymere mit stabilen Bindungen, z. B. Polyanhydride und Polyester, für ihre hydrolytische Reaktionsfähigkeit bekannt. Ihre Hydrolyseabbauraten können im allgemeinen durch einfache Änderungen im Polymerrückgrat geändert werden.
Repräsentative natürliche Polymere sind Proteine, wie Zein, modifiziertes Zein, Casein, Gelatine, Gluten, Serumalbumin oder Collagen, sowie Polysaccharide, wie Cellulose, Dextrane, Polyhyaluronsäure, Polymere von Acryl- und Methacrylestern und Alginsäure. Repräsentative synthetische Polymere sind Polyphosphazine, Poly(vinylalkohole), Polyamide, Polycarbonate, Polyalkylene, Polyacrylamide, Polyalkylenglykole, Polyalkylenoxide, Polyalkylenterephthalate, Polyvinylether, Polyvinylester, Polyvinylhalogenide, Polyvinylpyrrolidon, Polyglykolide, Polysiloxane, Polyurethane und Copolymere hiervon. Synthetisch modifizierte natürliche Polymere sind Alkylcellulosen, Hydroxyalkylcellulosen, Celluloseether, Celluloseester und Nitrocellulosen. Andere Polymere von Interesse sind - ohne darauf beschränkt zu sein - Methylcellulose, Ethylcellulose, Hydroxypropylcellulose, Hydroxypropylmethylcellulose, Hydroxybutylmethylcellulose, Celluloseacetat, Cellulosepropionat, Celluloseacetatbutyrat, Celluloseacetatphthalat, Carboxymethylcellulose, Cellulosetriacetat, Cellulosesulfat-natriumsalz, Poly(methylmethacrylat), Poly(ethylmethacrylat), Poly(butylmethacrylat), Poly(isobutylmethacrylat), Poly(hexylmethacrylat), Poly(isodecylmethacrylat), Poly(laurylmethacrylat), Poly(phenylmethacrylat), Poly(methylacrylat), Poly(isopropylacrylat), Poly(isobutylacrylat), Poly(octadecylacrylat), Polyethylen, Polypropylen, Poly(ethylenglykol), Poly(ethylenoxid), Poly(ethylenterephthalat), Poly(vinylacetat), Polyvinylchlorid, Polystyrol, Polyvinylpyrrolidon und Polyvinylphenol. Repräsentative biologisch erodierbare Polymere sind Polylactide, Polyglykolide und Copolymere hiervon, Poly(ethylenterephthalat), Poly(buttersäure), Poly(valeriansäure), Poly(lactid-co-caprolacton), Poly[lactid-coglykolid], Polyanhydride, Polyorthoester, Mischungen und Copolymere hiervon.
Diese Polymere erhält man von Lieferanten, wie Sigma Chemical Co., St. Louis, MO., Polysciences, Warrenton, PA, Aldrich, Milwaukee, WI, Fluka, Ronkonkoma, NY und BioRad, Richmond, CA. Andererseits können sie aus von diesen Lieferanten erhältlichen Monomeren nach Standardtechniken synthetisiert werden.
Geeignete Polymerzusammensetzungen besitzen vorzugsweise eine ihnen eigene und kontrollierbare biologische Abbaubarkeit dergestalt, daß sie etwa eine Woche bis etwa 6 Monate erhalten bleiben. Sie sind nicht-toxisch, enthalten keine signifikanten Mengen an toxischen Monomeren und werden zu nicht-toxischen Komponenten abgebaut. Sie sind biologisch verträglich und mit den abzugebenden Substanzen chemisch verträglich. Weiterhin neigen sie nicht zu einer Denaturierung der aktiven Substanz. Sie sind ausreichend porös, um den Einbau biologisch aktiver Moleküle und ihre anschließende Freisetzung aus dem Polymer durch Diffusion und/oder Erosion zu gestatten. Sie können an der Applikationsstelle durch Haftenbleiben oder geometrische Faktoren, z. B. durch Bildung an Ort und Stelle oder Weichwerden und anschließende Ausformung oder Bildung zu Mikroteilchen, die an der gewünschten Stelle eingefangen werden, verbleiben. Sie besitzen die Fähigkeit, durch minimal invasive Techniken, z. B. mittels eines Katheters, Laparoskops oder Endoskops, abgegeben zu werden. Im folgenden werden verwendbare Monomeren- Makromeren- und Polymerenarten detailliert beschrieben.

Hydrogele

Hydrogele stellen bevorzugte Ausführungsformen für die Applikation auf ein Gewebe zur direkten Abgabe dar, da sie von Hause aus die meisten dieser gewünschten Eigenschaften aufweisen. Besonders bevorzugt sind Gele, die vornehmlich aus Polyethylenglykol bestehen.
Diese können durch direkte Photopolymerisation mit einem Anspringmittel, durch chemische Polymerisation mit einem Peroxygen oder durch "Grenzflächen"-Photopolymerisation mit einem an das zu beschichtende Gewebe adsorbierten Farbstoff (vgl. später) appliziert werden.
Beispiele für diese Makromere sind PEG-Oligolactylacrylate (vgl. Hill-West et al. in "Proc. Natl. Acad. Sci. USA", 91, 5967-5971 (1994) und in "Obst. & Gynecol.", 83, 59-64 (1994)). Die Wahl geeigneter Endkappen gestattet eine rasche Photopolymerisation und Gelbildung; Acrylate können unter Benutzung verschiedener Anspringsysteme, beispielsweise eines Eosinfarbstoffs, durch kurzzeitiges Einwirkenlassen von UV-Licht oder sichtbarem Licht, polymerisiert werden. Poly(ethylenglykol) oder eine zentrale PEG- Struktureinheit (Kern) eignet sich neben der hervorragenden biologischen Verträglichkeit aufgrund seiner (ihrer) hohen Hydrophilie und Wasserlöslichkeit. Eine kurze Poly(α- hydroxysäure), z. B. Polyglykolsäure, stellt eine bevorzugte Kettenverlängerung dar, da sie rasch durch Hydrolyse der Esterbindung zu Glykolsäure, einem harmlosen Metaboliten, abgebaut wird. Obwohl hochkristalline Polyglykolsäure in Wasser und den meisten üblichen organischen Lösungsmitteln unlöslich ist, ist das gesamte Makromer wasserlöslich und kann in Kontakt mit wäßrigen Gewebefluiden rasch zu einem biologisch abbaubaren Netzwerk gelieren. Solche Netzwerke können zum Einfangen oder Einschließen und homogenen Dispergieren wasserlöslicher Arzneimittel und von Enzymen und zur Abgabe derselben mit gesteuerter Geschwindigkeit benutzt werden. Andere bevorzugte Kettenverlängerungen sind Polymilchsäure, Polycaprolacton, Polyorthoester und Polyanhydrid. Es können auch Polypeptide verwendet werden.
Diese Materialien eignen sich besonders gut für eine gesteuerte Abgabe, insbesondere von hydrophilen Materialien, da die wasserlöslichen Bereiche des Polymers einen Zutritt von Wasser zu den in dem Polymer eingeschlossenen Materialien ermöglichen. Darüber hinaus ist es möglich, daß das das einzuschließende Material enthaltende Makromer polymerisiert, ohne das betreffende Material organischen Lösungsmitteln auszusetzen. Die Freigabe kann durch Diffusion des Materials aus dem Polymer vor dem Abbau und/oder durch Diffusion des Materials aus dem Polymer beim Abbau erfolgen. Dies hängt (im einzelnen) von den charakteristischen Porengrößen innerhalb des Polymers, die durch das Molekulargewicht zwischen Vernetzungen und die Vernetzungsdichte gesteuert werden, ab. Eine Deaktivierung des eingeschlossenen Materials wird infolge des immobilisierenden und schützenden Effekts des Gels vermindert. Bei anderen Systemen zur gesteuerten Freisetzung auftretende katastrophale Berst- bzw. Platzeffekte werden vermieden. Wenn es sich bei dem eingeschlossenen Material um ein Enzym handelt, kann das Enzym in eingeschlossenem Zustand dem Substrat ausgesetzt werden, sofern die Gelanteile derart gewählt werden, daß das Substrat das Gel zu durchdringen vermag. Ein Abbau des Polymers erleichtert eine eventuelle gesteuerte Freisetzung freier Makromoleküle in vivo durch schrittweise Hydrolyse der endständigen Esterbindungen.
Ein Vorteil dieser Makromere besteht darin, daß sie rasch in wäßriger Umgebung polymerisiert werden können. Auf diese Weise können auf Gewebe in situ genau passende, halbpermeable, biologisch abbaubare Filme oder Membranen gebildet werden, um als biologisch abbaubare Barrieren oder Sperren, als Träger für lebende Zellen oder sonstige biologisch aktive Materialien und als chirurgische Klebstoffe zu dienen. Bei einer besonders bevorzugten Ausführungsform werden die Makromere auf ein Gewebe mit daran gebundenem Photoanspringmittel appliziert und zur Bildung eines ultradünnen Überzugs polymerisiert. Dies eignet sich besonders bei der Bildung von Überzügen auf der Innenseite von Gewebelumina, z. B. Blutgefäßen, wo eine mögliche Restenosegefahr besteht, und bei der Bildung von Gewebebarrieren oder -sperren während chirurgischer Maßnahmen, die Materialien am Anhaften hindern.
Allgemein ausgedrückt handelt es sich bei den Makromeren um Polymere, die in wäßrigen Lösungen oder nahezu wäßrigen Lösungen, wie Wasser mit zugesetztem Dimethylsulfoxid, löslich sind. Sie weisen drei Komponenten einschließlich eines biologisch abbaubaren Bereichs, der vorzugsweise unter in vivo-Bedingungen hydrolysierbar ist, eines wasserlöslichen Bereichs und zumindest zweier photopolymerisierbarer Bereiche auf. Der Ausdruck "zumindest im wesentlichen wasserlöslich" besagt, daß die Löslichkeit mindestens etwa 5 g/100 ml wäßriger Lösung betragen soll. Der Ausdruck "polymerisierbar" bedeutet, daß die Bereiche die Fähigkeit zur Bildung zusätzlicher kovalenter Bindungen, die zur Makromer-Vernetzung führen, beispielsweise Kohlenstoff- Kohlenstoff-Doppelbindungen von Molekülen vom Acrylattyp, besitzen. Eine solche Polymerisation wird in charakteristischer Weise durch die Bildung freier Radikale aufgrund einer Photonabsorption bestimmter Farbstoffe und chemischer Verbindungen letztlich unter. Bildung freier Radikale eingeleitet.
Bei einer bevorzugten Ausführungsform wird ein Hydrogel aus einem biologisch abbaubaren, polymerisierbaren Makromer einschließlich eines Kerns, einer Verlängerung an jedem Ende des Kerns und einer Endkappe an jeder Verlängerung gebildet. Der Kern besteht aus einem hydrophilen Polymer oder Oligomer. Jede Verlängerung besteht aus einem biologisch abbaubaren Oligomer. Jede Endkappe besteht aus einem Oligomer, Dimer oder Monomer mit der Fähigkeit zur Vernetzung der Makromere. Bei einer besonders bevorzugten Ausführungsform umfaßt der Kern hydrophile Poly(ethylenglykol)- Oligomere eines Molekulargewichts zwischen etwa 400 und 30000 Da; jede Verlängerung umfaßt biologisch abbaubare Poly(α-hydroxysäure)-Oligomere eines Molekulargewichts zwischen etwa 200 und 1200 Da. Jede Endkappe umfaßt ein Monomer oder Oligomer vom Acrylattyp (d. h. ein solches mit Kohlenstoff-Kohlenstoff-Doppelbindungen) eines Molekulargewichts zwischen etwa 50 und 200 Da, das zur Vernetzung und Polymerisation zwischen Copolymeren fähig ist. Genauer gesagt enthält eine bevorzugte Ausführungsform einen Kern aus Poly(ethylenglykol)-Oligomeren eines Molekulargewichts von etwa 10000 Da, Verlängerungen aus Poly(glykolsäure)- Oligomeren eines Molekulargewichts von etwa 250 Da und Endkappen aus Acrylateinheiten eines Molekulargewichts von etwa 100 Da.
Beispiele für geeignete Materialien zur Verwendung als wasserlöslicher Kernbereich sind Poly(ethylenglykol), Poly(ethylenoxid), Poly(vinylalkohol), Poly(vinylpyrrolidon), Poly(ethyloxazolin), Poly(ethylenoxid)-copoly(propylenoxid)-Blockcopolymere, Polysaccharide oder Kohlenhydrate, wie Hyaluronsäure, Dextran, Heparinsulfat, Chondroitinsulfat, Heparin oder Alginat, oder Proteine, wie Gelatine, Collagen, Albumin oder Ovalbumin.
Biologisch abbaubare Bereiche lassen sich aus Polymeren oder Monomeren mittels für einen biologischen Abbau anfälligen Bindungen, z. B. Ester-, Peptid-, Anhydrid-, Orthoester- und Phosphoesterbindungen, konstruieren.
Beispiele für biologisch abbaubare, hydrolysierbare Komponenten sind Polymere und Oligomere von Glykolid, Lactid, &epsi;- Caprolacton, sonstigen α-Hydroxysäuren und sonstige biologisch abbaubare Polymere, die nicht-toxische oder als normale Metaboliten im Körper vorhandene Materialien liefern. Bevorzugte Poly(α -hydroxysäuren) sind Poly(γlykolsäure), Poly(DL-milchsäure) und Poly(L-milchsäure). Weitere geeignete Materialien sind Poly(αminosäuren), Poly(αnhydride), Poly(orthoester) und Poly(phosphoester). Weiterhin eignen sich Polylactone, wie Poly(scaprolacton), Poly(&epsi;- caprolacton), Poly(δ-valerolacton) und Poly(γ- butyrolacton).
Die polymerisierbaren Bereiche werden vorzugsweise mithilfe von mittels eines Photoanspringmittels erzeugten freien Radikalen polymerisiert. Das Photoanspringmittel nutzt vorzugsweise sichtbare Strahlung oder langwellige UV-Strahlung aus. Bevorzugte photopolymerisierbare Bereiche sind Acrylate, Diacrylate, Oligoacrylate, Dimethacrylate, Oligomethacrylate oder sonstige biologisch akzeptable photopolymerisierbare Gruppen. Ein bevorzugtes tertiäres Amin ist Triethanolamin.
Geeignete Photoanspringmittel sind solche, die eine Radikalkettenpolymerisation der Makromere ohne Cytotoxizität und innerhalb eines kurzen Zeitrahmens, höchstens Minuten, vorzugsweise Sekunden, einleiten. Bevorzugte Anspringmittel zur Einleitung unter Verwendung langweiliger UV- Photostrahlung sind Ethyleosin, 2,2-Dimethoxy-2- phenylacetophenon, sonstige Acetophenonderivate und Campherchinon. In sämtlichen Fällen werden die Vernetzung und Polymerisation unter Copolymeren durch ein lichtaktiviertes Radikalkettenpolymerisationsanspringmittel, wie 2,2- Dimethoxy-2-phenylacetophenon oder beispielsweise eine Kombination aus Ethyleosin (10&supmin;&sup4;-10&supmin;² mM) und Triethanolamin (0,001 bis 0,1 M), eingeleitet.
Bei einer anderen Ausführungsform wird das Verfahren durchgeführt, indem ein zumindest zeitweilig an die Körpertemperatur anpassbares Material, das jedoch nach Beendigung des Ablagerungsverfahrens nicht mehr paßt, bereitgestellt wird. Hierbei handelt es sich um ein "PoloxamerTM" (ein Polyethylenoxid/Polyethylenglykol-Blockcopolymer). Es kann ein "PoloxamerTM" ausgewählt werden, das bei Raumtemperatur flüssig und bei Körpertemperatur fest ist.

Beläge oder Filme

Bei anderen Ausführungsformen, wie sie beispielsweise von Slepian in der US-A-5 231 580 beschrieben sind, werden mithilfe eines Katheters, Endoskops oder Laparoskops polymere Beläge oder Filme auf das Gewebe appliziert. Bevorzugte Polymere sind Polyhydroxysäuren, wie Polymilchsäure, Polyglykolsäure und deren Copolymere, Polycaprolacton, Polyanhydride, Polyorthoester und sonstige üblicherweise zur Implantation oder zu Nähten verwendete Materialien.
Die Grunderfordernisse für das im Rahmen des Verfahrens zu verwendende Material sind biologische Verträglichkeit und die Fähigkeit, unter Bedingungen, die in vivo erreichbar sind, chemisch oder physikalisch rekonfiguriert zu werden. Solche Rekonfigurationsbedingungen bestehen vorzugsweise aus einer Photopolymerisation, sie können jedoch auch ein Erwärmen, ein Abkühlen, eine mechanische Deformation (z. B. Recken) oder chemische Reaktionen, z. B. eine Polymerisation oder Vernetzung, umfassen.
In ihrem anpassbaren Zustand können die Beschichtungsmaterialien die verschiedensten Formen aufweisen. Sie können als Polymere, Monomere, Makromere oder Kombinationen hiervon in Lösungen, Suspensionen oder Dispersionen vorhanden sein.

Mikroteilchen

Bei einer bevorzugten Ausführungsform besitzt das Mikroteilchen einen Durchmesser, der dahingehend ausgewählt wurde, daß sich das Teilchen in oder an bestimmten Körperbereichen festsetzen kann. Die Verwendung von Mikrokügelchen, die in Organen oder Bereichen "logieren", ist zwar aus Blutstromstudien (Flaim et al. in "J. Pharamcol. Meth.", 11, 1-39 (1984); Heymann et al. in "Prog. Cardiovasc. Dis.", 20, 55-79 (1977)), nicht jedoch für die Abgabe aktiver Materialien bekanntgeworden. So besitzt beispielsweise ein Mikroteilchen, das zum Logieren in einer Kapillare gewählt wurde, in typischer Weise einen Durchmesser zwischen 10 und 25, vorzugsweise 15 bis 20 um. Zur Herstellung von Mikroteilchen irgendeines speziellen Größenbereichs gibt es zahlreiche Verfahren. Bei den verschiedenen Applikationsmöglichkeiten gemäß der vorliegenden Erfindung können die Größen von 0,2 gm bis zu 100 um reichen. Syntheseverfahren für Gelmikroteilchen oder für Mikroteilchen aus zerschmolzenen Materialien sind bekannt. Hierzu gehört eine Polymerisation in der Emulsion, in versprühten Tropfen oder in getrennten Phasen. Für feste Materialien oder vorgeformte Gele umfassen bekannte Verfahren das Naß- oder Trockenreiben oder -vermahlen, die Pulverisation, eine Klassierung durch einen Luftstrahl oder ein Sieb und dgl.
Mikroteilchen können aus verschiedenen Polymeren nach dem Fachmann bekannten verschiedenen Verfahren hergestellt werden. Beispiele für solche Verfahren werden im folgenden beschrieben.
Polymilchsäurerohlinge in Form von Mikroteilchen wurden nach drei Verfahren hergestellt, durch von E. Mathiowitz et al. in "J. Scanning Microscopy", 4, 329 (1990); L. R. Beck et al. in "Fertil. Steril.", 31, 545 (1979) und S. Benita et al. in "J. Pharm. Sci.", 73, 1721 (1984) beschriebene Lösungsmittelverdampfung, durch von E. Mathiowitz et al. in "Reactive Polymers", 6, 275 (1987) beschriebene Heißschmelzmikroeinkapselung und durch Sprühtrocknen. Polyanhydride aus Biscarboxyphenoxypropan und Sebacinsäure im Molverhältnis 20/80 P(CPP-SA) (20/80) (Molekulargewicht: 20000) wurden durch Heißschmelzmikroeinkapselung hergestellt. Rohlinge aus Poly(fumarsäure-co-sebacinsäure) (20/80) (Molekulargewicht: 15000) in Form von Mikroteilchen wurden (ebenfalls) durch Heißschmelzmikroeinkapselung hergestellt. Polystyrolmikroteilchen wurden durch Lösungsmittelverdampfen hergestellt.
Hydrogelmikroteilchen wurden durch Eintropfen einer Polymerlösung aus einem Reservoir durch eine mikrotröpfchenbildende Vorrichtung in ein gerührtes Ionenbad hergestellt. Die speziellen Bedingungen für Alginat, Chitosan, Alginat/Polyethylenimid (PEI) und Carboxymethylcellulose (CMC) sind in Tabelle 1 aufgeführt.

a. Lösungsmittelverdampfung

Bei diesem Verfahren wird das Polymer in einem flüchtigen organischen Lösungsmittel, z. B. Methylenchlorid, gelöst. Nachdem die Lösung mit dem Arzneimittel (entweder löslich oder in feinteiliger Form dispergiert) versetzt worden ist, wird das Gemisch in einer ein Netzmittel bzw. oberflächenaktives Mittel, z. B. Poly(vinylalkohol), enthaltenden wäßrigen Lösung suspendiert. Die gebildete Emulsion wird so lange gerührt, bis der Hauptteil des organischen Lösungsmittels verdampft ist und (nur noch) feste Mikroteilchen zurückbleiben. Es wurden verschiedene unterschiedliche Polymerkonzentrationen benutzt: 0,05 bis 0,20 g/ml. Die Lösung wird mit einem Arzneimittel versetzt und in 200 ml kräftig gerührten destillierten Wassers mit 1% (g/v) Poly(vinylalkohol) (Sigma) suspendiert. Nach 4stündigem Rühren ist das organische Lösungsmittel aus dem Polymer verdampft. Die dabei erhaltenen Mikroteilchen werden mit Wasser gewaschen und über Nacht in einer Lyophilisiervorrichtung getrocknet. Auf diese Weise lassen sich Mikroteilchen unterschiedlicher Größe (1-1000 um) und Morphologien herstellen. Dieses Verfahren eignet sich für relativ stabile Polymere, wie Polyester und Polystyrol.
Labile Polymere, wie Polyanhydride, können jedoch während des Herstellungsverfahrens infolge Anwesenheit von Wasser einen Abbau erfahren. Für diese Polymere eignen sich die folgenden beiden Verfahren, die in vollständig wasserfreien organischen Lösungsmitteln durchgeführt werden, besser.

b. Heißschmelzmikroeinkapselung

Bei diesem Verfahren wird das Polymer zunächst aufgeschmolzen und dann mit den auf eine Größe von weniger als 50 um gesiebten festen Teilchen eines Farbstoffs oder Arzneimittels gemischt. Das Gemisch wird in einem nicht-mischbaren Lösungsmittel (z. B. Siliconöl) suspendiert und - unter kontinuierlichem Rühren - auf 5ºC über dem Schmelzpunkt des Polymers erwärmt. Nachdem sich die Emulsion einmal stabilisiert hat, wird sie bis zur Verfestigung der Polymerteilchen gekühlt. Die gebildeten Mikroteilchen werden durch Dekantieren mit Petrolether gewaschen, wobei ein freifließendes Pulver erhalten wird. Nach diesem Verfahren lassen sich Mikroteilchen mit Größen zwischen 1 und 1000 um herstellen. Die Außenflächen der nach dieser Technik hergestellten Kügelchen sind üblicherweise glatt und dicht. Dieses Verfahren dient zur Herstellung von Mikroteilchen aus Polyestern und Polyanhydriden. Begrenzt ist dieses Verfahren jedoch auf Polymere mit Molekulargewichten zwischen 1000 und 50000.

c. Lösungsmittelentfernung

Diese Technik wird vornehmlich für Polyanhydride genutzt. Bei diesem Verfahren wird das Arzneimittel in einer Lösung des gewählten Polymers in einem flüchtigen organischen Lösungsmittel, wie Methylenchlorid, dispergiert oder gelöst. Das erhaltene Gemisch wird dann durch Einrühren in ein organisches Öl (z. B. Siliconöl) zur Bildung einer Emulsion suspendiert. Anders als die Lösungsmittelverdampfung kann dieses Verfahren zur Herstellung von Mikroteilchen aus Polymeren hoher Schmelzpunkte und unterschiedlicher Molekulargewichte benutzt werden. Nach diesem Verfahren können Mikroteilchen im Größenbereich zwischen 1 und 300 um hergestellt werden. Die äussere Morphologie der nach dieser Technik hergestellten Kügelchen ist in hohem Maße von der Art des verwendeten Polymers abhängig.

d. Sprühtrocknen

Bei diesem Verfahren wird das Polymer in Methylenchlorid (0,04 g/ml) gelöst. In der Polymerlösung wird eine bekannte Menge des aktiven Arzneimittels suspendiert (unlösliche Arzneimittel) oder mitgelöst (lösliche Arzneimittel). Die Lösung oder Dispersion wird danach sprühgetrocknet. Typische Prozeßparameter für einen Minisprühtrockner (Buchi) sind folgende: Polymerkonzentration: 0,04 g/ml; Einlaßtemperatur: -24ºC; Auslaßtemperatur: 13-15ºC; Saugereinstellung: 15; Pumpeneinstellung: 10 ml/min. Sprühstrom: 600 Nl/h und Düsendurchmesser: 0,5 mm.
Hierbei werden Mikroteilchen eines Größenbereichs zwischen 1 und 10 um einer von der Art des verwendeten Polymers abhängigen Morphologie erhalten. Dieses Verfahren dient vornehmlich der Herstellung von Mikroteilchen, die zur Verbesserung der Abbildung des Intestinaltrakts bestimmt sind. Der Grund dafür ist, daß bei dieser Anwendung die Teilchengröße 10 um nicht übersteigen soll.

e. Hydrogelmikroteilchen

Aus gelartigen Polymeren, z. B. Alginat, bestehende Mikroteilchen werden nach üblichen Ionengeliertechniken hergestellt. Die Polymere werden zunächst in einer wäßrigen Lösung gelöst, mit Bariumsulfat oder irgendeinem biologisch aktiven Mittel gemischt und danach durch eine mikrotröpfchenbildende Vorrichtung extrudiert. Letztere bedient sich in einigen Fällen zum Aufbrechen der Tröpfchen eines Stickstoffgasstroms. Unter der Extrusionsvorrichtung befindet sich zum Einfangen der sich bildenden Mikrotröpfchen ein langsam gerührtes (etwa 100 bis 170 Umin&supmin;¹) Ionenhärtungsbad. Die Mikroteilchen werden zur Inkubation 20 bis 30 min in dem Bad belassen, damit ausreichend Zeit zur Gelbildung zur Verfügung steht. Die Mikroteilchengröße wird durch Verwendung verschieden großer Extruder oder Variieren der Strömungsgeschwindigkeit entweder des Stickstoffgases oder der Polymerlösung gesteuert.
Die Matrix liegt vorzugsweise in Form eines Mikroteilchens, z. B. eines Mikrokügelchens (wobei die biologisch aktiven Moleküle durchgängig in einer festen polymeren Matrix dispergiert sind) oder einer Mikrokapsel (wobei die biologisch aktiven Moleküle in dem Kern einer polymeren Hülle eingekapselt sind), vor. Die Größe und Zusammensetzung der polymeren Vorrichtung wird dahingehend gewählt, daß eine günstige Freigabekinetik im Gewebe erreicht wird. Die Größe wird auch im Hinblick auf das zu benutzende Freigabeverfahren, in typischer Weise eine Injektion in ein Gewebe oder eine Verabreichung einer Suspension mithilfe eines Aerosols in die Nasen- und/oder Lungenbereiche, und - wenn geeignet - einen Einschluß an der Stelle, an der eine Freigabe erwünscht ist, gewählt. Die Matrixzusammensetzung kann nicht nur im Hinblick auf günstige Abbaugeschwindigkeiten ausgewählt werden. Sie kann vielmehr auch aus einem biologisch haftenden Material bestehen, um die Wirksamkeit einer Übertragung bei Verabreichung an eine Schleimhautoberfläche noch weiter zu erhöhen. Weiterhin kann sie danach gewählt werden, daß sie zunächst nicht abgebaut wird, sondern eine Freisetzung durch Diffusion über längere Zeit hinweg ermöglicht.
Liposome sind im Handel von den verschiedensten Lieferanten erhältlich. Andererseits können Liposome nach dem Fachmann bekannten Verfahren, wie sie beispielsweise in der US-A-4 522 811 beschrieben sind (auf diese Literaturstelle wird insgesamt Bezug genommen), hergestellt werden. So können beispielsweise Liposomenpräparate durch Auflösen eines geeigneten Lipids (geeigneter Lipide) (z. B. Stearoylphosphatidylethanolamin, Stearoylphosphatidylcholin, Arachadoylphosphatidylcholin und Cholesterin) in einem anorganischen Lösungsmittel und anschließendes Eindampfen der Lösung hergestellt werden. Hierbei bleibt dann auf der Behälteroberfläche ein dünner Film von getrocknetem Lipid zurück. Danach wird der Behälter mit einer wäßrigen Lösung der aktiven Verbindung oder seiner Monophosphat-, Diphosphat- und/oder Triphosphatderivate beschickt. Schließlich wird der Behälter von Hand umhergewirbelt, um das Lipidmaterial von den Behälterwänden zu befreien und Lipidaggregate zu dispergieren. Hierbei entsteht dann die Liposomsuspension.

Biologisch aktive Moleküle

Biologisch aktive Moleküle, die in den polymeren Träger direkt und/oder indirekt, d. h. in in dem Träger immobilisierte Mikroteilchen, eingearbeitet werden können, sind Proteine, Nucleinsäuremoleküle, Kohlenhydrate, Lipide und Kombinationen hiervon. Beispiele für Proteine sind Cytokine, wie Interferone und Interleukine, Poetine und koloniestimulierende Faktoren, Wachstumsfaktoren, angiogene Faktoren und Fragmente derselben. Beispiele für Nucleinsäuremoleküle sind Gene und cDNAs, Codierproteine, Expressionsvektoren, Antisense- und sonstige Oligonucleotide, z. B. Ribozyme, die zur Regulierung oder Verhinderung einer Genexpression verwendet werden können. Kohlenhydrate sind beispielsweise Sialyl Lewisx, das bekanntlich zur Verhinderung einer Entzündung an Selektinrezeptoren gebunden wird. Wachstumsfaktoren in breitem Sinne sind bevorzugte biologisch aktive Moleküle. Ein "abzugebendes Wachstumsfaktoräquivalent" (als DGFE abgekürzt) ist ein Wachstumsfaktor für eine Zelle oder ein Gewebe (im weiten Sinne) einschließlich von Wachstumsfaktoren, Cytokinen, Interferonen, Interleukinen, Proteinen, koloniestimulierenden Faktoren, Gibberellinen, Auxinen und Vitaminen. Weiterhin gehören hierzu Peptidfragmente oder sonstige aktive Fragmente der genannten. Ferner gehören hierzu Vektoren, d. h. Nucleinsäurekonstrukte mit der Fähigkeit zur Synthese (durch Transformation oder vorübergehenden Expression) solcher Faktoren in den Zielzellen. Weiterhin gehören hierzu Effektoren, die die Synthese solcher Faktoren im Gewebe stimulieren oder unterdrücken, einschließlich von natürlichen Signalmolekülen, Antisense- und Triplexnucleinsäuren und dgl. Besonders bevorzugte DGFE's sind Gefäßendothelwachstumsfaktor (VEGF), Endothelzellenwachstumsfaktor (ECGF), basischer Fibroplastenwachstumsfaktor (BFGF), knochenmorphogenetisches Protein (BMP), von Plättchen herrührender Wachstumsfaktor (PDGF) und dafür codierende DNAs. Bevorzugte Gerinnsellösungsmittel sind Gewebeplasminogenaktivator, Streptokinase, Urokinase und Heparin.

Einarbeiten biologisch aktiver Moleküle in die polymeren Träger

Im allgemeinen werden die biologisch aktiven Moleküle mit dem Polymer zu einem Zeitpunkt, an dem das Material entweder polymerisiert wird oder wenn das Polymer zu einem Mikroteilchen oder Liposom ausgeformt wird, in einer Konzentration, die an der Zielstelle bzw. angepeilten Stelle bei einem Patienten eine wirksame Menge freisetzt, gemischt. So werden beispielsweise im Falle eines Hydrogels das Makromer, das Photoanspringmittel und die einzukapselnden biologisch aktiven Moleküle in einem wäßrigen Gemisch (miteinander) gemischt. Teilchen des Gemischs werden nach Standardtechniken, beispielsweise durch Mischen in einem Öl zur Bildung einer Emulsion, Bildung von Tröpfchen in einem Öl unter Verwendung einer Düse oder Bildung von Tröpfchen in Luft unter Verwendung einer Düse, hergestellt. Die Suspension oder die Tröpfchen werden mit einem zu einer Photopolymerisation des Makromers geeigneten Licht belichtet.
Die abzugebenden biologisch aktiven Moleküle können mit dem polymeren Material in Abhängigkeit von der gewünschten Dosierung des aktiven Moleküls in verschiedensten Verhältnissen gemischt werden. Das Polymer in dem Gel liegt in typischer Weise in einer Volumenkonzentration von 5-25% (g/v) bzw. 50-250 mg/ml vor. Biologisch aktive Substanzen sind in Konzentrationen von oder unter 1 bis 10 ug/ml für DNA und dgl. vorhanden. Deren Konzentrationen können für aktive Proteine und dgl. bis zu 10-50 mg/ml reichen. Die exakte Konzentration hängt von dem jeweiligen aktiven Molekül und der angestrebten Wirkung ab.
Zur Untersuchung der Einkapselungseigenschaften und morphologischen Eigenschaften der Mikroteilchen können Charakterisierungsstudien bei unterschiedlicher Füllung durchgeführt werden. Die Teilchengröße kann durch quasi-elastische Lichtstreuung (QELS) gemessen werden. Die Arzneimittelfüllung kann durch Auflösen lyophilisierter Mikroteilchen in einem geeigneten Lösungsmittel und spektralphotometrisches oder in sonstiger Weise geeignetes Austesten der Menge an biologisch aktiven Molekülen bestimmt werden.

Verabreichung des polymeren Trägers

Der polymere Träger kann direkt, beispielsweise durch Versprühen oder Applikation einer Lösung, oder indirekt durch einen Katheter, ein Endoskop oder ein Laparoskop verabreicht werden. Bei Abgabe in das Innere eines Hohlorgans braucht die Applikationsmethode keine kollaterale Verletzung durch eine längere Blockade des Flusses durch das Organ hervorzurufen.
Bevorzugte Abgabeverfahren sind solche, die für den Patienten minimal invasiv oder zerstörend sind. Hierzu gehören eine Verabreichung von Mikroteilchen sowie eine perkutane Applikation eines polymeren Überzugs, Films, Gels oder Abdrucks in das Innere von Hohlorganen oder natürlichen Körperhöhlen. Geeignete Abgabevorrichtungen zur Bildung eines Polymerüberzugs oder einer Polymerschicht auf der Oberfläche von Geweben sind Katheter, Laparoskope und Endoskope (vgl. PCT/US94/94824 von Pathak et al.).

Applikation eines Hydrogels

Die Photopolymerisation eines Hydrogels unter Verwendung der zuvor beschriebenen Makromere kann in nur 10 s mittels einer tragbaren, eine niedrige Energie erfordernden und langwelliges UV emittierenden Quelle (LWUV) durchgeführt werden. Zur Polymerisation eignet sich auch sichtbares Laserlicht. Eine geringe Intensität und kurze Belichtungszeiten machen sichtbares Laserlicht für lebende Zellen praktisch unschädlich, da die Strahlung in Abwesenheit des geeigneten Chromophors nicht stark absorbiert wird. Laserlicht kann auch mittels Faseroptik transportiert und auf einen sehr kleinen Bereich fokussiert werden. So werden beispielsweise 0,2 ml einer 30%igen g/v lichtempfindlichen Oligomerlösung mit Methyleosin (10 4 M) und Triethanolamin (0,01 bis 0,1 M) gemischt, worauf die Lösung mit einem Argonionenlaser (American argon ion laser, Modell 905 mit einer Emission bei 514 nm) mit einer Leistung von 0,2 bis 0,5 W/cm² bestrahlt wird. Nachdem der Strahl auf einen Durchmesser von 3 mm expandiert worden ist, wird die Probe langsam abgetastet, bis eine Gelbildung erfolgt.
Bei einer besonders bevorzugten Applikation dieser Materialien wird auf die Oberfläche eines Gewebes, vorzugsweise das Lumen eines Gewebes, z. B. eines Blutgefäßes, ein ultradünner Überzug appliziert. Nachdem auf die Oberfläche des Gewebes ein Photoanspringmittel appliziert worden ist, wird dieses reagierengelassen und an das Gewebe gebunden. Das nicht-gebundene Photoanspringmittel wird durch Verdünnen oder Spülen entfernt. Nach Applikation der Makromerlösung erfolgt eine Polymerisation. Dieses Verfahren vermag einen gleichförmigen polymeren Überzug einer Dicke zwischen 10 und 500, typischerweise 50 und 200 um, zu schaffen. In dieser Stärke provoziert er weder eine Thrombose noch eine lokale Entzündung.

Applikation eines Belags oder eines Überzugs

Die lokale Verabreichung eines polymeren Materials kann durch Einfüllen der Zusammensetzung in einen Ballonkatheter und anschließende Applikation der Zusammensetzung direkt an die Innenseite eines Gewebelumens innerhalb einer durch die Katheterballone verschlossenen Zone durchgeführt werden. Bei der Gewebeoberfläche kann es sich um eine innere oder äussere Oberfläche handeln. Hierzu gehören das Innere eines Gewebelumens oder ein Hohlraum, der entweder natürlich vorhanden ist oder als Ergebnis chirurgischer Maßnahmen, perkutaner Techniken, einer Verletzung oder einer Erkrankung gebildet wurde. Das polymere Material kann dann zur Bildung eines Überzugs oder schichtartigen Belags in engem und passendem Kontakt mit der Oberfläche rekonfiguriert werden. Der gebildete schichtartige Belag kann ggf. eine Versiegelungsfunktion erfüllen. Der Ausdruck "Versiegelung" oder "Abdichtung" bezeichnet hierin einen Überzug ausreichend geringer Porosität, um eine Sperrfunktion zu erfüllen. Der Ausdruck "Belag" bezeichnet im allgemeinen Überzüge, wobei diese porös oder perforiert oder von der Art einer "Versiegelung" mit geringer Porosität sind. Der Überzug besitzt vorzugsweise eine Dicke auf der Gewebeoberfläche in der Größenordnung von 0,001 bis 1,0 mm. Es können jedoch auch Überzüge einer Dicke außerhalb dieses Bereichs gewählt werden. Durch geeignete Wahl des verwendeten Materials und der Konfiguration des Belagmaterials kann das Verfahren für die verschiedensten biologischen oder klinischen Situationen maßgeschneidert werden.
Die für diese Applikation verwendbaren Monomere, Makromere und Polymere können aus derselben Gruppe wie für die Bildung von Mikroteilchen beschrieben ausgewählt werden. Vorzugsweise besitzt das polymere Material als Reaktion auf einen Reiz einen unterschiedlichen Grad der Verformbarkeit bzw. Anpaßbarkeit. Das Material ist in vivo nach Beendigung des Auftragverfahrens praktisch nicht-verformbar. Das Material kann in seiner verformbaren Form in Kontakt mit einem zu beschichtenden Gewebe oder einer zu beschichtenden Zelloberfläche positioniert werden und danach stimuliert werden, um es nicht-verformbar zu machen. Das Material wird vorzugsweise in einen nicht-verformbaren Zustand überführt, indem man sich eines photochemischen Reizes bedient. Gegebenenfalls kann dies auch alleine durch einen chemischen oder thermischen Reiz bewerkstelligt werden. Das Material wird entweder an einer inneren oder äusseren Behandlungsstelle positioniert und mit dem zu belegenden oder zu versiegelnden Gewebe oder der zu belegenden oder zu versiegelnden Zelloberfläche kontaktiert. Danach wird das Material zur Bildung eines biologisch verträglichen Überzugs auf der Gewebeoberfläche in einen nicht-verformbaren Zustand umgewandelt.
Der Überzug kann unter Verwendung eines Katheters, z. B. eins modifizierten PTCA-Katheters, appliziert werden. Vorzugsweise wird das Material unter Verwendung eines einzigen Katheters mit einem oder mehreren Ballon(en) und Lumen (Lumina) appliziert. Der Katheter soll von relativ geringer Querschnittsfläche sein. Ein langer dünner schlauchförmiger Katheter, der mittels fluoroskopischer Führung gehandhabt wird, wird für den Zugang zum Inneren eines Organs oder von Gefäßflächen bevorzugt. Das Material kann auch durch Aufsprühen, Extrudieren oder sonstige interne Abgabe des Materials in anpassungsfähiger Form über eine lange flexible schlauchförmige Vorrichtung mit einem einzigen oder mehreren Lumen (Lumina) auf die zu beschichtende Oberfläche appliziert werden.
Während der Stufe der Positionierung des Materials an der gewünschten Stelle kann diese Stelle entweder durch invasive chirurgische Maßnahmen oder durch relativ nicht-invasive Maßnahmen, z. B. laparoskopische Maßnahmen oder perkutane transluminale Maßnahmen, erreicht werden. Das Fixieren der Form des Materials läßt sich auf verschieden Art und Weise je nach den Kennwerten des Originalmaterials bewerkstelligen. So kann das Material unter Verwendung des Ballonteils eines Ballonkatheters in seinem anpassungsfähigem Zustand ausgeformt werden, worauf die Bedingungen so eingestellt werden, daß das Material nicht-verformbar gemacht wird. In der bevorzugten Ausführungsform werden Gele an der Behandlungsstelle durch Photopolymerisation mit Infrarotlicht, sichtbarem Licht oder UV-Licht oder durch Beschallen mit Ultraschall nicht-verformbar gemacht. Gegebenenfalls können die Polymere durch lokalisiertes Erwärmen oder auf chemische Art und Weise nicht-verformbar gemacht werden. Eine thermische Steuerung läßt sich beispielsweise mittels eines Fluidumsstroms durch oder in den Ballon oder unter Verwendung eines teilweise perforierten Ballons dergestalt, daß das Temperatursteuerfluidum durch den Ballon in das Lumen gelangt, erreichen. Eine thermische Steuerung läßt sich auch mittels einer elektrischen Widerstandsheizung über einen in Längsrichtung des Katheterkörpers laufenden Draht in Kontakt mit Widerstandsheizelementen erreichen. Diese Art Heizelement kann sich eines Gleichstroms oder eines Hochfrequenzstroms oder einer externen Hochfrequenz- oder Mikrowellenstrahlung bedienen. Man kann sich auch anderer Verfahren zum Erreichen einer Temperatursteuerung bedienen. Hierzu gehört beispielsweise eine lichtinduzierte Erwärmung mittels einer internen optischen Faser (in bloßem Zustand oder mit Linsen ausgestattet).
Bei einer Ausführungsform kann die Stufe, in der das anpassungsfähige Material mit der Gewebeoberfläche kontaktiert wird, als "Formgebung" angesehen werden. Hierbei erfolgt eine Ausformung des verformbaren bzw. anpassungsfähigen Materials zu praktisch passendem Kontakt mit dem Körpergewebe, bevor es nicht-verformbar gemacht wird. Es sei darauf hingewiesen, daß der Übergang des Materials vom anpassungsfähigen in den nicht-verformbaren Zustand mit einer Phasenänderung im Material einhergehen kann. Eine solche Phasenänderung ist jedoch nicht erforderlich. So sind beispielsweise bei bestimmten Ausführungsformen die Ausdrücke "anpassungsfähig" und "nicht-verformbar" hauptsächlich relative Beschreibungen eines Materials, welches ohne tatsächliche Phasenänderung eine signifikanten Änderung in der Viskosität und Fließfähigkeit erfährt. Andererseits kann der Übergang des Materials zwischen seinen anpassungsfähigen und nicht-verformbaren Zuständen das Ergebnis einer tatsächlichen Phasenänderung in dem Material aufgrund entweder einer Zufuhr von Energie zu dem Material oder Wegnahme von Energie aus dem Material sein.
Die polymeren Materialien können in maßgeschneiderten Formen mit wechselnden Dickewerten, Längewerten und dreidimensionalen Geometrien (z. B. als Fleck, sternförmig, linear, zylindrisch, bogenförmig, spiralig) appliziert werden, um wechselnde Endgeometrien zu erreichen. Ferner kann das Verfahren zur Applikation von Material auf die Innenflächen hohler, höhlenartiger oder röhrenförmiger biologischer Strukturen (entweder natürlich vorkommend oder künstlich gebildet) in entweder ein- oder mehrschichtigen Konfigurationen dienen. Sofern geeignet, kann das Verfahren auch dazu herangezogen werden, ein Gewebelumen vollständig zu verschließen.
Der überzugartige Belag kann als fortlaufende Schicht entweder mit oder ohne Perforationen appliziert werden. Im Falle der Applikation des überzugartigen Belags ohne Perforationen wird er als "Versiegelung" bezeichnet und wirkt als Sperrschicht auf der Oberfläche des Gewebes. Der Überzug kann auch auf Zelloberflächen beispielsweise zum Beschichten oder Einkapseln einzelner oder mehrerer Zellen appliziert werden.

Verabreichung von Mikroteilchen

Die injizierbaren Mikroteilchen können an einen Patienten intravenös, intramuskulär oder subkutan oder auf sonstige für die gewünschte therapeutische Wirkung geeignete bekannte Art und Weise, z. B. als Aerosol oder Spray für die Lungen oder durch direktes Einspülen durch Öffnungen, verabreicht werden. Die Teilchen können lyophilisiert und danach vor Gebrauch in eine wäßrige Lösung einer Konzentration von ug/ml bis 100 mg/ml überführt werden.
Die gewünschte Konzentration an biologisch aktiven Molekülen in dem polymeren Träger hängt von den Absorptions-, Inaktivierungs- und Ausscheidungsgeschwindigkeiten des Arzneimittels sowie der Abgabegeschwindigkeit der Moleküle aus dem Träger ab. Es sei darauf hingewiesen, daß Dosiswerte auch mit der Schwere des zu lindernden Zustands variieren. Es ist ferner selbstverständlich, daß für jeden speziellen Patienten spezielle Dosiervorschriften über die Zeit hinweg eingestellt werden sollten. Diese richten sich nach dem individuellen Bedarf und den beruflichen Kenntnissen der die Zubereitungen verabreichenden und die Verabreichung überwachenden Person.
Die Mikroteilchen können einmal verabreicht oder zur Verabreichung zu verschiedenen Zeitpunkten in eine Reihe kleinerer Dosen unterteilt werden. Dies geschieht in Abhängigkeit von der Freigabegeschwindigkeit des Teilchens und der gewünschten Dosis.
Lösungen oder Suspensionen, wie sie zur intravenösen, intramuskulären oder topischen Verabreichung oder für einen sonstigen Abgabepfad verwendet werden, können entsprechend den Erfordernissen die folgenden Komponenten enthalten: ein steriles Verdünnungsmittel, wie Wasser zu Injektionszwecken, physiologische Kochsalzlösung, fixierte Öle, Polyethylenglykole, Glycerin, Propylenglykol oder sonstige synthetische Lösungsmittel; antibakteriell wirksame Mittel, wie Benzylalkohol oder Methylparabene; Antioxidantien, wie Ascorbinsäure oder Natriumbisulfit; Chelatbildner, wie Ethylendiamintetraessigsäure; Puffer, wie Acetate, Citrate oder Phosphate, und Mittel zur Einstellung der Tonizität, z. B. Natriumchlorid oder Dextrose. Die parenterale Zubereitung kann in Ampullen, Einwegspritzen oder Mehrfachdosisphiolen aus Glas oder Kunststoff abgefüllt werden. Bei intravenöser Verabreichung sind bevorzugte Träger physiologische Kochsalzlösung oder phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS).
Katheter können aus jedem bekannten Material einschließlich von Metallen, wie Stahl, und thermoplastischen Polymeren bestehen. Verschlußballons können aus nachgiebigen Materialien, wie Latex oder Silicon, oder nicht-nachgebenden Materialien, wie Polyethylenterephthalat (PET), bestehen. Das expandierbare Glied besteht vorzugsweise aus einem nichtnachgiebigen Material, wie PET, (PVC), Polyethylen oder Nylon. Bei Verwendung kann der Ballonkatheterteil einer Erweiterung oder Dilatation ggf. mit Materialien, wie Siliconen, Polytetrafluorethylen (PTFE), hydrophilen Materialien, z. B. hydratisierten Hydrogelen, und anderen gleitenden Materialien beschichtet sein, um die Abtrennung des Polymerüberzugs zu unterstützen.
Neben Blutgefäßen kann das Verfahren auch für andere Indikationszwecke, z. B. zum Beschichten des Inneren von Venen, Harnleitern, Harnröhren, Bronchien, Gallen- und Bauchspeicheldrüsengangsystemen, des Darms, von Gängen des Nasen- und Tränenapparats, der Nebenhöhlen, des Auges, der eustachischen Röhre, der spermaführenden Röhre und der Eileiter, benutzt werden. In gleicher Weise eignet sich das Verfahren zur Ausbildung eines schichtartigen Belags im Zusammenhang mit transhepatischer portosystemischer Shuntbildung, Dialysetransplantaten, arteriovenösen Fisteln und Aorta- und sonstigen Arterienaneurismen. Das Belag- und Versiegelungsmaterial des Verfahrens kann auch bei sonstigen direkten klinischen Applikationen selbst im Coronarbereich verwendet werden. Hierzu gehören - ohne darauf beschränkt zu sein - die Behandlung eines abrupten Gefäßwiederverschlusses nach PCTA, das "Flicken" einer signifikanten Gefäßobduktion, das Versiegeln von Gefäßwand"lappen" entweder nach einer Katheterverletzung oder spontan auftretend oder das Versiegeln von mit verschiedenen Arteritiden einhergehenden aneurismaartigen Coronargefäßerweiterungen. Weiterhin eignet sich das Verfahren zum introperativen Gebrauch, beispielsweise zum Versiegeln von Gefäßanastomosen während einer Coronararterien-Bypass-Transplantation, und es bietet die Fähigkeit, für eine "bandagierte" glatte Polymeroberfläche zu sorgen.

Behandlung spezieller Leiden

Gefäßbildung

Ein übliches Problem beim Altern ist die die Arterien der unteren Gliedmaßen befallende Atherosklerose. Diese kann zum Hinken oder heftigen Schmerzen beim Gehen führen. Diese Krankheit kann durch Induzieren des Entstehens einer zusätzlichen kollateralen Zirkulation in dem befallenen Bereich (in diesem Falle das Bein) durch Einführen eines Wachstumsfaktors, z. B. von VGEF (Gefäßendothelwachstumsfaktor) oder einer diesen exprimierenden DNA, behandelt werden. Der Wachstumsfaktor oder die DNA kann entweder durch Erzeugen eines den Faktor enthaltenden dünnen Überzugs im Inneren einer zu dem Bereich führenden Arterie oder durch Injizieren von den Faktor enthaltenden Mikroteilchen in die das befallene Glied oder den befallenen Bereich ernährende Arterie zugeführt werden. In letzterem Falle besitzen die Mikroteilchen einen Durchmesser von zweckmäßigerweise mindestens 15, vorzugsweise 20 um oder mehr, um die Abgabeteilchen dazu zu veranlassen, sich hauptsächlich in diesem Bereich zu lokalisieren (es sei darauf hingewiesen, daß einige Mikroteilchen wahrscheinlich den behandelten Bereich verlassen und sich in die Lungen oder sonstwo einnisten. Dieser Effekt muß bei der Behandlungsplanung in Rechnung gestellt werden).
Weitere Applikationsmöglichkeiten umfassen die Gefäßneubildung im Herzgewebe einschließlich des Myokards und eine Gefäßneubildung nach einem Schlaganfall oder Ischämie.

Regeneration oder Reparatur von Geweben

Eine weitere Anwendungsmöglichkeit ist die Regeneration oder Reparatur spezieller Organe. Die Abgabe verschiedener knochenmorphogenetischer Proteine kann sich zum gesteuerten Wiederaufbau von Knochen oder zur de novo Knochen- oder Knorpelbildung eignen. Dabei ist es kritisch, daß die Entwicklungs- oder morphogenetischen Effekte strikt auf die angepeilte Stelle beschränkt werden und sich nicht über den Organismus ausbreiten. Eine lokale Ablagerung biologisch aktiver Moleküle kann bei der Reparatur von Knochen in Bereichen, z. B. den Nasenlöchern und Nebenhöhlen, in denen eine genaue Steuerung der Positionierung erforderlich ist, von Wert sein.
Beispiele für andere Gewebe, die auf diese Art und Weise behandelt werden können, sind der Magen und die Eingeweide. Dort helfen Wachstumsfaktoren bei der beschleunigten Reparatur von Geschwüren, bei der Reparatur äusserlicher Hautgeschwüre und bei der allgemeinen Wundheilung.
Andere der Behandlung zugängliche Organsysteme sind sämtliche Organsysteme, in welchen Material durch das Organ aus einer Quelle strömt, so daß ein Faktor in einem Überzug oder als Teilchen zur Einträufelung in das zu behandelnde Organ durch eine Strömung verabreicht werden kann. Beispiele für solche Organe sind Lymphknoten, der Gallengang, der Harntrakt, die Lungen, der von Rückenmarksflüssigkeit eingenommene Raum und dgl.
Die folgenden nicht-beschränkenden Beispiele sollen die vorliegende Erfindung näher veranschaulichen

Beispiel 1: Genabgabe aus einem Gel in vitro

Bei früheren Arbeiten zur Genübertragung in Arterien erfolgte die Verabreichung von DNA in einem flüssigen Träger einschließlich eines Pressens der Flüssigkeit in die Arterienwände mittels eines Ballonkatheters. Zu einer wirksameren lokalen Abgabe wurde ein dünnes, lokal abgelagertes Gel, aus dem DNA in das Zielgewebe diffundieren kann, benutzt.

Transfektionsmaßnahmen

Positiv geladene Liposome (Transfektionsreagens, Boehringer Mannheim) mit dem kationischen Lipidanalogon 1,2- Dioleoyloxy-3-(trimethylammonium)propan (DOTAP)* wurden zu Transfektionen genutzt. Plasmid-DNA wurde durch Zentrifugieren über einen Cäsiumchloridgradienten gereinigt. 5 ug DNA wurden mit 30 ug Liposomen in 200 ul Hanks ausgeglichener Salzlösung (HBSS), Gibco) gemischt.

Expressionsvektoren und Analyse der Expression rekombinanter Gene

Der verwendete Luciferaseexpressionsvektor war pRSVLUC (Spende von Dr. A. Brasier, Galveston, TX, an Dr. Jeffrey M. Isner, St. Elizabeth's Hospital, Boston, MA, der den Vektor bereitstellte). Dieser enthält eine 5'-Deletion von Leuchtkäferluciferase-cDNA mit Transkription unter der Steuerung des Rous-Sarkom-Virus-long-terminal-repeat- Promotors. Die Verwendung dieser Reportergens gestattet die Quantifizierung der Genexpression in Zellysaten. Die Zellen wurden 3 mal mit calciumfreiem HBSS gewaschen. Die Extrakte wurden unter Verwendung eines Zellysereagens (Promega, Madison, WI) mit 1% Triton-X100TM zubereitet. Die Hälfte des Extrakts wurde zur Analyse des Gesamtproteingehalts mittels der Biorad-Mikrotest-Prozedur entnommen. Der anderen Hälfte wurde als Trägerprotein Rinderserumalbumin (1 mg/ml) zugesetzt, worauf die Luciferaseaktivität gemessen wurde. Zu diesem Zweck wurde ein aliquoter Teil von 20 ul bei Raumtemperatur mit 100 ul Luciferase-Testreagens (Promega) mit Käferluciferin gemischt. Die über 10 s integrierte Lichtemission wurde unter Verwendung eines Luminometers (Turner Designs, Modell 20e, Sunnyvale CA) gemessen. Die als Licht-
* andere Nomenklatur: N-[1-(2,3-Dioleoyloxy)propyl]-N,N,N-trimethylammoniummethylsulfat einheiten aufgezeichneten Ergebnisse lagen innerhalb des linearen Bereichs des Nachweissystems bei Bewertung unter Verwendung von Reihenverdünnungen einer bekannten Menge Luciferase (Sigma, Produkt Nr. L-9009). Die unter Verwendung einer phosphatgepufferten Kochsalzlösung oder von Lysaten nicht-transfizierter Zellen gemessene Hintergrundaktivität war dauerhaft null.
Das vom Labor von Dr. Jeffrey Isner vom St. Elizabeth Hospital in Boston erhaltene Plasmid pRSVLUC, das unter der Kontrolle eines SV40-Promotors für das Enzym Luciferase codiert, wurde in einem gelierenden Präpolymer gelöst. Das Präpolymer besaß einen Kern aus Polyethylenglykol eines Molekulargewichts von 8000 mit etwa 5 Lactatresten an jedem Ende und einer Acrylatgruppenkappe an jedem Ende. Dieses wurde nach den Lehren der PCT US93/17669 von Hubbell et al. (auf die hierin Bezug genommen wird) synthetisiert. Die Polymerkonzentration betrug 10%. Das Applikationsverfahren entsprach ansonsten im wesentlichen dem von Hill-West et al. in "Proc. Natl. Acad. Sci. USA", 91, 5967-5971 (1994) beschriebenen Verfahren. Gewebeoberflächen wurden durch Auftrag von 1mM Eosin Y angefärbt und gewaschen. Die die DNA und ferner 100 mM Ethanolamin und 0,15% n- Vinylpyrrolidon enthaltende Polymerlösung wurde im wesentlichen wie bei Hill-West polymerisiert. Die Plasmidmenge im Abgabevehikel betrug 0,02 bis 2 ug. Liposome wurden wie zuvor beschrieben ggf. mitverwendet. Die Lumenoberfläche von Kaninchenarterienstreifen, die im wesentlichen entsprechend der Beschreibung von Takeshita et al. in "J. Clin. Invest.", 93, 652-661 (1994) in einer Gewebekultur gehalten wurden, wurde mit einem Photoanspringfarbstoff Eosin Y entsprechend PCT US 93/01776 von Hubbell et al. angefärbt und im Medium gewaschen. Die Präpolymerlösung (23gew.-%ige Lösung des Präpolymers in Kochsalzlösung) mit DNA mit oder ohne zugesetzte(n) Liposome(n) (in einem Verhältnis 4 Gewichtsteile Liposome pro Teil DNA) wurde als Fleck auf angefärbte Arterienstreifen appliziert. Die Lösung wurde mit grünem Licht zur Bildung eines Hydrogels photopolymerisiert. Zu Vergleichszwecken wurden Arterienstreifen mit DNA/Präpolymer-Lösung, die jedoch nicht durch Photobestrahlung geliert wurde, behandelt. Nach 7tägigem Aufenthalt in der Kultur wurde die Luciferaseexpression in Turner- Lichteinheiten pro Gramm Gewebe (TLU/g) nach Standardmethoden gemessen.
Bei dem optimalen Grad an DNA-Applikation (2 ug/Dosis) zeigten die Kontrollen einen Wert von 3, 3 ±3, 3 TLU/g; mit Gelen, die nicht-in-Liposomen eingekapselte DNA enthielten, behandeltes Gewebe zeigte einen Wert von 10,7 ±3,6 TLU/g. Mit Gelen, die in Liposomen eingekapselte DNA enthielten, behandeltes Gewebe zeigte einen Wert von 20,8 ±1,7 TLU/g.
Die Ergebnisse belegen, daß eine Genübertragung und expression durch Abgabe mittels eines Gels mit oder ohne Liposomen bewerkstelligt werden können und daß die Wirksamkeit der Abgabe signifikant höher ist als bei bloßer Applikation der DNA auf die Gewebeoberfläche. Die Ergebnisse belegen auch, daß sich die Wirksamkeit der Übertragung in hohem Maße steigern läßt, wenn man die DNA vor der Immobilisierung in Liposome einarbeitet.

Beispiel 2: In vivo Luciferasegenabgabe über ein photopolymerisierbares Hydrogel

Es wurde eine in vivo-Genabgabe unter Verwendung des Rattencarotisarterienmodells belegt. Grenzflächenpolymerisierte Gele, die entsprechend Beispiel 1 hergestellt worden waren, wurden in der rechten Carotisarterie von Ratten gebildet. Die linke Seite blieb unbehandelt und diente als Kontrolle. Die Gele enthielten 25 ug DNA/ml Präpolymerlösung mit 10% g/v Präpolymer eingekapselt in 100 ug Liposome/ml Präpolymer. Ansonsten wurden sie entsprechend Hill-West et al. abgelagert. Die Arterien wurden mit grünem Licht belichtet, um das Makromer zu polymerisieren. Hierbei entstand eine Schicht einer Dicke von etwa 100 um. Nach 3 Tagen wurden die Ratten getötet und das Gewebe auf die Luciferaseexpression hin untersucht.
Bei den Kontrollserien (unbehandelten Arterien) war keine Genexpression feststellbar. Die behandelten Arterien zeigten einen Wert von 8,2 ±6,2 TLU/g.
Als weitere Kontrollen wurden DNA/Makromer-Lösungen entweder auf die adventitiale (äussere) Oberfläche von Arterien aufgetragen und mit Kochsalzlösung gespült oder auf die Innenfläche appliziert und nicht belichtet. Erstere Behandlung ergab einen Wert von 0,85 ±0,21 TLU/g, letztere einen Wert von 3,9 ±3,7 TLU/g.
Für den Fachmann dürften sich aus der vorhergehenden detaillierten Beschreibung der Erfindung Abänderungen und Modifikationen der beanspruchten Erfindung ohne weiteres ergeben. Sämtliche derartigen Abänderungen und Modifikationen sollen unter den Umfang der beigefügten Ansprüche fallen.

Claims

1. Verwendung biologisch abbaubarer Mikroteilchen bei der Herstellung eines Medikaments zur zielgerichteten lokalen Abgabe biologisch aktiver Moleküle an Zellen und Gewebe, wobei die Mikroteilchen biologisch aktive Moleküle umfassen und einen Durchmesser aufweisen, der die Mikroteilchen bei ihrer Verabreichung an ein Tier veranlassen, sich an mindestens einer angepeilten distalen Stelle in dem Tier, an der die Behandlung nötig ist, ausreichend lange festzusetzen, um eine gesteuerte Freisetzung einer therapeutisch wirksamen Menge der biologisch aktiven Moleküle an der Zielstelle zu ermöglichen.

2. Verwendung nach Anspruch 1, wobei die Mikroteilchen einen Durchmesser von 1 bis 100 um aufweisen.

3. Verwendung nach Anspruch 2, wobei das Medikament zur Verabreichung an einen Bereich oder ein Organ vorgesehen ist, dergestalt, daß sich die Mikroteilchen an einem distalen Ort innerhalb des Bereichs oder Organs festsetzen oder daran haftenbleiben.

4. Verwendung nach Anspruch 2, wobei das Medikament zur Verabreichung in den Blutkreislauf vorgesehen ist, dergestalt, daß die biologisch aktiven Moleküle nach dem Einfangen an zumindest einer Stelle, an der ein Verschluß stattgefunden hat, oder in einem Bereich, in welchem sich das Mikroteilchen selektiv festsetzt, freigesetzt werden.

5. Verwendung nach Anspruch 1, wobei die Mikroteilchen in Form von Liposomen vorliegen.

6. Verwendung nach Anspruch 1, wobei die biologisch aktiven Moleküle aus der Gruppe Proteine, Nucleinsäuremoleküle, Kohlenhydrate, Lipide und Kombinationen hiervon ausgewählt sind.

7. Verwendung nach Anspruch 6, wobei die Proteine aus der Gruppe Wachstumsfaktoren, Angiogenesefaktoren, Cytokine und Immunsuppressiva ausgewählt sind.

8. Verwendung nach Anspruch 1, wobei die biologisch aktiven Moleküle abgabefähige Wachstumsfaktoren umfassen.

9. Verwendung nach Anspruch 8, wobei das Medikament zur Förderung der Vaskularisation oder Revaskularisation eines Gewebes dient und der Wachstumsfaktor aus Gefäßendothelwachstumsfaktor besteht.

10. Verwendung nach Anspruch 1, wobei das Medikament Mikroteilchen in einem pharmazeutisch akzeptablen Träger für eine Verabreichungsroute, ausgewählt aus der Gruppe intravenöse, intrasvaskuläre, intramuskuläre oder subkutane Verabreichung oder Verabreichung durch direkte Spülung oder als Aerosol, umfaßt.

11. Verwendung nach Anspruch 1, wobei das Medikament zur intravenösen Verabreichung vorgesehen ist.

12. Verwendung nach Anspruch 1, wobei das Medikament zur intravaskulären Verabreichung vorgesehen ist.