MX2013011324A

MX2013011324A - Quimicos de campo petrolero basados en biomasa.

Info

Publication number: MX2013011324A
Application number: MX2013011324A
Authority: MX
Inventors: Walter Rakitsky; Anthony G Day; Sonia Sousa
Original assignee: Solazyme Inc
Priority date: 2011-04-01
Filing date: 2012-03-30
Publication date: 2014-02-27
Also published as: CA2831939A1; EP2694615A2; CN103547653A; WO2012135756A2; BR112013025200A2; WO2012135756A3; AU2012236141B2; EP2694615A4; AU2012236141A1; ZA201307260B; US20120247763A1; EA201391445A1

Abstract

La biomasa microbiana a partir de microbios oleaginosos proporciona un aditivo biodegradable de costo eficiente, para usar en fluidos bien relacionados. La biomasa es útil como un agente de control de pérdida de fluido, modificador de la viscosidad, emulsionante, lubricante, o modificador de la densidad.

Description

QUÍMICOS DE CAMPO PETROLERO BASADOS EN BIOMASA REFERENCIA CRUZADA A LAS SOLICITUDES RELACIONADAS Esta solicitud reivindica el beneficio de la solicitud provisional Estados Unidos núm. 61/471 ,013, presentada el 1 de abril de 2011, y la solicitud provisional Estados Unidos núm. 61/609,214, presentada el 9 de marzo de 2012, las cuales se incorporan de este modo como referencia en su totalidad.

ANTECEDENTES DE LA INVENCIÓN Campo de la Invención La presente invención proporciona ingredientes basados en biomasa microbiana para fluidos, un agente de control de pérdidas, material de unión, agente modificador de la viscosidad, y otros usos que son útiles en los fluidos de perforación, los fluidos de mantenimiento, los fluidos de terminación, los fluidos de cementación, los fluidos de yacimientos, y otros fluidos usados en las aplicaciones de perforación. Los materiales basados en biomasa microbiana, útiles como agentes de control de pérdida de fluido, materiales de unión, agentes modificadores de la viscosidad se relacionan con los campos de exploración de petróleo y gas, pozos geotérmicos, pozos de agua y otras aplicaciones en las cuales se perfora un orificio del pozo en la tierra.

Antecedentes El fluido de perforación (referido a veces en la técnica como "barro de perforación") es un fluido que se usa en relación con los orificios del pozos de perforación. Aunque se usan por lo general en la perforación de pozos de petróleo y de gas natural, los fluidos de perforación se usan en otras aplicaciones, que incluyen la perforación de pozos geotérmicos y de agua. Las tres categorías principales de los fluidos de perforación son los barros a base de agua (los cuales pueden ser dispersados y no dispersados), los barros no acuosos (a veces referidos como "barros a base de aceite"), y los fluidos gaseosos de perforación. Durante la perforación, hay varios problemas que se necesitan contender los que incluyen el mantenimiento de la broca de perforación fresca y limpia, los fluidos de formación (es decir, fluidos tales como el aceite presente en la formación que se está perforando) que entran en el agujero del pozo, y la suspensión y la remoción de los detritos de perforación. Debido a estos problemas, los fluidos de perforación necesitan tener una combinación correcta de viscosidad y fluidez. El fluido de perforación debe ser suficientemente viscoso para prevenir que los fluidos de formación entren en el agujero del pozo y para suspender los detritos de perforación. Ciertos fluidos de perforación también portan fuera o remueven los detritos de perforación en suspensión.

Durante la perforación de un pozo de petróleo, el filtrado del fluido de perforación se puede forzar para que entre en la formación subterránea adyacente ("invasión"). Esto puede dañar la formación; por ejemplo, algunas zonas contienen arcillas que, cuando se hidratan por el fluido de perforación, tienden a bloquear el movimiento de petróleo y gas en el pozo. Para prevenir o reducir tales daños, se usan los agentes de control de pérdida de fluido para controlar las tasas de filtración de los fluidos de perforación acuosos y actuar para sellar los poros en la formación mediante la conformación de una torta de filtro. Los materiales usados para el sellado de los poros de la torta de filtro (o "torta de pared") incluyen materiales tales como almidones, almidones modificados, celulosa, celulosa modificada, polímeros sintéticos, tales como poliacrilatos, poliacrilamidas, y lignitos (ver la patente de Estados Unidos núm. 5,789,349, que se incorpora en la presente como referencia).

La invasión es provocada por la presión diferencial de la columna hidrostática la cual es generalmente mayor que la presión de la formación, especialmente en zonas agotadas o de baja presión. La invasión se debe también a las aberturas en la roca y la capacidad de los fluidos de moverse a través de la roca, la porosidad y la permeabilidad de la zona. La tecnología más reciente utiliza fluidos de Viscosidad de Baja Velocidad de Cizalla (LSRV) creados por la adición de polímeros especializados al agua o salmueras para formar un fluido de perforación. Estos polímeros crean una viscosidad extremadamente alta a muy bajas velocidades de cizalla. La LSRV ayuda a controlar la invasión de fluidos de perforación y el filtrado mediante la creación de una alta resistencia al movimiento en las aberturas de formación Debido a que el fluido se mueve a una velocidad muy lenta, la viscosidad se convierte en alta, y el fluido de perforación está contenido dentro del orificio del pozo con una ligera penetración. Ver "Drill-In Fluids Improve High Angle Well Production", Supplement to the Petroleum Engineer International, marzo, 1995.

La pérdida de circulación, sin embargo, todavía se mantiene como un problema. La pérdida de circulación se produce cuando la presión diferencial de la columna hidrostática es mucho mayor que la presión de la formación. Las aberturas en la roca aceptan y almacenan fluido de perforación de manera que menos se devuelve a la superficie para su recirculación. El fluido se pierde en el fondo del pozo y puede conducir a la inestabilidad del agujero, el atascamiento de la tubería de perforación, y la pérdida del control del pozo. Adicionalmente al volumen de fluido que se pierde, se requieren costosos materiales de pérdida de circulación (LMC o "agentes de control de pérdida de fluido"). Estos son por lo general materiales fibrosos, granulares, o escamosos, tales como fibras de caña, fibras de madera, cáscaras de semillas de algodón, cáscaras de nuez, mica, celofán, y otros materiales. Estos materiales LMC se adicionan al sistema de fluido de manera que se puedan transportar dentro de la zona de pérdida y fijados para formar un puente sobre el que otros materiales pueden empezar a construir y sellar (ver la patente de Estados Unidos, núm. 6,770,601, incorporada en la presente como referencia).

Adicionalmente a los fluidos usados en la perforación, se usan además varios fluidos en la extracción de recursos naturales, tal como petróleo y gas natural, del pozo. Estos fluidos pueden funcionar para inhibir la corrosión, separar los hidrocarburos del agua, inhibir la formación de sólidos inhibidores tales como parafina, costra de óxido, y óxidos metálicos, y para mejorar la producción del pozo. Los fluidos pueden usarse además en la cementación, fracturación hidráulica, y acidificación.

SUMARIO DE LA INVENCIÓN La invención proporciona, en ciertas modalidades, un fluido para su uso en la creación o el mantenimiento de, o la producción a partir de, un orificio o pozo, en el que el fluido incluye la biomasa de un microbio oleaginoso. En modalidades particulares, la biomasa funciona como un agente de unión, un agente de control de pérdida de fluido, un modificador de la viscosidad, un emulsionante, un lubricante, y/o un modificador de la viscosidad. En algunas modalidades, el fluido incluye un solvente acuoso o no acuoso y, opcionalmente, incluye uno o más componentes adicionales de manera que el fluido es capaz de funcionar como un fluido de perforación, un fluido para perforación en la zona productora, un fluido de reacondicionamiento, un fluido de emplazamiento, un fluido de cementación, un fluido de reservorio, un fluido de producción, un fluido de fracturación hidráulica, o un fluido de terminación. La biomasa en el fluido puede ser de microbios oleaginosos tales como, por ejemplo, microalgas, levaduras, hongos, o bacterias. La biomasa microbiana puede incluir, por ejemplo, células intactas, células lisadas, una combinación de células intactas y células lisadas, células en las cuales el aceite se ha removido, y/o polisacáridos del microbio oleaginoso. En ciertas modalidades, la biomasa microbiana es químicamente modificada. Las modificaciones químicas ilustrativas incluyen la unión covalente de porciones hidrófobas, hidrófilas, amónicas, y catiónicas. En modalidades particulares, la biomasa microbiana se modifica químicamente a través de una o más reacciones químicas seleccionadas entre la transesterificación, saponificación, reticulación, anionización (por ejemplo, carboximetilación), acetilación, e hidrólisis. La biomasa microbiana puede, en ciertas modalidades, ser de aproximadamente 0.1% a aproximadamente 20% en peso del fluido.

En varias modalidades, el fluido incluye uno o más aditivos adicionales seleccionados entre bentonita, goma xantana, goma guar, almidón, carboximetilcelulosa, hidroxietil celulosa, celulosa polianiónica, biocida, un agente de ajuste de pH, un eliminador de oxígeno, un espumante, un demulsificador, un inhibidor de la corrosión, un agente de control de la arcilla, un dispersante, un floculante, un reductor de la fricción, un agente de unión, un lubricante, un viscosificador, una sal, un surfactante, un ácido, un aditivo de control de pérdida de fluido, un gas, un emulsionante, un modificador de la densidad, combustible diesel, y un afrón. Por ejemplo, el fluido puede incluir un afrón con un diámetro promedio de 5 a 50 micrómetros a una concentración de aproximadamente 0.001% a 5% en masa del fluido.

En modalidades particulares, la biomasa resulta de uno o más aceites por secado, prensado, y extracción por solventes a partir del microbio oleaginoso. La biomasa puede, en ciertas modalidades, producirse mediante el crecimiento heterótrofo del microbio oleaginoso incluyendo, por ejemplo, el crecimiento heterótrofo de un heterótrofo obligado, tal como Prototheca moriformis.

En ciertas modalidades, los fluidos, incluyendo la biomasa microbiana oleaginosa descritos anteriormente tienen una prueba de pérdida de fluido API disminuida, en comparación con los fluidos que carecen de la biomasa microbiana oleaginosa. Los fluidos ilustrativos pueden tener una reducción en la pérdida de fluido de mayor que 2, 5, o 10 veces, con respecto a un fluido de control que carece de la biomasa microbiana oleaginosa, de acuerdo con la prueba de pérdida de fluido API para una duración de 7.5 o 30 minutos. En modalidades particulares, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener 2 veces, 5 veces, 10 veces o un mayor incremento en el punto de fluencia, respecto a un fluido control que carece de biomasa microbiana oleaginosa, medido usando un viscosímetro de tipo Couette. En algunas modalidades, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener una reducción de al menos 2 veces en el volumen de pérdida de chorro, respecto a un fluido control que carece de la biomasa microbiana oleaginosa, medido de acuerdo con una prueba de pérdida de fluido estática desarrollada con un filtro de disco de cerámica. En modalidades particulares, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener una reducción de al menos 2 veces en el volumen total de pérdida de fluido, respecto a un fluido control que carece de la biomasa microbiana oleaginosa, medido de acuerdo con una prueba de pérdida de fluido estática desarrollada con un filtro de cerámica. En cada caso, los discos de cerámica ilustrativos pueden tener un tamaño de poro de 5 mieras, 10 mieras, o 20 mieras. En ciertas modalidades, la reducción en el volumen de pérdida de chorro o volumen total de pérdida de fluido se mide en la prueba de pérdida de fluido estática después de una duración de 30 minutos o 60 minutos. En ciertas modalidades, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener un aumento de al menos 2 veces en la resistencia de gel, con respecto a un fluido control que carece de esta biomasa, de acuerdo con una prueba de resistencia de gel desarrollada con un viscosímetro tipo Couette. En modalidades particulares, la prueba de resistencia de gel es desarrollada para una duración de 7.5 minutos o 30 minutos. En algunas modalidades, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener una viscosidad calculada superior después del envejecimiento a una temperatura de entre 18°C y 200°C por al menos 16 horas, que antes del envejecimiento, medido a una velocidad de cizalla entre 0.01/seg y 1000/seg.

La invención proporciona también, en cierta modalidades, un método para la creación de un pozo, o el mantenimiento, o la producción de un fluido de producción de un pozo, en el que el método implica la introducción de cualquiera de los fluidos descritos anteriormente. En modalidades particulares, el método implica el uso del fluido para una operación de servicio del pozo seleccionada entre las operaciones de terminación, las operaciones de control de arena, las operaciones de reparación, y las operaciones de fracturación hidráulica. En algunas modalidades, el método implica la perforación de un pozo a través de una formación por el funcionamiento de un ensamblaje de perforación para perforar un pozo mientras que se circula un fluido de perforación a través del pozo. En variaciones de estas modalidades, la biomasa alcanza uno o más de los siguientes efectos: ocluye los poros en el hoyo o pozo, proporciona lubricación a una broca del ensamblaje de perforación, y/o aumenta la viscosidad del fluido.

En ciertas modalidades, la invención proporciona adicionalmente un método para estimular la producción de metano a partir de microbios metanogénicos en un pozo. Este método implica la introducción de la biomasa en el pozo, en donde la biomasa se produce cultivando un microorganismo oleaginoso.

En un aspecto adicional, la presente invención proporciona un agente de control de la pérdida de fluido basado en biomasa microbiana, material de unión, y un agente modificador de la viscosidad. La biomasa microbiana es de un microbio oleaginoso que se ha cultivado en condiciones, tales como las condiciones heterótrofas, que conducen a un alto contenido de aceite. En algunas modalidades, la biomasa microbiana retiene aceite sustancial, o la biomasa microbiana se usa antes de la extracción del aceite (biomasa microbiana sin extraer). En algunas modalidades, la biomasa microbiana es "biomasa agotada", la cual es la que queda después de un procesamiento que remueve una parte sustancial del aceite. En modalidades adicionales, la biomasa microbiana es aceite o derivados de ácidos grasos producidos por un microbio oleaginoso. En algunas modalidades, la biomasa es biomasa que se ha modificado químicamente, por ejemplo, procesada por uno o más procesos que incluyen secado, calentamiento, formación de escamas, molienda, acetilación, anionización, reticulación o carbonización para proporcionar el agente de control de pérdida de fluido basado en biomasa microbiana de la invención. En varias modalidades, el microbio oleaginoso es una bacteria, una microalga, una levadura, o un hongo no levadura.

En un aspecto adicional, la presente invención proporciona un fluido de perforación que comprende el agente de control de pérdida de fluido de la invención. En varias modalidades, el fluido de perforación comprende de aproximadamente 0.1% a aproximadamente el 20% (p/p o v/v) de dicho agente de control de pérdida de fluido. En una modalidad, el fluido de perforación es un fluido de perforación acuoso que comprende un viscosificador. En otra modalidad, el fluido de perforación es un fluido de perforación no acuoso que comprende un viscosificador. En varias modalidades, el viscosificador se selecciona del grupo que consiste de polímero(s) de alginato, goma(s) xantana, celulosa o derivados de celulosa, biopolímeros, arcilla(s) bentoníticas. En una modalidad, el fluido de perforación es un fluido de perforación acuoso que comprende un lubricante. En otra modalidad, el fluido de perforación es un fluido de perforación no acuoso que comprende un lubricante. En varias modalidades, el fluido de perforación tiene una viscosidad de baja velocidad de cizalla medida con un viscosímetro Brookfield a 0.5 rpm de al menos 20,000 centipoise.

En otro aspecto, la presente invención proporciona métodos para preparar el agente de control de pérdida de fluido y fluidos de perforación de la invención, dichos métodos comprenden cultivar un microbio oleaginoso bajo condiciones que conducen a la acumulación de al menos un 10% (p/p) de aceite. En una modalidad, el fluido de perforación de la invención se elabora mediante la adición del agente de control de pérdida de fluido basado en biomasa microbiana a un fluido de perforación. En varias modalidades, el fluido de perforación es un fluido de perforación convencional en el cual uno o más agentes de control de pérdida de fluido se sustituye parcial o totalmente por el agente de control de pérdida de fluido basado en biomasa microbiana de la invención.

En aún otro aspecto, la presente invención proporciona métodos para perforar un pozo, dichos métodos comprenden el paso de usar un agente de control de pérdida de fluido o fluido de perforación de la invención.

DESCRIPCIÓN DETALLADA DE LA INVENCIÓN La presente invención proporciona agentes de control de pérdida de fluido o fluidos de perforación. Para ayudar en el entendimiento de la invención, y cómo la invención se realiza y se lleva a la práctica, así como los beneficios de la misma, esta descripción detallada se divide en secciones. La sección I proporciona definiciones útiles. La sección II proporciona microbios oleaginosos útiles en los métodos de la invención así como los métodos para cultivarlos bajo condiciones heterótrofas. la sección III proporciona los métodos para la preparación de biomasa adecuada para su uso como agente de control de pérdida de fluido de la invención. La sección IV proporciona una descripción de los fluidos de perforación de la invención y los métodos de usarlos en los orificios de perforación. A continuación de la sección IV, se proporcionan ejemplos ilustrativos de preparación y uso varios aspectos y modalidades de la invención.

I. Definiciones A menos que se defina de otra manera, todos los términos técnicos y científicos usados en la presente descripción tienen el significado comúnmente entendido por una persona experta en la materia a la que pertenece esta invención. Las siguientes referencias proporcionan a una persona experta una definición general de muchos de los términos usados en esta invención: Singleton y otros, Dictionary of Microbiology and Molecular Biology (2da ed. 1994); The Cambridge Dictionary of Science and Technology (Walker ed., 1988); The Glossary of Genetics, 5ta Ed., R. Rieger y otros (eds.), Springer Verlag (1991); y Hale & Marham, The Harper Collins Dictionary of Biology (1991). Como se usa en la presente, los siguientes términos tienen los significados atribuidos a estos, a menos que se especifique lo contrario.

"Afrón" es una microburbuja que comprende una o más capas de surfactante que rodean un núcleo gaseoso o líquido.

"Axénico" es un cultivo de un organismo libre de contaminación por otros organismos vivos.

"Biodiesel", es un éster de alquilo de ácidos grasos producido biológicamente adecuado para su uso como combustible en un motor de diesel.

"Biomasa", es el material producido por el crecimiento y/o propagación de células.

La biomasa puede contener células y/o contenido intracelular, así como material extracelular, incluye, pero no se limita a, los compuestos secretados por una célula.

"Material de unión" es el material adicionado a un fluido que previene o disminuye la pérdida de fluido a través de las formaciones geológicas que tienen poros que son mayores de 1 milidarcy.

"Bioreactor" y "fermentador" significan un receptáculo o receptáculo parcial, tal como un recipiente o tanque de fermentación, en los cuales las células se cultivan, por lo general en suspensión.

"Material celulósico" incluye el producto de la digestión de la celulosa, incluyendo glucosa y xilosa, y opcionalmente compuestos adicionales como disacáridos, oligosacáridos, lignina, furfurales y otros compuestos. Los ejemplos no limitantes de fuentes de material celulósico incluyen bagazo de caña de azúcar, pulpa de remolacha azucarera, rastrojos de maíz, astillas de madera, aserrín y pasto varilla.

"Cultivado", y variantes de esta como "cultivo" y "fermentado", se refieren al fomento intencional del crecimiento (incremento del tamaño celular, contenido celular, y/o actividad celular) y/o propagación (incremento en el número de células mediante mitosis) de una o varias células mediante el uso de condiciones de cultivo seleccionadas y/o controladas. La combinación de ambos, crecimiento y propagación, es denominada proliferación. Los ejemplos de las condiciones seleccionadas y/o controladas incluyen el uso de un medio definido (con características conocidas como pH, fuerza iónica, y fuente de carbono), y condiciones especificas de temperatura, tensión de oxígeno, niveles de dióxido de carbono, y crecimiento en un biorreactor. Cultivar no se refiere al crecimiento o propagación de microorganismos en la naturaleza o en otra parte sin la intervención humana; por ejemplo, no es un cultivo el crecimiento natural de un organismo que finalmente se convierte en un fósil para producir el petróleo crudo geológico.

"Citólisis" es la lisis de células en un entorno hipotónico. La citólisis es provocada por la osmosis excesiva, o por el movimiento del agua, hacia el interior de una célula (hiperhidratación). Si la célula no puede soportar la presión osmótica del agua en el interior, se rompe "Peso seco" y "peso seco celular" se refiere al peso determinado en ausencia relativa de agua. Por ejemplo, la referencia a la biomasa de levadura oleaginosa que comprende un porcentaje especificado de un componente particular en peso seco significa que el porcentaje se calcula en base al peso de la biomasa después de que sustancialmente toda el agua se remueve.

"Gen exógeno", es un ácido nucleico que codifica para la expresión de un ARN y/o proteína que se ha introducido ("transformado") en una célula. Una célula transformada puede definirse como una célula recombinante, dentro de la cual se puede(n) introducir un(os) gen(es) exógeno(s) adicional(es). El gen exógeno puede ser de una especie diferente (heterólogo), o de la misma especie (homólogo) con respecto a la célula que se transforma. Así, un gen exógeno puede incluir un gen homólogo que ocupa una localización diferente en el genoma de la célula o está bajo un control diferente, con respecto a la copia endógena del gen. Un gen exógeno puede estar presente en más de una copia en la célula. Un gen exógeno puede mantenerse en una célula como una inserción en el genoma o como una molécula episomal.

"Proporcionada exógenamente", se refiere a una molécula proporcionada al medio de cultivo de un cultivo celular.

"Prensado con expulsor", es un método mecánico para extraer el aceite de materias primas como la soya y las semillas de colza. Una prensa expulsora es una máquina de tornillo la cual presiona el material a través de una cavidad enjaulada en forma de barril. La materia prima entra por un lado de la prensa y la torta agotada sale por el otro lado, mientras el aceite se filtra entre las barras de la jaula y se recoge. La máquina usa fricción y presión continuas de las unidades de tornillo para mover y comprimir la materia prima. El aceite se filtra a través de pequeñas aberturas que no permiten que pasen los sólidos. Como la materia prima se prensa, la fricción típicamente provoca calentamiento.

"Fuente de carbono fija" es una molécula o moléculas que contienen carbono, por lo general una molécula orgánica que está presente a presión y temperatura ambiente en forma sólida o líquida en un medio de cultivo, que se puede utilizar por un microorganismo cultivado allí.

"Agente de control de pérdida de fluido" es el material adicionado a un fluido que previene o disminuye la pérdida del componente líquido del fluido a través de las formaciones geológicas que tienen poros que son menores de 1 milidarcy.

"Crecimiento" significa un aumento en el tamaño celular, en el total de contenidos celulares, y/o en la masa de la célula o en el peso de una célula individual, incluido el aumento de peso de la célula debido a la conversión de una fuente de carbono fija en aceite intracelular.

"Homogenato" es biomasa que se ha roto físicamente "Hidrocarburo" es una molécula que contiene sólo átomos de hidrógeno y carbono, donde los átomos de carbono son covalentemente unidos para formar una cadena principal lineal, ramificada, cíclica, o parcialmente cíclica a la cual se unen los átomos de hidrógeno. La estructura molecular de los compuestos hidrocarburos varía de la más simple, en forma de metano (CH4), que es un constituyente del gas natural, a una muy pesada y compleja, tales como algunas moléculas como los asfáltenos encontrados en el aceite crudo, petróleo, y betún. Los hidrocarburos pueden encontrarse en forma gaseosa, líquida, o sólida, o en cualquier combinación de estas formas, y pueden tener uno o más dobles o triples enlaces entre los átomos de carbono adyacentes en la cadena principal. Por lo tanto, el término incluye lípidos, parafinas, alquenos, y aléanos lineales, ramificados, cíclicos o parcialmente cíclicos. Los ejemplos incluyen propano, butano, pentano, hexano, octano, y escualeno.

"Concentración limitante de un nutriente", es la concentración de un compuesto en un cultivo que limita la propagación de un organismo en el cultivo. Una "concentración no limitante de un nutriente" es una concentración que ayuda a la propagación máxima del cultivo durante un período dado. Así, el número de células producidas durante un periodo dado del cultivo es más bajo en presencia de una concentración limitante de un nutriente que cuando el nutriente es no limitante. Se dice que un nutriente está "en exceso" en un cultivo, cuando el nutriente está presente en una concentración mayor que la necesaria para la propagación máxima.

Los "lípidos", son una clase de moléculas que son solubles en solventes no polares (como el éter y el cloroformo) y son relativamente o completamente insolubles en agua. Las moléculas de lípidos tienen estas propiedades porque están constituidas por largas cadenas de hidrocarburos las cuales son de naturaleza hidrofóbica. Los ejemplos de lípidos incluyen los ácidos grasos (saturados e insaturados); glicéridos o glicerolípidos (como monoglicéridos, diglicéridos, triglicéridos o grasas neutras, y fosfoglicéridos o glicerofosfolípidos); no glicéridos (esfingolípidos, esterol lípidos incluyendo colesterol y hormonas esteroideas, lípidos de prenol incluyendo terpenoides, alcoholes grasos, ceras, y poliquétidos); y derivados de lípidos complejos (lípidos unidos a azúcares, o glicolípidos, y lípidos unidos a proteínas). Las grasas son un subgrupo de lípidos denominados "triacilglicéridos".

"Lisado", es una disolución que contiene el contenido de células Usadas.

"Lisis", es la rotura de la membrana plasmática y opcionalmente de la pared celular de un organismo biológico suficiente para liberar al menos algún contenido intracelular, a menudo por mecanismos mecánicos, virales u osmóticos que comprometen su integridad.

"Lisar", es la perturbación de la membrana celular y opcionalmente de la pared celular de un organismo biológico o célula suficiente para liberar al menos algún contenido intracelular.

"Microorganismo" y "microbio", son organismos microscópicos unicelulares.

"Aceite" significa cualquier triacilglicérido (o aceite triglicérido), producido por organismos, que incluyen levaduras oleaginosas, plantas, y/o animales. "Aceite" como se distingue de "grasa", se refiere, a menos que se indique de cualquier otra forma, a los lípidos que son generalmente líquidos a temperatura y presión ambiente ordinarias. Por ejemplo, "aceite" incluye los aceites vegetales o de semillas derivados de plantas, que incluyen sin limitarse a, un aceite derivado de soya, semilla de colza, cañóla, palma, almendra de palma, coco, maíz, olivo, girasol, semilla de algodón, cuphea, cacahuate, camelina sativa, semilla de mostaza, nuez de anacardo, avenas, lupino, kenaf, caléndula, cáñamo, café, linaza, avellana, euphorbia, semilla de calabaza común, cilantro, camelia, ajonjolí, cártamo, arroz, árbol de aceite de tung, cacao, copra, amapola, frijol de ricino, nuez lisa, jojoba, jatrofa, macadamia, nuez de Brasil, y aguacate, así como combinaciones de los mismos.

"Levadura oleaginosa" significa la levadura que puede acumular naturalmente más de un 20% de su peso seco celular como lípido y son del subreino Dikarya de los hongos. La levadura oleaginosa incluye organismos tales como Yarrowia lipolytica, Rhodotorula glutinis,Cryptococcus curvatus y Lipomyces starkeyi.

"Choque osmótico", es la ruptura de las células en una disolución después de una reducción repentina de la presión osmótica. El choque osmótico se induce a veces para liberar los componentes celulares de estas células en una disolución.

"Polisacáridos" o "glicanos", son los carbohidratos compuestos por monosacáridos unidos por enlaces glucosídicos. La celulosa es un polisacárido que forma parte de ciertas paredes celulares de las plantas. La celulosa se puede despolimerizar mediante enzimas para producir monosacáridos como la glucosa y la xilosa, así como disacáridos más grandes y oligosacáridos.

"Predominantemente encapsulado" significa que más de 50% y típicamente más de 75% a 90% de un componente referenciado, por ejemplo, aceite de algas, es secuestrado en una célula o células de un microbio oleaginoso.

"Células predominantemente intactas" y "biomasa predominantemente intacta" se refiere a una población de células que comprende más de 50, y frecuentemente más de 75, 90, y 98% de células intactas. "Intacta", en este contexto, significa que la continuidad física de la membrana celular y/o pared celular que encierra los componentes intracelulares de la célula no se han roto de ninguna manera que pudiera liberar los componentes intracelulares de la célula en una extensión que exceda la permeabilidad de la membrana celular en el cultivo.

"Predominantemente lisada" se refiere a una población de células en la cual más de 50%, y por lo general más de 75 a 90%, de las células se han roto de manera que los componentes intracelulares de la célula no están más completamente encerrados dentro de la membrana celular.

"Proliferación" significa una combinación de crecimiento y propagación.

"Propagación" significa un aumento en el número de células mediante la mitosis u otra división celular.

"Diesel renovable", es una mezcla de aléanos (como C10:0, C12:0, C14:0, C16:0 y C18:0) que se producen mediante la hidrogenación y desoxigenación de los lípidos.

"Biomasa agotada" y sus variantes, tales como "comida sin lípidos" y "biomasa desgrasada" es la biomasa microbiana después de que el aceite (incluyendo lípidos) y/o otros componentes se han extraído o aislado a partir de ella, ya sea a través del uso de la extracción mecánica (es decir, ejercida por una prensa de torta de presión) o con solventes o ambos. Dicha comida deslipidada tiene una cantidad reducida de aceites/lípidos comparado con la biomasa microbiana antes de la extracción o aislamiento de los aceites/lípidos pero típicamente contiene alguna cantidad residual de aceites/lípidos.

"Sonicación" es el proceso de ruptura de materiales biológicos, tales como una célula, mediante el uso de la energía de las ondas de sonido.

"Agente modificador de viscosidad" es un agente que modifica las propiedades reológicas de un fluido. La viscosidad de un fluido es la medida de la resistencia de un fluido al flujo. El agente modificador de viscosidad se usa para incrementar o disminuir la viscosidad de un fluido usado en las aplicaciones químicas de los campos de petróleo.

"V/V" o "v/v", con referencia a las proporciones en volumen, significa la relación del volumen de una sustancia en una composición al volumen de la composición. Por ejemplo, la referencia a una composición que comprende 5% v/v de aceite de levadura significa que 5% del volumen de la composición está compuesto de aceite (por ejemplo, una composición con un volumen de 100 mm3 pudiera contener 5 mm3 de aceite), y el resto del volumen de la composición (por ejemplo, 95 mm3 en el ejemplo) se compone de otros ingredientes.

"P/V" o "p/v", en referencia a una concentración de una sustancia significa gramos de la sustancia por 100 mi del fluido.

"P/P" o "p/p", con referencia a las proporciones en peso, significa la relación del peso de una sustancia en una composición al peso de la composición. Por ejemplo, la referencia a una composición que comprende 5% p/p de biomasa de levadura oleaginosa significa que el 5% del peso de la composición está compuesto de la biomasa de levadura oleaginosa (por ejemplo, una composición que tiene un peso de 100 mg contendría 5 mg de biomasa de levadura oleaginosa) y el resto del peso de la composición (por ejemplo, 95 mg en este ejemplo) se compone de otros ingredientes.

II. Microbios Oleaginosos y Condiciones de Cultivo Heterótroficas La biomasa preparada a partir de ciertos microorganismos que producen aceite ("microbios oleaginosos") puede usarse en las modalidades de la presente invención, incluyéndola como un agente de control de pérdida de fluido. Los microorganismos adecuados incluyen microalgas, bacterias oleaginosas, y levaduras oleaginosas. Los microorganismos oleaginosos útiles en la invención producen aceite (lípidos o hidrocarburos) adecuado para la producción de combustible o como materia prima para otras aplicaciones industriales. Los lípidos adecuados para la producción de combustible incluyen los triglicéridos (TAG), que contienen moléculas de ácidos grasos de cadena larga. Los hidrocarburos o lípidos adecuados para las aplicaciones industriales, tales como la fabricación, incluyen ácidos grasos, aldehidos, alcoholes y aléanos.

Cualquier especie de organismo que produce lípido o hidrocarburo puede usarse en los métodos y fluidos de perforación de la invención, aunque se prefieren los microorganismos que producen naturalmente altos niveles del lípido o hidrocarburo adecuado. La producción de hidrocarburos por los microorganismos se analiza por Metzger y otros, Appl Microbiol Biotechnol (2005) 66: 486-496 y A Look Back at the U.S. Department of Energy's Aquatic Species Program: Biodiesel from Algae, NREL/TP-580-24190, John Sheehan, Terri Dunahay, John Benemann y Paul Roessler (1998), incorporadas en la presente como referencia.

Las consideraciones que afectan a la selección de un microorganismo para su uso en la generación de la biomasa microbiana para los propósitos de la invención incluyen: (1) el contenido de lípidos como un porcentaje de peso celular; (2) la facilidad de crecimiento; y (3) la facilidad de procesamiento En modalidades particulares, el microorganismo produce células que son al menos: aproximadamente 40%, a 60% o más (incluyendo más de 70%) de lípidos cuando se cosechan para la extracción de aceite. Para muchas aplicaciones, los organismos que crecen heterótrofamente (en azúcar o en una fuente de carbono distinta de dióxido de carbono en la ausencia de luz) o que se pueden diseñar para hacerlo, son útiles en los métodos y fluidos de perforación de la invención. Ver la publicación de las solicitudes PCT núms. 2010/063031; 2010/063032; 2008/151149, cada una de las cuales se incorpora en su totalidad en la presente como referencia.

Las microalgas de origen natural y genéticamente modificados son microorganismos adecuados para usar en la preparación de biomasa microbiana adecuada para su uso en los métodos y en la incorporación en los fluidos de perforación de la invención. Por lo tanto, en diversas modalidades de la presente invención, el microorganismo a partir del cual se obtiene la biomasa microbiana es una microalga. Ejemplos de géneros y especies de microalgas que se pueden usar para generar biomasa microbiana en los métodos y para la incorporación en los fluidos de perforación de la presente invención incluyen, pero no se limitan a, los siguientes géneros y especies de microalgas.

Tabla 1. Microalgas.

Achnanthes orientalis, Agmenellum, Amphiprora hyaline, Amphora coffeiformis, Amphora coffeiformis linea, Amphora coffeiformis punctata, Amphora coffeiformis taylori, Amphora coffeiformis tennis, Amphora delicatissima, Amphora delicatissima capitata, Amphora sp., Anabaena, Ankistrodesmus, Ankistrodesmus falcatus, Boekelovia hooglandii, Borodinella sp., Botryococcus braunii, Botryococcus sudeticus, Bracteoccocus aerius, Bracteococcus sp., Bracteacoccus granáis, Bracteacoccus cinnabarinas, Bracteococcus minor, Bracteococcus medionucleatus, Cartería, Chaetoceros gracilis, Chaetoceros muelleri, Chaetoceros muelleri subsalsum, Chaetoceros sp., Chlorella anitrata, Chlorella Antárctica, Chlorella aureoviridis, Chlorella candida, Chlorella capsúlate, Chlorella desiccate, Chlorella ellipsoidea, Chlorella emersonii, Chlorella fusca, Chlorella fusca var. vacuolata, Chlorella glucotropha, Chlorella infusionum, Chlorella infusionum var. actophila, Chlorella infusionum var. auxenophila, Chlorella kessleri, Chlorella lobophora (cepa SAG 37.88), Chlorella luteoviridis, Chlorella luteoviridis var. aureoviridis, Chlorella luteoviridis var. lutescens, Chlorella miniata, Chlorella cf minutissima, Chlorella minutissima, Chlorella mutabilis, Chlorella nocturna, Chlorella ovalis, Chlorella parva, Chlorella photophila, Chlorella pringsheimii, Chlorella protothecoides (que incluye cualquiera de las cepas UTEX 1806, 411, 264, 256, 255, 250, 249, 31, 29, 25), Chlorella protothecoides var. acidicola, Chlorella regularis, Chlorella regularis var. mínima, Chlorella regularis var. umbricata, Chlorella reisiglii, Chlorella saccharophila, Chlorella saccharophila var. ellipsoidea, Chlorella salina, Chlorella simplex, Chlorella sorokiniana, Chlorella sp., Chlorella sphaerica, Chlorella stigmatophora, Chlorella vanniellii, Chlorella vulgaris, Chlorella vulgaris f. tertia, Chlorella vulgaris var. autotrophica, Chlorella vulgaris var. viridis, Chlorella vulgaris var. vulgaris, Chlorella vulgaris var. vulgaris f. tertia, Chlorella vulgaris var. vulgaris f. viridis, Chlorella xanthella, Chlorella zofingiensis, Chlorella trebouxioides, Chlorella vulgaris, Chlorococcum infusionum, Chlorococcum sp., Chlorogonium, Chroomonas sp., Chrysosphaera sp., Cricosphaera sp.,Crypthecodinium cohnii, Cryptomonas sp., Cyclotella cryptica, Cyclotella meneghiniana, Cyclotella sp., Dunaliella sp., Dunaliella bardawil, Dunaliella bioculata, Dunaliella granúlate, Dunaliella maritime, Dunaliella minuta, Dunaliella parva, Dunaliella peircei, Dunaliella primolecta, Dunaliella salina, Dunaliella terrícola, Dunaliella tertiolecta, Dunaliella viridis, Dunaliella tertiolecta, Eremosphaera viridis, Eremosphaera sp., Ellipsoidon sp., Euglena, Franceia sp., Fragilaria crotonensis, Fragilaria sp., Gleocapsa sp., Gloeothamnion sp., Hymenomonas sp., Isochrysis aff. galbana, Isochrysis galbana, Lepocinclis, Micractinium, Micractinium (UTEX LB 2614), Monoraphidium minutum, Monoraphidium sp., Nannochloris sp., Nannochloropsis salina, Nannochloropsis sp., Navícula acceptata, Navícula biskanterae, Navícula pseudotenelloides, Navícula pelliculosa, Navícula saprophila, Navícula sp., Neochloris oleabundans, Nephrochloris sp., Nephroselmis sp., Nitschia communis, Nitzschia alexandrina, Nitzschia communis, Nitzschia dissipata, Nitzschia frustulum, Nitzschia hantzschiana, Nitzschia inconspicua, Nitzschia intermedia, Nitzschia microcephala, Nitzschia pusilla, Nitzschia pusilla elliptica, Nitzschia pusilla monoensis, Nitzschia quadrangular, Nitzschia sp., Ochromonas sp., Oocystis parva, Oocystis pusilla, Oocystis sp., Oscillatoria limnetica, Oscillatoria sp., Oscillatoria subbrevis, Parachlorella beijerinckii, Parachlorella kessleri, Pascheria acidophila, Pavlova sp., Phagus, Phormidium, Platymonas sp., Pleurochrysis carterae, Pleurochrysis dentate, Pleurochrysis sp., Prototheca stagnora, Prototheca portoricensis, Prototheca moriformis, Prototheca wickerhamii, Prototheca zopfii, Pseudochlorella aquatica, Pyramimonas sp., Pyrobotrys, Sarcinoid chrysophyte, Scenedesmus armatus, Scenedesmus rubescens, Schizochytrium, Spirogyra, Spirulina platensis, Stichococcus sp., Synechococcus sp., Tetraedron, Tetraselmis sp., Tetraselmis suecica, Thalassiosira weissflogii, y Viridiella fridericiana.

Los microorganismos pueden ser genéticamente modificados para metabolizar una fuente de azúcar alternativa tal como sacarosa o xilosa y/o producir un perfil de ácido graso alterado. Cuando el microorganismo se puede cultivar heterótrofamente, puede ser un organismo que es un heterótrofo permisivo u obligado. En una modalidad específica, el organismo es Prototheca moriformis, una microalga oleaginosa heterótrofa obligada. En una modalidad específica adicional, la Prototheca moriformis, se modifica genéticamente para metabolizar la sacarosa o xilosa.

En varias modalidades de la presente invención, el microorganismo a partir del cual se obtiene la biomasa es un organismo de una especie del género Chlorella. En varias modalidades preferidas, la microalga es Chlorella protothecoides, Chlorella ellipsoidea, Chlorella minutissima, Chlorella zofinienesi, Chlorella luteoviridis, Chlorella kessleri, Chlorella sorokiniana, Chlorella fusca var. vacuolata Chlorella sp., Chlorella cf. minutissima o Chlorella emersonii. Chlorella es un género de alga verde unicelular que pertenece al phylum Chlorophyta. Es de forma esférica, aproximadamente de 2 a 10 µp? de diámetro, y sin flagelos. Algunas especies de Chlorella son naturalmente heterótroficas. La Chlorella, particularmente Chlorella protothecoides, es un microorganismo preferido para usar en la generación de biomasa para los propósitos de la invención debido a su alta composición de lípidos y su capacidad para crecer heterótrofamente Chlorella, por ejemplo, Chlorella protothecoides, Chlorella minutissima, o Chlorella emersonii, pueden ser genéticamente modificadas para expresar uno o más genes heterólogos ("transgenes"). Los ejemplos de expresión de transgenes en, por ejemplo, Chlorella, pueden encontrarse en la literatura (ver por ejemplo la publicación de patente PCT núms. 2010/063031, 2010/063032, y 2008/151149; Current Microbiólogo Vol. 35 (1997), págs. 356-362; Sheng Wu Gong Cheng Xue Bao. 2000 Jul;16(4):443-6; Current Microbiology Vol. 38 (1999), págs. 335-341 ; Appl Microbiol Biotechnol (2006) 72: 197-205; Marine Biotechnology 4, 63-73, 2002; Current Genetics 39:5, 365-370 (2001); Plant Cell Reports 18:9, 778-780, (1999); Biología Plantarium 42(2): 209-216, (1999); Plant Pathol. J 21(1): 13-20, (2005), y tales referencias enseñan varios métodos y materiales para introducir y expresar genes de interés en tales organismos. Otras microalgas productoras de lípidos se pueden diseñar a su vez, incluyendo las microalgas procariotas (ver Kalscheuer y otros, Applied Microbiology and Biotechnology, Volumen 52, Número 4 / octubre, 1999), las cuales son adecuadas para usar para generar biomasa en los métodos y para la incorporación en fluidos de acuerdo con las modalidades de la invención.

Prototheca es un género de microalga unicelular que se cree que es un muíante no fotosintético de Chlorella. Si bien Chlorella puede obtener su energía a través de la fotosíntesis, las especies del género Prototheca son heterótrofos obligados. Las Prototheca son de forma esférica, de unos 2 a 15 micrómetros de diámetro, y carecen de flagelos. En varias modalidades, la microalga usada para generar biomasa en los métodos y para la incorporación en los fluidos de perforación de la invención se selecciona de las siguientes especies de Prototheca: Prototheca stagnora, Prototheca portoricensis, Prototheca moriformis, Prototheca wickerhamii y Prototheca zopfii.

Adicionalmente a Prototheca y Chlorella, otras microalgas pueden usarse para generar biomasa para la incorporación en los fluidos de perforación de la invención. En varias modalidades preferidas, las microalgas se seleccionan de un género o especie de cualquiera de los siguientes géneros y especies: Parachlorella kessleri, Parachlorella beijerinckii, Neochloris oleabundans, Bracteacoccus granáis, Bracteacoccus cinnabarinas, Bracteococcus aerius, Bracteococcus sp. o Scenedesmus rebescens. Otros ejemplos no limitantes de microalgas (que incluyen Chlorella) se enumeran en la Tabla 1, anteriormente.

Además de las microalgas, las levaduras oleaginosas pueden acumular más de 20% de su peso seco celular como lípidos y por tanto son útiles para generar biomasa para su incorporación en los fluidos de perforación de la invención. En una modalidad preferida de la presente invención, el microorganismo a partir del cual se obtiene la biomasa microbiana es una levadura oleaginosa. Los ejemplos de levaduras oleaginosas que pueden usarse en los métodos de la presente invención para generar biomasa adecuada para su incorporación en los fluidos de perforación de la invención incluyen, pero sin limitarse a, las levaduras oleaginosas enumeradas en la Tabla 2. En los ejemplos más abajo se proporcionan métodos ilustrativos para el cultivo de las levaduras oleaginosas (Yarrowia lipolytica y Rhodosporidium toruloides) para lograr un alto contenido de aceite y producir biomasa para su incorporación en los fluidos de perforación de la invención.

Tabla 2. Levaduras Oleaginosas.

Candida apícola, Candida sp., Cryptococcus curvatus, Cryptococcus terricolus, Debaromyces hansenii, Endomycopsis vernalis, Geotrichum carabidarum, Geotrichum cucujoidarum, Geotrichum histeridarum, Geotrichum silvícola, Geotrichum vulgare, Hyphopichia burtonii, Lipomyces lipofer, Lypomyces orentalis, Lipomyces starkeyi, Lipomyces tetrasporous, Pichia mexicana, Rodosporidium sphaerocarpum, Rhodosporidium toruloides, Rhodotorula aurantiaca, Rhodotorula dairenensis, Rhodotorula diffluens, Rhodotorula glutinus, Rhodotorula glutinis var. glutinis, Rhodotorula gracilis, Rhodotorula graminis Rhodotorula minuta, Rhodotorula mucilaginosa, Rhodotorula mucilaginosa var. mucilaginosa, Rhodotorula terpenoidalis, Rhodotorula toruloides, Sporobolomyces alborubescens, Starmerella bombicola, Torulaspora delbruekii, Torulaspora pretoriensis, Trichosporon behrend, Trichosporon brassicae, Trichosporon domesticum, Trichosporon laibachii, Trichosporon loubieri, Trichosporon loubieri var. loubieri, Trichosporon montevideense, Trichosporon pullulans, Trichosporon sp., Wickerhamomyces Canadensis, Yarrowia lipolytica, y Zygoascus meyerae.

En una modalidad de la presente invención, el microorganismo a partir del cual se obtiene la biomasa adecuada para su incorporación en los fluidos de perforación de la invención es un hongo. Los ejemplos de hongos que pueden usarse en los métodos de la presente invención para generar biomasa adecuada para su incorporación en los fluidos de perforación de la invención incluyen, pero sin limitarse a, los hongos enumerados en la Tabla 3.

Tabla 3. Hongos Oleaginosos.

Mortierella, Mortierrla vinacea, Mortierella alpine, Pythium debaryanum, Mucor circinelloides, Aspergillus ochraceus, Aspergillus terreus, Pennicillium iilacinum, Hensenulo, Chaetomium, Cladosporium, Malbranchea, Rhizopus, y Pythium Así, en una modalidad de la presente invención, el microorganismo usado para la producción de biomasa microbiana para incorporación en los fluidos de perforación de la invención es un hongo. Los ejemplos de hongos adecuados (por ejemplo, Mortierella alpine, Mucor circinelloides, y Aspergillus ochraceus) incluyen aquellos que han mostrado ser flexibles a la manipulación genética, como se describe en la literatura (ver, por ejemplo, Microbiology, Jul; 153(Pt.7): 2013-25 (2007); Mol Genet Genomics, Jun; 271(5): 595-602 (2004); Curr Genet, Mar;21(3):215-23 (1992); Current Microbiology, 30(2):83-86 (1995); Sakuradani, NISR Research Grant, "Studies of Metabolic Engineering of Useful Lipid-producing Microorganisms" (2004); y PCT/JP2004/012021).

En otras modalidades de la presente invención, un microorganismo que produce un lípido o un microorganismo a partir del cual la biomasa adecuada para usar en los fluidos de perforación de la invención pueden obtenerse es una bacteria oleaginosa. Las bacterias oleaginosas son bacterias que pueden acumular más de 20% de su peso seco celular como lípido. Las especies de bacterias oleaginosas para usar en los métodos de la presente invención incluyen las especies del género Rhodococcus, tal como Rhodococcus opacus y Rhodococcus sp. Los métodos de cultivo de bacterias oleaginosas, tal como Rhodococcus opacus, se conocen en la materia (ver Waltermann, y otros, (2000) Microbiolog , 146: 1 143-1 149). Los métodos ilustrativos para el cultivo de Rhodococcus opacus para lograr un alto contenido de aceite y generar biomasa adecuada para su uso en los métodos y fluidos de perforación de la invención se proporcionan en los ejemplos más abajo.

Para producir biomasa microbiana que contiene aceite apropiada para usar en los métodos y composiciones de la invención, los microorganismos se cultivan para la producción de aceite (por ejemplo, hidrocarburos, lípidos, ácidos grasos, aldehidos, alcoholes y aléanos). Este tipo de cultivo típicamente se realiza primero a pequeña escala e inicialmente, al menos, bajo condiciones en las cuales el microorganismo inicial pueda crecer. Los cultivos para los propósitos de producción de hidrocarburos se llevan a cabo preferentemente en un gran escala y bajo condiciones heterótrofas. Preferentemente, una fuente de carbono fijo tal como glucosa o sacarosa, por ejemplo, está presente en exceso. El cultivo puede exponerse además a la luz un poco o todo el tiempo si es deseable o beneficioso.

Las microalgas y la mayoría de los otros microbios oleaginosos pueden cultivarse en medios líquidos. El cultivo se puede contener dentro de un biorreactor. Opcionalmente, el biorreactor no permite la entrada de la luz. Alternativamente, las microalgas pueden cultivarse en fotobiorreactores que contienen una fuente de carbono fija y/o de dióxido de carbono y permiten que la luz incida en las células. Para las células de microalgas que pueden utilizar la luz como una fuente de energía, la exposición de las células a la luz, incluso en presencia de una fuente de carbono fija que las células transporten y utilicen (es decir, el crecimiento mixotrófico), sin embargo, acelera el crecimiento en comparación con el cultivo de esas células en la oscuridad. Los parámetros de las condiciones de cultivo pueden manipularse para optimizar la producción total de aceite, la combinación de especies de hidrocarburos producidos y/o la producción de una especie de un hidrocarburo particular. En algunos casos, es preferible cultivar las células en la oscuridad, tales como, por ejemplo, cuando se usan fermentadores extremadamente grandes (40,000 litros y superiores) que no permiten que la luz incida en una proporción significativa (o cualquiera) del cultivo.

El medio de cultivo contiene por lo general componentes, tales como una fuente fija de nitrógeno, elementos traza, opcionalmente un tampón para el mantenimiento del pH, y fosfato. Los componentes adicionales a una fuente de carbono fija, tales como acetato o glucosa, pueden incluir sales tales como cloruro de sodio, en particular para las microalgas de agua de mar. Los ejemplos de elementos traza incluyen zinc, boro, cobalto, cobre, manganeso, y molibdeno, en, por ejemplo, las formas respectivas de ZnCl2, H3B03, CoCl2-6H20, CuCl2-2H20, MnCl2-4H20 y (NH4)6Mo7024-4H20. Otros parámetros de cultivo pueden manipularse además, tales como el pH del medio de cultivo, la identidad y concentración de los elementos traza y otros constituyentes del medio.

Para organismos capaces de crecer en una fuente de carbono fija, la fuente de carbono fija puede ser, por ejemplo, glucosa, fructosa, sacarosa, galactosa, xilosa, mañosa, ramnosa, N-acetilglucosamina, glicerina, floridosida, ácido glucurónico, y/o acetato. Una o más fuente(s) de carbono fija(s) proporcionada(s) exógenamente se pueden suministrar al medio de cultivo a una concentración de desde al menos aproximadamente 50 µ? a al menos 500 mM, y en varias cantidades en ese intervalo (es decir, 100 µ??, 500 µp?, 5 mM, 50 mM).

Algunas especies de microalgas pueden crecer mediante la utilización de una fuente de carbono fija, tales como glucosa o acetato en la ausencia de luz. Este crecimiento se conoce como crecimiento heterótrofico. Para Chlorella protothecoides, por ejemplo, el crecimiento heterótrofico puede resultar en una alta producción de biomasa y en la acumulación de un alto contenido en lípidos. Por lo tanto, una alternativa para el crecimiento fotosintético y la propagación de los microorganismos es el uso del crecimiento heterótrofo y la propagación de los microorganismos, en condiciones en las cuales una fuente de carbono fija proporciona la energía para el crecimiento y la acumulación de lípidos. En algunas modalidades, la fuente de energía de carbono fija comprende un material celulósico, incluyendo un material celulósico despolimerizado, un azúcar de 5 carbonos, o un azúcar de 6 carbonos.

Los métodos para el crecimiento y propagación de Chlorella protothecoides para altos niveles de aceite como un porcentaje del peso seco se reportaron (ver por ejemplo Miao y Wu, J. Biotechnology, 2004, 11 :85-93 y Miao y Wu, Biosource Technology (2006) 97:841-846, reportan métodos para obtener 55% de peso seco celular de aceite).

La publicación PCT WO2008/151149, incorporada en la presente como referencia, describe las condiciones preferidas de cultivo para microalgas tal como Chlorella. Múltiples especies de Chlorella y múltiples cepas dentro de una especie pueden cultivarse en presencia de glicerol. La solicitud de patente antes mencionada describe los parámetros de cultivo que incorporan el uso de glicerol para la fermentación de múltiples géneros de microalgas. Múltiples especies y cepas de Chlorella proliferan muy bien en no sólo glicerol de grado reactivo purificado, sino también en glicerol acidulado y no acidulado por el producto de la transesterificación de biodiesel En algunos casos, microalgas, tales como cepas de Chlorella, se someten a la división celular más rápido en presencia de glicerol que en presencia de glucosa. En estos casos, los procesos de crecimiento en dos etapas en los cuales las células se alimentan primeramente con glicerol para incrementar la densidad celular, y después se alimentan con glucosa para acumular los lípidos, pueden mejorar la eficiencia con la cual se producen los lípidos.

Otras materias primas para cultivar microalgas bajo condiciones de crecimiento heterótrofas para los propósitos de la presente invención incluyen mezclas de glicerina y glucosa, mezclas de glucosa y xilosa, mezclas de fructosa y glucosa, sacarosa, glucosa, fructosa, xilosa, arabinosa, mañosa, galactosa, acetato, y melazas. Otras materias primas adecuadas incluyen el rastrojo de maíz, la pulpa de remolacha azucarera, y el pasto varilla en combinación con enzimas de despolimerización. En varias modalidades de la invención, un microbio que puede utilizar sacarosa como fuente de carbono bajo condiciones de cultivo heterótrofas se usa para generar la biomasa microbiana. Las publicaciones PCT núms. 2010/063032, 2010/063032, y 2008/151 149 describen organismos recombinantes, incluyendo pero sin limitarse a las microalgas Prototheca y Chlorella, que se han modificado genéticamente para utilizar sacarosa como fuente de carbono. En varias modalidades, estos u otros organismos capaces de utilizar sacarosa como fuente de carbono bajo condiciones heterótrofas se cultivan en medios en los cuales la sacarosa se proporciona en forma de un producto en bruto, un material que contiene sacarosa, incluyendo, pero no limitado a, el jugo de caña de azúcar (por ejemplo, jugo de caña grueso) y el jugo de remolacha azucarera.

Para la producción de lípido y de aceite, las células, incluyendo las células recombinantes, se fermentan típicamente en grandes cantidades. El cultivo puede ser en grandes volúmenes de líquido, tales como en cultivos en suspensión como un ejemplo. Otros ejemplos incluyen comenzar con un pequeño cultivo de células el cual se expanden en una gran biomasa en combinación con el crecimiento celular y la propagación, así como la producción de lípidos (aceite). Los biorreactores o fermentadores de acero se pueden usar para acomodar grandes volúmenes de cultivo. Para estas fermentaciones, el uso de condiciones de crecimiento fotosintéticas puede ser imposible o al menos poco práctico e ineficaz, así que pueden preferirse las condiciones de crecimiento heterótrofas.

Las fuentes adecuadas de nutrientes para el cultivo en un fermentador para condiciones de crecimiento heterótrofas incluyen materias prima tales como una o más de las siguientes: una fuente de carbono fija tal como glucosa, almidón de maíz, material celulósico despolimerizado, sacarosa, caña de azúcar, remolacha azucarera, lactosa, suero de la leche, melazas, o similares; una fuente de nitrógeno, tal como proteína, torta de soja, licor de maíz, amoniaco (puro o en forma de sal), nitrato o sal de nitrato; y una fuente de fósforo, tal como sales de fosfato. Adicionalmente, un fermentador para las condiciones de crecimiento heterótrofas permite el control de las condiciones de cultivo tales como temperatura, pH, tensión de oxígeno, y niveles de dióxido de carbono. Opcionalmente, los componentes gaseosos, como oxígeno o nitrógeno, pueden burbujearse a través del cultivo líquido. Otras fuentes de almidón (glucosa) incluyen trigo, papa, arroz, y sorgo. Otras fuentes de carbono incluyen corrientes de procesos tales como glicerol de calidad técnica, licor negro, y ácidos orgánicos tales como acetato, y melazas. Las fuentes de carbono pueden proporcionarse además como una mezcla de sacarosa y pulpa de azúcar de remolacha despolimerizada.

Para condiciones de crecimiento heterótrofas se puede usar un fermentador para permitir que las células se sometan a las diversas fases de su ciclo fisiológico. Como un ejemplo, se puede introducir un inoculo de las células productoras de lípidos en un medio, seguido por un período de latencia (fase de latencia) antes de que las células comiencen a propagarse. Tras el período de latencia, la velocidad de propagación aumenta a un ritmo constante y entra en la fase log o exponencial. La fase exponencial, a su vez, es seguida por una desaceleración de la propagación debido a la disminución de nutrientes como el nitrógeno, el aumento de sustancias tóxicas, y los mecanismos de detección de quorum. Después de esta desaceleración, se detiene la propagación, y las células entran en una fase estacionaria o estado constante de crecimiento, dependiendo del ambiente particular proporcionado a las células.

En un método de cultivo heterótrofo útil para los propósitos de la presente invención, los microorganismos se cultivan a partir de biomasa celulósica despolimerizada como materia prima. A diferencia de otras materias primas que se pueden usar para cultivar los microorganismos, tales como almidón de maíz o sacarosa de la caña de azúcar o de la remolacha azucarera, la biomasa celulósica (despolimerizada o de cualquier otra forma) no es adecuada para el consumo humano. La biomasa celulósica (por ejemplo, rastrojo, como el rastrojo de maíz) es barato y fácilmente disponible.

Los materiales celulósicos adecuados incluyen los residuos de cosechas energéticas herbáceas y leñosas así como cultivos agrícolas, es decir, las partes de las plantas, principalmente los tallos y las hojas típicamente no removidas de los campos con el alimento principal o el producto de fibra. Los ejemplos incluyen desechos agrícolas tales como el bagazo de caña de azúcar, cascarilla de arroz, fibra de maíz (incluyendo tallos, hojas, cáscaras y mazorcas), paja del trigo, paja del arroz, pulpa de remolacha azucarera, pulpa de cítricos, cáscaras de cítricos, desechos forestales tales como entresacas de madera dura y blanda, y residuos de madera dura y blanda de las operaciones madereras; desechos de madera tales como desechos de los aserraderos (astillas de madera, aserrín) y desechos de molinos de pulpa; desechos urbanos tales como pedazos de papel de los desechos sólidos municipales, desechos urbanos de madera y desechos verdes urbanos tales como los recortes de césped municipales y los desechos de construcción de madera. Los materiales celulósicos adicionales incluyen cosechas celulósicas dedicadas tales como el pasto varilla, la madera híbrida de álamo, el miscantus, las fibras de caña, y las fibras de sorgo. Los azúcares de 5 carbonos que se producen a partir de estos materiales incluyen la xilosa.

Algunos microbios son capaces de procesar el material celulósico y utilizan directamente los materiales celulósicos como fuente de carbono. Sin embargo, puede ser necesario tratar el material celulósico para incrementar el área de superficie accesible o para que la celulosa se descomponga primero como una preparación para la utilización por los microorganismos como fuente de carbono. Las publicaciones de patente PCT núms. 2010/120939, 2010/063032, 2010/063031, y PCT 2008/151149, incorporadas en la presente como referencia, describen varios métodos para tratar la celulosa para hacerla adecuada para usar como una fuente de carbono en fermentaciones microbianas.

Los biorreactores se pueden emplear para el crecimiento heterótrofo y los métodos de propagación. Como se apreciará, las disposiciones adoptadas para hacer que la luz esté disponible para las células en los métodos de crecimiento fotosintéticos son innecesarias cuando se usa una fuente fija de carbono en el crecimiento heterótrofo y los métodos de propagación descritos en la presente.

Los ejemplos específicos de condiciones de proceso y métodos de crecimiento y propagación heterótrofas descritos en la presente, se pueden combinar de cualquier manera adecuada para mejorar la eficiencia del crecimiento microbiano y la producción de lípidos. Por ejemplo, los microbios que tienen una mayor capacidad de utilizar cualquiera de las materias primas anteriormente descritas para el aumento de la proliferación y/o de la producción de lípidos se pueden usar en los métodos de la invención En ciertas modalidades de la presente invención, el microbio oleaginoso se cultiva mixotróficamente. El crecimiento mixotrófico implica el uso tanto de la luz y la(s) fuente(s) de carbono fija(s) como fuentes de energía para el cultivo de células. El crecimiento mixotrófico puede llevarse a cabo en un fotobiorreactor. Las microalgas pueden cultivarse y mantenerse en fotobiorreactores cerrados fabricados de diferentes tipos de material transparente o semitransparente. Este material puede incluir armarios de Plexiglás®, cajas de vidrio, bolsas elaboradas de sustancias tales como el polietileno, tubos transparentes o semi-transparentes y otros materiales. Las microalgas pueden cultivarse y mantenerse en fotobiorreactores abiertos tales como estanques de rodadura, estanques de sedimentación y otros recipientes no cerrados. La siguiente discusión de fotobiorreactores útiles para condiciones de crecimiento mixotróficas es aplicable a las condiciones de crecimiento fotosintéticas también.

De acuerdo con los métodos de la presente invención los microorganismos útiles se encuentran en varios lugares y ambientes a través del mundo. Como una consecuencia de su aislamiento de otras especies y de su divergencia evolutiva resultante, el medio de crecimiento particular para un crecimiento óptimo y la generación de aceite y/o lípidos a partir de una especie en particular de microbio puede necesitar determinarse experimentalmente. En algunos casos, ciertas cepas de microorganismos pueden ser incapaces de crecer en un medio particular de crecimiento debido a la presencia de algún componente inhibitorio o a la ausencia de un requerimiento nutricional esencial necesario por una cepa particular del microorganismo. Existen una variedad de métodos conocidos en la materia para el cultivo de una amplia variedad de especies de microalgas para acumular niveles elevados de lípidos como un porcentaje del peso seco celular, y de métodos para determinar las condiciones óptimas de crecimiento para cualquier especie de interés también son conocidos en la materia.

Los medios de crecimiento sólidos y líquidos generalmente están disponibles de una amplia variedad de fuentes, y las instrucciones para la preparación de un medio en particular que sea adecuado para una amplia gama de variedades de cepas de microorganismos pueden encontrarse, por ejemplo, en línea en http://www.utex.org/, un sitio mantenido por la Universidad de Texas en Austin para su colección de cultivo de algas (UTEX). Por ejemplo, varios medios de agua dulce y agua salada incluyen los mostrados en la Tabla 4.

Tabla 4. Medio de Algas. cuando la biomasa agotada remanente después de que el aceite se ha recuperado de los microbios se usa como un agente de control de pérdida de fluido) o cuando se incorpora en la fluidos de perforación de la invención Las condiciones del proceso se pueden ajustar para incrementar el porcentaje en peso de las células que es de lípidos Por ejemplo, en ciertas modalidades, un microbio (por ejemplo, una microalga) se cultiva en presencia de una concentración limitante de uno o más nutrientes como por ejemplo, nitrógeno, fósforo o y/o azufre, mientras que se proporciona un exceso de energía fija de carbono como glucosa. La limitación del nitrógeno tiende a incrementar el rendimiento de los lípidos microbianos, por encima del rendimiento de los lípidos microbianos en un cultivo en el cual el nitrógeno se suministra en exceso. En modalidades particulares, el aumento en el rendimiento de los lípidos es de al menos aproximadamente 10% a 100% hasta tanto como 500% o más. El microbio puede cultivarse en presencia de una cantidad limitante de un nutriente por una porción del período total de cultivo o por el período completo. En modalidades particulares, la concentración de nutrientes se mueve entre una concentración limitante y una concentración no limitante, al menos dos veces durante el período total de cultivo. En una modalidad, el contenido de C10-C14 de la biomasa microbiana usada en los métodos comprende al menos aproximadamente 10%, a al menos aproximadamente 20%, al menos aproximadamente 30%, al menos aproximadamente 40%, al menos aproximadamente 50%, o al menos aproximadamente 60%, o al menos 70% del contenido de lípidos de la biomasa. En otro aspecto, el contenido de lípidos saturado de la biomasa microbiana es al menos aproximadamente 50%, al menos aproximadamente 60%, al menos aproximadamente 70%, al menos aproximadamente 80%, o al menos aproximadamente 90% del lípido de la biomasa microbiana.

La biomasa microbiana usada en los métodos de la invención puede tener un alto contenido de lípidos (por ejemplo, al menos 10%, al menos 20%, al menos 30%, o más altos de lípidos por peso seco) en algún momento durante el procesamiento (por ejemplo, cuando la biomasa agotada remanente después de que el aceite se ha recuperado de los microbios se usa como un agente de control de pérdida de fluido) o cuando se incorpora en la fluidos de perforación de la invención Las condiciones del proceso se pueden ajustar para incrementar el porcentaje en peso de las células que es de lípidos Por ejemplo, en ciertas modalidades, un microbio (por ejemplo, una microalga) se cultiva en presencia de una concentración limitante de uno o más nutrientes como por ejemplo, nitrógeno, fósforo o y/o azufre, mientras que se proporciona un exceso de energía fija de carbono como glucosa. La limitación del nitrógeno tiende a incrementar el rendimiento de los lípidos microbianos, por encima del rendimiento de los lípidos microbianos en un cultivo en el cual el nitrógeno se suministra en exceso. En modalidades particulares, el aumento en el rendimiento de los lípidos es de al menos aproximadamente 10% a 100% hasta tanto como 500% o más. El microbio puede cultivarse en presencia de una cantidad limitante de un nutriente por una porción del período total de cultivo o por el período completo. En modalidades particulares, la concentración de nutrientes se mueve entre una concentración limitante y una concentración no limitante, al menos dos veces durante el período total de cultivo. En una modalidad, el contenido de C10-C14 de la biomasa microbiana usada en los métodos comprende al menos aproximadamente 10%, a al menos aproximadamente 20%, al menos aproximadamente 30%, al menos aproximadamente 40%, al menos aproximadamente 50%, o al menos aproximadamente 60%, o al menos 70% del contenido de lípidos de la biomasa.

En otro aspecto, el contenido de lípidos saturado de la biomasa microbiana es al menos aproximadamente 50%, al menos aproximadamente 60%, al menos aproximadamente 70%, al menos aproximadamente 80%, o al menos aproximadamente 90% del lípido de la biomasa microbiana.

Para incrementar los lípidos como un porcentaje del peso seco celular, se puede emplear acetato en la materia prima para un microbio productor de lípidos (por ejemplo, una microalga). El acetato se alimenta directamente en el punto de metabolismo que inicia la síntesis de los ácidos grasos (es decir, acetil-CoA); de este modo el suministro de acetato en el cultivo puede incrementar la producción de ácidos grasos. Generalmente, el microbio se cultiva en presencia de una cantidad suficiente de acetato para incrementar el rendimiento de lípidos microbianos y/o rendimiento de ácidos grasos microbianos, específicamente, por encima del rendimiento de lípidos microbianos (por ejemplo, ácido graso) en ausencia de acetato. La alimentación con acetato es un componente útil de los métodos proporcionados en la presente para la generación de biomasa de microalgas que tiene un alto porcentaje de peso seco celular como lípidos.

En un estado de crecimiento constante, las células acumulan aceite (lípidos), pero no se someten a la división celular. En una modalidad de la invención, el estado de crecimiento se mantiene mediante la proporción continua de todos los componentes de los medios de crecimiento originales a las células con la excepción de una fuente de nitrógeno fija. El cultivo de células de microalgas mediante el suministro de todos los nutrientes proporcionados originalmente a las células excepto una fuente de nitrógeno fija, tales como a través de la alimentación de las células durante un período prolongado de tiempo, puede resultar en que un alto porcentaje de peso seco celular sea de lípidos. En algunas modalidades, los nutrientes, tales como metales traza, fosfatos, y otros componentes, que no sean una fuente de carbono fija, se pueden proporcionar en una concentración mucho menor de lo previsto originalmente en la fermentación inicial para evitar la "sobrealimentación" de las células con nutrientes que no serán usados por las células, reduciendo así los costes.

En otras modalidades, la biomasa alta en lípidos (aceite) se puede generar por la alimentación de una fuente de carbono fija a las células después de que todo el nitrógeno fijado se ha consumido durante largos períodos de tiempo, tales como a partir de al menos de 8 a 16 o más días. En algunas modalidades, a las células se les permite acumular aceite en presencia de una fuente de carbono fija y en ausencia de una fuente de nitrógeno fija durante más de 30 días. Preferentemente, los microorganismos cultivados usando las condiciones descritas en la presente y conocidos en la materia comprenden lípidos en un intervalo de al menos aproximadamente 10% de lípidos en peso seco celular a aproximadamente 75% de lípidos en peso seco celular. Tal biomasa rica en aceite se puede usar directamente como un agente de control de pérdida de fluido en los fluidos de perforación de la invención, pero a menudo, la biomasa agotada que queda después de que los lípidos se han extraído de los microbios se usa como el agente de control de pérdida de fluido.

Otra herramienta para permitir que las células acumulen un alto porcentaje de peso seco celular como lípidos involucra la selección de materias primas. Múltiples especies de Chlorella y múltiples cepas dentro de una especie de Chlorella acumulan un mayor porcentaje de peso seco celular como lípidos cuando se cultivan en presencia del subproducto de glicerol biodiesel que cuando se cultivan en presencia de concentraciones equivalentes de glicerol puro de grado reactivo. Del mismo modo, Chlorella puede acumular un mayor porcentaje de peso seco celular como lípidos cuando se cultiva en presencia de una concentración igual (por ciento en peso) de la mezcla de glicerol y glucosa que cuando se cultivan en presencia de solo glucosa.

Otra herramienta para permitir que las células acumular un alto porcentaje de peso seco celular como lípidos implica la selección de materia prima así como el momento de la adición de ciertas materias primas. Por ejemplo, Chlorella puede acumular un mayor porcentaje de peso seco celular como lípidos cuando se adiciona glicerol a un cultivo durante un primer período de tiempo, seguido de la adición de glucosa y continuando el cultivo durante un segundo período de tiempo, que cuando se adicionan las mismas cantidades de glicerol y glucosa juntas al comienzo de la fermentación. Ver la publicación PCT núm. 2008/151149, que se incorpora en la presente como referencia.

Por consiguiente, el porcentaje de lípidos (aceite) de peso seco celular en la producción de lípidos microbianos se puede mejorar, al menos con respecto a ciertas células, por el uso de ciertas materias primas y por la separación temporal de fuentes de carbono, así como por el mantenimiento de las células en un estado de crecimiento heterótrofo en el cual acumulan aceite pero no se someten a la división celular. Los ejemplos más abajo muestran varios microbios que crecen, incluyendo varias cepas de microalgas, para acumular niveles más altos de lípidos como DCW.

Las condiciones del proceso se pueden ajustar para incrementar los rendimientos de los lípidos. Las condiciones del proceso también se puede ajustar para reducir el costo de producción. Por ejemplo, en ciertas modalidades, un microbio (por ejemplo, una microalga) se cultiva en presencia de una concentración limitante de uno o más nutrientes, tales como, por ejemplo, nitrógeno, fósforo, y/o azufre. Esta condición tiende a incrementar el rendimiento de lípidos microbianos por encima del rendimiento de lípidos microbianos en un cultivo en el cual el nutriente se suministra en exceso. En modalidades particulares, el aumento del rendimiento de lípidos es al menos aproximadamente: 10%, 20 a 500%.

La limitación de un nutriente también puede tender a reducir la cantidad de biomasa producida. Por lo tanto, la concentración limitante es por lo general una que aumenta el porcentaje de rendimiento de lípidos para una biomasa dada, pero no reduce excesivamente la biomasa total. En modalidades ilustrativas, la biomasa se reduce en no más que aproximadamente 5% a 25%. El microbio puede cultivarse en presencia de una cantidad limitante de un nutriente para una porción del período total de cultivo o para el período completo. En modalidades particulares, la concentración de nutrientes se mueve entre una concentración limitante y una concentración no limitante, al menos dos veces durante el período total de cultivo.

La biomasa microbiana generada por los métodos de cultivo descrito en la presente comprende aceite de microalgas (lípidos), así como otros componentes generados por los microorganismos o incorporados por los microorganismos del medio de cultivo durante la fermentación.

La biomasa de microalgas con un alto porcentaje de aceites/lípidos acumulados por peso seco se genera usando diferentes métodos de cultivo que se conocen en la materia. La biomasa de microalgas con un alto porcentaje de aceites/lípidos acumulados es útil con los métodos de la presente invención. Li y otros describen cultivos de Chlorella vulgaris con hasta un 56.6% de lípido por peso seco celular (DCW) en cultivos estacionarios que crecen bajo condiciones autotróficas usando altas concentraciones de hierro (Fe) (Li y otros, Bioresource Technology 99(11):4717-22 (2008)). Rodolfi y otros, describe cultivos de Nanochloropsis sp. y Chaetoceros calcitrans con 60% de lípido por DCW y 39.8% de lípido por DCW, respectivamente, que crecen en un fotobiorreactor bajo condiciones de deficiencia de nitrógeno (Rodolfi y otros, Biotechnology & Bioengineering (2008) [Jun 18 pub. electrónica antes de impresión]). Solovchenko y otros describen los cultivos de Parietochloris incise con aproximadamente 30% de acumulación de lípidos (DCW) cuando se cultivan fototróficamente y bajo condiciones bajas de nitrógeno (Solovchenko y otros, Journal of Applied Phycology 20:245-251 (2008). Chlorella protothecoides puede producir hasta 55% de lípidos (DCW) cultivado bajo ciertas condiciones heterótrofas con falta de nitrógeno (Miao y Wu, Bioresource Technology 97:841-846 (2006). Otras especies de Chlorella incluyendo Chlorella emersonii, Chlorella sorokiniana y Chlorella minutissima se describen por tener acumulado hasta 63% de aceite (DCW) cuando se cultivan en biorreactores de tanque agitado bajo condiciones de medio bajo en nitrógeno (Illman y otros, Enzyme and Microbial Technology 27:631-635 (2000). Aún un por ciento superior de acumulación de lípido por peso seco celular se reportó, incluyendo 70% de acumulación de lípidos (DCW) en cultivos de Dumaliella tertiolecta que crecen en condiciones de NaCl aumentado (Takagi y otros, Journal of Bioscience and Bioengineering 101(3): 223-226 (2006)) y 75% de acumulación de lípidos en cultivos de Botryococcus braunii (Banerjee y otros, Critica! Reviews in Biotechnology 22(3): 245-279 (2002)).

Después que se acumula la cantidad deseada de biomasa microbiana oleaginosa por la fermentación, la biomasa se recoge y se trata, incluyendo opcionalmente un paso de extracción de lípidos, para preparar la biomasa para su uso como un fluido de acuerdo con las varias modalidades de la presente invención.

III. Preparación de la Biomasa Microbiana y la Biomasa Agotada Después de la fermentación para acumular la biomasa, uno o más pasos de remoción de agua (u otros líquidos) a partir de la biomasa microbiana se llevan a cabo por lo general. Estos pasos de remoción de agua pueden incluir los pasos distintos a que se refiere en la presente como de desaguado y secado.

El desaguado, tal como se usa en la presente, se refiere a la separación del microbio que contiene aceite del caldo de fermentación (líquidos) en el cual se cultivan. El desaguado, si se realiza, se debe realizar mediante un método que no dé lugar a, o resulte sólo en una mínima pérdida de, contenido de aceite de la biomasa. En consecuencia, se tiene cuidado generalmente para evitar la lisis celular durante cualquier paso de desaguado. El desaguado es una separación sólido-líquido y consiste en la remoción de los líquidos del material sólido. Los procesos comunes para el desaguado incluyen la centrifugación, la filtración, y/o el uso de presión mecánica.

La biomasa microbiana útil en los métodos y composiciones de la presente invención se puede desaguar del caldo de fermentación mediante el uso de centrifugación, para formar una pasta concentrada. Después de la centrifugación, todavía hay una cantidad sustancial de superficie o humedad libre en la biomasa microbiana (por ejemplo, por encima de 70%) y por tanto, la centrifugación no se considera que es, para los propósitos de la presente invención, un paso de secado Opcionalmente, después de la centrifugación, la biomasa se puede lavar con una solución de lavado (por ejemplo, agua desionizada) para remover el caldo de fermentación restante y los desechos En algunas modalidades, el desaguado implica el uso de filtración. Un ejemplo de filtración que es adecuado para la presente invención es la filtración de flujo tangencial (FFT), también conocida como filtración de flujo cruzado. La filtración de flujo tangencial es una técnica de separación que usa los sistemas de membrana y de flujo de fuerza para purificar sólidos de los líquidos. Para un método de filtración preferido ver Geresh, Carb. Polym. 50; 183-189 (2002), el cual analiza el uso de un filtro de fibra hueca de 0.45 uM tecnologías A/G MaxCell Ver también, por ejemplo, los dispositivos Millipore Pellicon®, que se usan con membranas de lOOkD, 300kD, l.OOOkD (número de catálogo P2C01MC01), O.luM (número de catálogo P2VVPPV01), 0.22uM (número de catálogo P2GVPPV01) y 0.45uM (número de catálogo P2HVMPV01). El retenido no debe pasar por el filtro a un nivel significativo. El retenido tampoco debe adherirse significativamente al material del filtro. La FFT también se puede realizar usando sistemas de filtración de fibra hueca.

Los ejemplos no limitantes de filtración de flujo tangencial incluyen aquellos que involucran el uso de un filtro con un tamaño de poro de al menos aproximadamente 0.1 micrómetros, al menos aproximadamente 0.12 micrómetros, al menos aproximadamente 0.14 micrómetros, al menos aproximadamente 0.16 micrómetros, al menos aproximadamente 0.18 micrómetros, al menos aproximadamente 0.2 micrómetros, al menos aproximadamente 0.22 micrómetros, al menos aproximadamente 0.45 micrómetros, o al menos aproximadamente 0.65 micrómetros. Los tamaños de poro preferidos de FFT permiten que los solutos y desechos en el caldo de fermentación puedan fluir a través de ellos, pero no las células microbianas.

En otras modalidades, el desaguado implica el uso de presión mecánica aplicada directamente a la biomasa para separar el caldo de fermentación líquido de la biomasa microbiana. La cantidad de presión mecánica aplicada no debe provocar un porcentaje significativo de ruptura de las células microbianas, si es que esto resulta en la pérdida de aceite, sino que simplemente debe ser suficiente para desaguar la biomasa hasta el nivel deseado para el procesamiento posterior.

Un ejemplo no limitante del uso de la presión mecánica para desaguar la biomasa microbiana emplea la prensa de filtro de banda. Una prensa de filtro de banda es un dispositivo de desaguado que aplica una presión mecánica a una suspensión (por ejemplo, biomasa microbiana que es directamente del fermentador o biorreactor) que se pasa entre los dos cinturones de tensado a través de una serpentina de rollos de diámetro disminuidos. La prensa de filtro de banda en realidad se puede dividir en tres zonas: la zona de gravedad, donde el libre drenaje de agua/líquido se drena por gravedad a través de una cinta porosa; una zona de cuña, donde se preparan los sólidos para la aplicación de presión, y una zona de presión, donde se aplica presión ajustable a los sólidos escurridos por gravedad.

Una o más de las técnicas de desaguado anteriores se pueden usar solas o en combinación para desaguar la biomasa microbiana para su uso en la presente invención. El contenido de humedad de la biomasa microbiana (materia prima acondicionada) puede afectar el rendimiento de aceite obtenido en el paso de prensado (si el aceite se ha de extraer del mismo, como se describe más abajo, antes de su uso como un agente de control de pérdida de fluido), y que el nivel de humedad óptimo, el cual para algunas cepas de microalgas está por debajo de 6% y preferentemente por debajo de 2%, puede variar de organismo a organismo (ver la publicación PCT núm. 2010/120939, que se incorpora en la presente como referencia).

El secado, como se referencia en la presente, se refiere a la remoción de parte o de la totalidad de la humedad libre o humedad de superficie de la biomasa microbiana. Al igual que el desaguado, el proceso de secado por lo general no da lugar a una pérdida significativa de aceite de la biomasa microbiana. Por lo tanto, el paso de secado no debe por lo general provocar la lisis de un número significativo de las células microbianas, debido a que en la mayoría de los casos, los lípidos se localizan en compartimentos intracelulares de la biomasa microbiana. Varios métodos de secado de la biomasa microbiana conocidos en la materia para otros propósitos son adecuados para su uso en los métodos de la presente invención. La biomasa microbiana después de que la humedad libre o la humedad de superficie se ha removido se refiere como biomasa microbiana seca. Si no ocurre remoción adicional de la humedad en el acondicionamiento o la reducción de la humedad se produce mediante la adición de un agente de carga seco antes del paso de prensado, después la biomasa microbiana seca puede contener, por ejemplo y sin limitación, menos de 6% de humedad en peso. Los ejemplos no limitantes de métodos de secado adecuados para usar en la preparación de biomasa microbiana seca de acuerdo con los métodos de la invención incluyen la liofilización y el uso de secadores tales como un secador de tambor, un secador de aspersión, y un secador de bandeja, cada uno de los cuales se describe más abajo.

La liofilización, también conocida como secado por congelación o criodesecación, es un proceso de deshidratación que se usa por lo general para conservar un material perecedero. El proceso de liofilización implica la congelación del material y después la reducción de la presión del entorno y la adición de calor suficiente para permitir que el agua congelada en el material se sublime de la fase sólida a gas. En el caso de la liofilización de biomasa microbiana, como la biomasa derivada de microalgas, la pared celular de las microalgas actúa como un crioprotector que previene la degradación de los lípidos intracelulares durante el proceso de congelación seca.

Los secadores de tambor son uno de los métodos más económicos para secar grandes cantidades de biomasa microbiana. Los secadores de tambor, o secadores de rodillos, consisten de dos grandes cilindros de acero que giran el uno hacia el otro y se calientan desde el interior por vapor. En algunas modalidades, la biomasa microbiana se aplica a la parte exterior de los cilindros grandes en láminas delgadas. A través del calor del vapor, la biomasa microbiana se seca después, por lo general en menos de una revolución de los cilindros de gran tamaño, y la biomasa microbiana seca resultante se raspa de los cilindros por una hoja de acero. La biomasa microbiana seca resultante tiene una consistencia escamosa. En varias modalidades, la biomasa microbiana se desagua primero y después se seca usando un secador de tambor. Una descripción más detallada de un secador de tambor puede encontrarse en la patente de Estados Unidos núm. 5,729,910, la cual describe un tambor de secado rotatorio.

El secado por aspersión es un método comúnmente usado de secado de líquido de alimentación que usa un gas caliente. Un secador por aspersión toma una corriente de líquido (por ejemplo, que contiene la biomasa microbiana) y separa el soluto como un sólido y el líquido en un vapor. El flujo de entrada de líquido se pulveriza a través de una boquilla en una corriente de vapor caliente y es vaporizado. Las formas sólidas como la humedad dejan rápidamente las gotas. La boquilla del secador por aspersión es ajustable, y por lo general se ajusta para hacer las gotas tan pequeñas como sea posible para maximizar la transferencia de calor y la velocidad de vaporización del agua. Los sólidos secos resultantes pueden tener una buena, consistencia de polvo, dependiendo del tamaño de la boquilla usada. En otras formas de realización, los secadores de aspersión pueden usar un proceso de liofilización en lugar de calentamiento de vapor para secar el material.

Los secadores de bandeja típicamente se usan para el trabajo de laboratorio y en operaciones a escala piloto pequeña. El secador de bandeja trabaja sobre la base de calentamiento por convección y evaporación. El caldo de fermentación que contiene la biomasa microbiana se puede secar efectivamente a partir de una amplia variedad de concentraciones celulares usando calor y una salida de aire para remover el agua evaporada.

Los secadores de rebaba se usan típicamente para el secado de los sólidos que se han desaguado o inherentemente tienen un bajo contenido de humedad. También conocidos como "secadores neumáticos", estos secadores por lo general dispersan el material húmedo hacia una corriente de aire caliente (o gas) la cual lo transporta a través de un conducto de secado. El calor de la corriente de aire (o corriente de gas) seca el material mientras se transporta a través del conducto de secado. El producto seco se separa después usando los ciclones y/o los filtros de bolsa. Las temperaturas elevadas de secado se pueden usar con muchos productos, porque la vaporización de la humedad de la superficie enfría instantáneamente el gas/aire de secado sin incrementar apreciablemente la temperatura del producto. Las descripciones más detalladas de los secadores instantáneos y los secadores neumáticos se pueden encontrar en la patente de Estados Unidos, núm. 4,214,375, la cual describe un secador instantáneo, y en las patentes de Estados Unidos núms. 3,789,513 y 4,101,264, las cuales describen secadores neumáticos.

La biomasa microbiana seca y/o desaguada se puede acondicionar antes de un paso de prensado, como se describe más abajo, si uno es la obtención de biomasa agotada para su uso de acuerdo con la invención. El acondicionamiento de la biomasa microbiana se refiere al calentamiento de la biomasa a una temperatura en el intervalo de 70°C a 150°C (de 160°F a 300°F) y a el cambio de la naturaleza física o físico-química de la biomasa microbiana y se puede usar para mejorar los rendimientos de aceite en un paso subsecuente de extracción de aceite (prensado). El acondicionamiento de la biomasa microbiana resulta en la producción de "materia prima acondicionada". Adicionalmente para el calentamiento o "la cocción" de la biomasa, los ejemplos no limitantes de acondicionamiento de la biomasa incluyen el ajuste del contenido de humedad dentro de la biomasa microbiana seca, sometiendo a la biomasa microbiana seca a una presión baja "pre-prensa", sometiendo a la biomasa microbiana seca a ciclos de calentamiento y enfriamiento, sometiendo a la biomasa microbiana seca a un expansor, y/o ajustando el tamaño de la partícula de la biomasa microbiana seca.

El paso de acondicionamiento puede incluir técnicas (por ejemplo, el calentamiento o la aplicación o la presión) que se traslapan en parte con las técnicas usadas en los pasos de secado o de prensado. Sin embargo, los objetivos primarios de estos pasos son diferentes: el objetivo primario del paso de secado es la remoción de una parte o de toda la humedad libre o la humedad de la superficie de la biomasa microbiana. El objetivo primario del paso de acondicionamiento es calentar la biomasa, la cual puede opcionalmente resultar en la remoción del agua intracelular de, es decir, ajustando el contenido de la humedad intracelular de la biomasa microbiana y/o alterando la naturaleza física o físico-química de la biomasa microbiana sin la liberación sustancial de los lípidos para facilitar la liberación del aceite durante el paso de prensado. El objetivo primario del paso de prensado es para liberar el aceite de la biomasa microbiana o la materia prima acondicionada, es decir, la extracción del aceite.

En varias modalidades, el acondicionamiento consiste en alterar, o ajustar, el contenido de humedad de la biomasa microbiana mediante la aplicación de calor, es decir, acondicionamiento por calor. El acondicionamiento por calor, como se usa en la presente, se refiere a un tratamiento térmico (ya sea directo o indirecto) de la biomasa microbiana. El contenido de humedad de la biomasa microbiana se puede ajustar mediante el acondicionamiento que usa calor (ya sea directo o indirecto), el cual se realiza por lo general, en absoluto, después de un paso de secado. Aunque la biomasa se puede secar mediante cualquiera de los métodos descritos anteriormente, el contenido de humedad de la biomasa microbiana después del secado puede variar, por ejemplo, de 3% a 15% de humedad en peso, o de 5-10% de humedad en peso. Tal intervalo de humedad puede no ser óptimo para la recuperación máxima del aceite en el paso de prensado. Por lo tanto, puede haber un beneficio en el acondicionamiento por calor de la biomasa microbiana seca y/o desaguada para ajustar el nivel de humedad a un nivel (por debajo de 6%) óptimo para la recuperación máxima del aceite.

Los acondicionadores por calor usados en el procesamiento de semillas de aceite son adecuados para su uso en la biomasa microbiana acondicionada de acuerdo con los métodos de la presente invención, tales como los acondicionadores verticales apilados.

Estos consisten en una serie de tres a siete o más, bandejas de acero cilindricas superpuestas, cerradas. Cada bandeja se encamisa independientemente para el calentamiento con vapor de agua en ambos lados y en la parte inferior y se equipa con un agitador de tipo barrido montado cerca de la parte inferior, y se opera mediante un vástago común que se extiende a través de toda la serie de bandejas. La temperatura del acondicionador por calor es también ajustable a través de la regulación del calentamiento del vapor de agua. Hay un canal de colada operado automáticamente en la parte inferior de cada bandeja, excepto la última, para la descarga de los contenidos a la bandeja inferior. La bandeja superior se proporciona con atomizadores de chorros para la adición de la humedad si se desea. Mientras que la humedad se atomiza sobre las semillas en muchos procesos agrícolas de extracción de aceite durante el acondicionamiento, este proceso común no es deseable para el acondicionamiento de la biomasa microbiana. Las cocinas por lo general también tienen un tubería de escape y un ventilador para la remoción de la humedad. Por lo tanto, es posible controlar la humedad de la biomasa microbiana, no sólo con respecto al contenido de humedad final sino también en cada etapa de la operación. A este respecto, un paso de acondicionamiento por calentamiento de la biomasa microbiana durante un período prolongado de tiempo (de 10-60 minutos, por ejemplo) proporciona el efecto de no sólo reducir la humedad y el incremento de la temperatura de la biomasa, sino también de alteración de la naturaleza biofísica de la biomasa microbiana más allá de cualquier efecto de calentamiento que podría ocurrir en un paso de prensado subsecuente, es decir, simplemente por la fricción del material a medida que se fuerza a través, por ejemplo, de una prensa.

Adicionalmente, una cocina horizontal encamisada de vapor de agua es otro tipo de acondicionador por calor que es adecuado para su uso de acuerdo con los métodos en la presente invención. En este diseño, la biomasa se mezcla, se calienta y se transporta en un plano horizontal en lechos más profundos en comparación con cocinas convencionales verticales apiladas. En la cocina horizontal, la acción de un tornillo especialmente diseñado transmite las mezclas de biomasa, mientras que la biomasa se calienta simultáneamente con vapor de agua indirecto a partir de la camisa de vapor de agua. El agua y el vapor y el aire se ventilan hacia fuera de la estufa a través de un conducto superior, el cual puede o no puede tener un ventilador de escape que depende de la capacidad de la estufa. Para la cocción de la biomasa a un régimen de flujo alto, se pueden apilar juntas varias cocinas horizontales. En esta configuración, la biomasa se alimenta en la estufa de nivel superior y se calienta y se transporta a través del tornillo y después se arroja por gravedad en una estufa de nivel inferior donde se repite el proceso. Varios niveles de estufas horizontales se pueden apilar juntas dependiendo del régimen de flujo necesario y el tiempo/la temperatura del acondicionamiento requerido. La humedad y la temperatura se pueden controlar y ajustar independientemente para cada nivel de estufa horizontal.

Para el acondicionamiento por calor de la biomasa microbiana, especialmente la biomasa de microalgas, el tiempo óptimo y la temperatura que la biomasa agota en un acondicionador de apilado vertical pueden variar dependiendo del nivel de humedad de la biomasa después del secado. El acondicionamiento por calor (a veces referido como "cocción") no debería resultar en la combustión o quemadura de cantidades significativas de la biomasa microbiana durante la cocción. Dependiendo del contenido de humedad de la biomasa microbiana antes del acondicionamiento por calor, es decir, para los niveles muy bajos de humedad, puede ser beneficioso o incluso necesario humedecer la biomasa antes del acondicionamiento por calor para evitar la combustión o quemadura. Dependiendo del tipo de biomasa microbiana que se va a introducir a través de una prensa expulsadora, variará la temperatura óptima para el acondicionamiento por calor. Para algunas especies de microalgas, la temperatura óptima para el acondicionamiento por calor está entre 200-270°F. En algunas modalidades, la biomasa de microalgas se acondiciona por calor a 210-230°F. En otras modalidades, la biomasa de microalgas se acondiciona por calor a 220-270°F. En aún otras modalidades, la biomasa de microalgas se acondiciona por calor a 240-260°F.

El calentamiento de la biomasa microbiana que contiene aceite antes del prensado puede ayudar en la liberación de aceite desde y/o accediendo a los compartimientos cargados de aceite de las células. La biomasa microbiana que contiene aceite contiene el aceite en los compartimientos elaborados de componentes celulares, tales como las proteínas y los fosfolípidos. Los ciclos repetitivos de calentamiento y enfriamiento pueden desnaturalizar las proteínas y alterar la estructura química de los componentes celulares de estos compartimientos de aceite y de esta manera proporcionar un mejor acceso al aceite durante el proceso de extracción posterior. Por lo tanto, en varias modalidades de la invención, la biomasa microbiana se acondiciona para preparar la materia prima acondicionada que se usa en el paso de prensado, y el paso de acondicionamiento implica calentamiento y, opcionalmente, uno o más ciclos de calentamiento y enfriamiento.

Si no se va a realizar ningún acondicionamiento por calor adicional u otro acondicionamiento que altere el contenido de humedad, y si no se va a adicionar ningún agente de carga que vaya a alterar el contenido de humedad, después la materia prima acondicionada resultante del acondicionamiento por calor se puede ajustar para contener menos de un cierto porcentaje de humedad en peso. Por ejemplo, puede ser útil emplear la biomasa de microalgas que tiene menos de 6% de humedad en peso en los fluidos de perforación de la invención. En varias modalidades, la biomasa microbiana tiene un contenido de humedad en el intervalo de 0.1% a 5% en peso. En varias modalidades, la biomasa microbiana tiene un contenido de humedad de menos de 4% en peso. En varias modalidades, la biomasa microbiana tiene un contenido de humedad en el intervalo de 0.5% a 3.5% en peso. En varias modalidades, la biomasa microbiana tiene un contenido de humedad en el intervalo de 0.1% a el 3% en peso.

Adicionalmente al calentamiento de la biomasa, el acondicionamiento puede, en algunas modalidades, implicar la aplicación de presión a la biomasa microbiana. Para distinguir este tipo de acondicionamiento de la presión aplicada durante la extracción de aceite (el paso de prensado, si se emplea), este tipo de acondicionamiento se refiere como "pre-prensa". La pre-prensa se lleva a cabo a baja presión, una presión inferior a la usada para la extracción de aceite en el paso de prensado. Las prensas ordinarias expulsadoras de alta presión (roscada) se pueden operar a baja presión para esta paso de acondicionamiento de pre-prensa. El pre-prensado de la biomasa a baja presión puede ayudar en la ruptura y apertura de las células para permitir un mejor flujo de aceite durante el prensado subsecuente de alta presión; sin embargo, el pre-prensado no provoca una cantidad significativa (por ejemplo, más de 5%) del aceite que se separa de la biomasa microbiana. Además, la fricción y el calor generados durante la pre-prensa también puede ayudar a romper y abrir los compartimientos de aceite en las células. El pre-prensado de la biomasa a baja presión también cambia el tamaño de las partículas y la textura de la biomasa, porque la biomasa puede extrudir hacia afuera de la prensa en forma de bolillas. En algunas modalidades, un extrusor (ver la discusión más abajo) se usa para lograr los mismos resultados o similares como un paso de acondicionamiento de pre-prensa de baja presión. En algunas modalidades, las bolillas de la biomasa acondicionada son procesadas más aún para lograr un tamaño de partícula óptimo para el subsecuente total prensado a presión.

Por lo tanto, otro parámetro relevante para la extracción óptima de aceite a partir de la biomasa microbiana es el tamaño de partícula. Por lo general, el tamaño de partícula óptimo para una prensa expulsadora de aceite (prensa roscada) es aproximadamente de 1/16ta de una pulgada de espesor. Los factores que pueden afectar el intervalo de tamaño de partículas incluyen, pero no se limitan a, el método usado para secar la biomasa microbiana y/o la adición de un agente de carga o la auxiliar de prensado para la biomasa. Si la biomasa es secada en bandeja, por ejemplo, esparcida húmeda sobre una bandeja y después secada en un horno, la biomasa microbiana seca resultante puede necesitar ser rota en piezas uniformes del tamaño óptimo de partícula para que sea óptima para el prensado en una prensa expulsora. Lo mismo sucede si se adiciona un agente de carga a la biomasa microbiana antes el proceso de secado. Por lo tanto, el acondicionamiento puede implicar un paso que resulte en una alteración en el tamaño de partícula o el tamaño de partícula promedio de la biomasa microbiana. Las máquinas tales como molinos de martillo o trituradores se pueden emplear de acuerdo con los métodos de la invención para ajustar el tamaño y el grosor de las partículas de la biomasa microbiana que contiene aceite.

De manera similar, la extracción de aceite mejorada puede resultar de la alteración de otras propiedades físicas de la biomasa microbiana seca. En particular, la porosidad y/o la densidad de la biomasa microbiana puede afectar los rendimientos de extracción de aceite. En varias modalidades de los métodos de la invención, se lleva a cabo el acondicionamiento de la biomasa para alterar su porosidad y/o densidad. Los expansores y extrusores incrementan la porosidad y la densidad aparente de la biomasa. Los expansores y extrusores se pueden emplear para acondicionar la biomasa microbiana. Tanto los expansores como los extrusores son máquinas de baja cizalla que calientan, homogenizan, y conforman un material que contiene aceite en las pinzas o bolillas. Los expansores y extrusores funcionan similarmente; ambos tienen una configuración collar/tornillo dentro de un vástago de tal manera que, cuando se mueve el material en el interior del vástago, la presión mecánica y la cizalla rompe y abre las células. La mayor diferencia entre los expansores y los extrusores es que el expansor usa agua y/o vapor de agua para soplar el material en el extremo del vástago. La presión alta repentina (y el cambio en la presión) provoca que la humedad en el material se vaporice, por tanto "soplando" o expandiendo el material usando la humedad interna. Los extrusores cambian la forma del material, formando pinzas o bolillas. Los extrusores también lisan las células y vaporizan el agua de la biomasa (reducción de la humedad), mientras que incrementan la temperatura de la biomasa (el calentamiento de la biomasa) a través de la fricción mecánica que ejerce el extrusor sobre la biomasa. Por lo tanto, los extrusores y los expansores se pueden usar de acuerdo con los métodos de la invención para acondicionar la biomasa microbiana. Los extrusores/expansores pueden romper y abrir las células, que liberan los lípidos intracelulares, y también pueden cambiar la porosidad y la densidad aparente del material. Estos cambios en las propiedades físicas de la materia prima pueden ser ventajosos en la extracción de aceite posterior o para la aplicación de perforación particular para la cual se puede emplear un fluido de perforación de la invención.

Los métodos de acondicionamiento anteriormente descritos se pueden usar solos o en combinación de acuerdo con los métodos de la invención para lograr el acondicionamiento óptimo de la materia prima de la biomasa microbiana para la extracción de aceite posterior y/o la aplicación de perforación particular para la cual se puede emplear un fluido de perforación de la invención. Por lo tanto, el paso de acondicionamiento implica la aplicación de calor y opcionalmente presionar la biomasa. En varias modalidades, el paso de acondicionamiento comprende el calentamiento de la biomasa a una temperatura en el intervalo de 70°C a 150°C (160°F a 300°F). En varias modalidades, el calentamiento se lleva a cabo usando un agitador apilado vertical. En varias modalidades, el paso de acondicionamiento comprende además el tratamiento de la biomasa seca con un expansor o extrusor para dar forma y/o homogeneizar la biomasa.

En varias modalidades de la invención, particularmente aquellas en las cuales la biomasa agotada se emplea como un agente de control de pérdida de fluido, un agente de carga o el auxiliar de prensado se adiciona a la biomasa microbiana, la cual puede ser tanto biomasa microbiana seca o hidratada (es decir, la biomasa que no se ha secado o que contiene una humedad significativa, es decir, más de 6% en peso, que incluye la biomasa en el caldo de fermentación que no se ha sometido a ningún proceso para remover o separar el agua) o materia prima acondicionada. Si se va a emplear la biomasa agotada, después típicamente se adiciona el agente de carga antes del paso de prensado. En varias modalidades, el agente de carga tiene un tamaño medio de partícula de menos de 1.5 mm. En algunas modalidades, el agente de carga o el auxiliar de prensado tiene un tamaño de partícula de entre 50 mieras y 1.5 mm. En otras modalidades, el auxiliar de prensado tiene un tamaño de partícula de entre 150 mieras y 350 mieras. En algunas modalidades, el agente de carga es un auxiliar de filtro. En varias modalidades, el agente de carga se selecciona del grupo que consiste de celulosa, rastrojo de maíz, romero seco, ciscara de soya, biomasa agotada (la biomasa de un contenido reducido de lípidos con relación a la biomasa a partir de la cual se preparó), que incluye la biomasa microbiana agotada, el bagazo de caña de azúcar, y el pasto varilla. En varias modalidades, el agente de carga es la biomasa microbiana agotada que contiene entre 40% y 90% en peso de polisacáridos, tales como celulosa, hemicelulosa, fibra soluble e insoluble, y las combinaciones de estos diferentes polisacáridos y/o menos de 10% de aceite en peso. En varias modalidades, el polisacárido en la biomasa microbiana agotada usada como un agente de carga contiene de 20-30 por ciento molar de galactosa, de 55-65 por ciento molar de glucosa, y/o de 5-15 por ciento molar de mañosa.

Por lo tanto, la adición de un auxiliar de prensado o agente de carga puede ser ventajosa en algunas modalidades de la invención. Cuando hay un alto contenido de aceite y un bajo contenido de fibra en la biomasa, la introducción de la biomasa a través de una prensa puede resultar en una emulsión. Esto resulta en bajos rendimientos de aceite, debido a que el aceite se atrapa dentro de los sólidos. Una forma de mejorar el rendimiento en tales casos de acuerdo con los métodos de la invención es adicionar un polisacárido a la biomasa en la forma de agente de carga, también conocido como "auxiliar de prensa" o "auxiliar de prensado". Los agentes de carga son por lo general aditivos de alto contenido de fibra que funcionan mediante el ajuste del contenido total de fibra de la biomasa microbiana a un intervalo óptimo. La biomasa microbiana, tales como las microalgas y similares por lo general tienen muy poco contenido de fibra cruda. Por lo general, la biomasa microbiana que incluye la biomasa de microalgas puede tener un contenido de fibra cruda de menos de 2%. La adición de aditivos de alto contenido de fibra (en forma de auxiliar de prensado) puede ayudar a ajustar el contenido total de fibra de la biomasa microbiana a un intervalo óptimo para la extracción de aceite usando una prensa expulsora o para una aplicación particular del fluido de perforación. El contenido de fibra óptimo para una semilla de aceite típica puede variar de 10-20%. De acuerdo con los métodos de la presente invención, puede ser útil para ajustar el contenido de fibra de la biomasa microbiana para la extracción óptima de aceite o para una aplicación de fluido de perforación en particular. El intervalo del contenido de fibra en la biomasa puede ser el mismo o un intervalo similar como el contenido de fibra óptima para una semilla de aceite típica, aunque el contenido de fibra óptima para cada biomasa microbiana puede ser menor o mayor que el contenido de fibra óptima de una semilla de aceite típica. Los coadyuvantes de prensado adecuados incluyen, pero no se limitan a, pasto varilla, paja de arroz, pulpa de remolacha azucarera, bagazo de caña de azúcar, cáscara de soya, romero seco, celulosa, residuos de maíz, torta del frijol de soya sin lípidos (tanto prensada o extraída por solvente), cañóla, semilla de algodón, girasol, semillas de jatropha, pulpa de papel, papel de desecho y similares. En algunas modalidades, la biomasa microbiana agotada de un contenido reducido de lípidos a partir de una prensa anterior se usa como un agente de carga. Por lo tanto, los agentes de carga, cuando se incorporan en una biomasa, cambian las propiedades fisicoquímicas de la biomasa de manera que facilita más la aplicación uniforme de la presión a las células en la biomasa.

En algunos casos, el agente de carga se puede adicionar a la biomasa microbiana después de que se ha secado, pero aún no acondicionado. En tales casos, puede ser ventajoso mezclar la biomasa microbiana seca con la cantidad deseada del auxiliar de prensado y después acondiciona la biomasa microbiana y el auxiliar de prensado juntos, es decir, antes de introducirlos a una prensa roscada si la biomasa agotada se usa como el agente de control de pérdida de fluido. En otros casos, el auxiliar de prensado se puede adicionar a una biomasa microbiana hidratada antes de que la biomasa microbiana se someta a cualquier separación o procedimientos de desaguado, secado, o acondicionamiento. En tales casos, el auxiliar de prensado se puede adicionar directamente al caldo de fermentación que contiene la biomasa microbiana antes de la deshidratación o cualquier otro paso.

La biomasa útil como un agente de control de pérdida de fluido se puede obtener por varios métodos que emplean agentes de carga tales como los descritos anteriormente. En un método, la biomasa microbiana hidratada se prepara mediante la adición de un agente de carga a la biomasa y secando la mezcla obtenida de esta manera hasta un contenido de humedad deseado, es decir, menos de 6% en peso, formando de esta manera una mezcla agente de carga/biomasa seca. En otro método, el aceite se extrae de la biomasa microbiana y la biomasa agotada se obtiene mediante el cosecado de la biomasa microbiana hidratada que contiene al menos 20% de aceite (que incluye al menos 40% de aceite) en peso y un agente de carga para formar una mezcla de agente de carga/biomasa seca; opcionalmente que reduce el contenido de humedad en la mezcla, es decir, a menos 4% en peso, mediante el secado y/o el acondicionamiento, y el prensado de la mezcla de contenido de humedad reducido para extraer el aceite de ahí, formando de esta manera la biomasa agotada de un contenido reducido de lípidos.

Aunque que la biomasa microbiana oleaginosa, preparada como se describió anteriormente, se puede usar directamente como un agente de control de pérdida de fluido de acuerdo con la invención, la biomasa microbiana agotada también se puede usar un agente de control de pérdida de fluido. Dado el valor del aceite microbiano, la biomasa microbiana agotada se puede usar más comúnmente como un agente de control de pérdida de fluido, y los métodos de preparación de tal biomasa agotada se describen más abajo.

Por ejemplo, la materia prima de acondicionamiento, que comprende opcionalmente un agente de carga, se somete a una presión en un paso de prensado para extraer el aceite, produciendo aceite separado de la biomasa agotada. El paso de prensado consiste en someter una presión suficiente para extraer el aceite de la materia prima acondicionada. Por lo tanto, en algunas modalidades, la materia prima acondicionada que se presiona en el paso de prensado comprende el aceite predominantemente o completamente encapsulado en las células de la biomasa. En otras modalidades, la biomasa comprende predominantemente células Usadas y el aceite no está por lo tanto primariamente encapsulado en las células.

En varias modalidades de los diferentes aspectos de la invención, el paso de prensado implicará someter la materia prima acondicionada a por lo menos 10,000 psi de presión. En varias modalidades, el paso de prensado consiste en la aplicación de la presión por un primer periodo de tiempo y después la aplicación de una presión más alta para un segundo período de tiempo. Este proceso se puede repetir una o más veces ("presión oscilante"). En varias modalidades, el contenido de humedad de la materia prima acondicionada se controla durante el paso de prensado. En varias modalidades, la humedad se controla en un intervalo de 0.1% a 3% en peso.

En varias modalidades, el paso de prensado se lleva a cabo con una prensa expulsora. En varias modalidades, el paso de prensado se lleva a cabo en un modo de flujo continuo. En varias modalidades, la velocidad de lubricación es de al menos 500 g/min. a no más de 1000 g/min. En varias modalidades de flujo continuo, la prensa expulsora es un dispositivo que comprende un vástago de tornillo que rota continuamente dentro de una jaula que tiene un alimentador en un extremo y un estrangulador en el extremo opuesto, que tiene aberturas dentro de la jaula que se utiliza. La materia prima acondicionada entra en la jaula a través del alimentador, y la rotación del vástago de tornillo hace que avance la materia prima a lo largo de la jaula y aplica una presión a la materia prima dispuesta entre la jaula y el estrangulador, la presión libera aceite a través de la aberturas de la jaula y extrude la biomasa agotada desde el extremo estrangulador de la jaula.

La jaula en algunas prensas expulsoras se puede calentar usando vapor de agua o enfriar usando agua dependiendo de la temperatura óptima necesaria para obtener el máximo rendimiento. La temperatura óptima debe ser suficientemente caliente para ayudar en el prensado, pero el calor no debe ser demasiado alto como para quemar la biomasa mientras que se introduce a través de la prensa. La temperatura óptima para la jaula de la prensa expulsora puede variar dependiendo de la biomasa microbiana que se va a presionar. En algunas modalidades, para el prensado de la biomasa microbiana o de microalgas, la jaula se precalienta y se mantiene a una temperatura de entre 200-270°C. En otras modalidades, la temperatura óptima de la jaula para la biomasa microbiana o de algunas especies de microalgas está entre 210-230°C. En aún otras modalidades, la temperatura óptima de la jaula para la biomasa microbiana o de algunas especies de microalgas está entre 240-260°C.

En varias modalidades, la presión se controla mediante el ajuste de la velocidad de rotación de un vástago de tornillo. En varias modalidades, que incluyen aquellas en las cuales la presión no se controla, una prensa expulsora (de tornillo) que comprende un vástago de tornillo y un barril se pueden usar.

Las prensas expulsoras (prensas de tornillo) se usan rutinariamente para la extracción mecánica de aceite de soya y semillas oleaginosas. Por lo general, las secciones principales de una prensa expulsora incluyen una entrada, un tornillo alimentador que rota, una jaula o un barril, un vástago de tornillo y una bandeja de aceite. La prensa expulsora es una prensa de jaula continua, en la cual la presión se desarrolla por un tornillo sin fin que rota continuamente. Una presión extremadamente alta, de aproximadamente 10,000-20,000 libras por pulgada cuadrada, se construye en la jaula o el barril a través de la acción del tomillo de trabajo en contra de un estrangulador ajustable, el cual constriñe la descarga de la torta prensada (biomasa agotada) desde el extremo del barril. En varias modalidades, las prensas de tomillo de los siguientes fabricantes son adecuadas para su uso: Anderson International Corp. (Cleveland, OH), Alloco (Santa Fe, Argentina), De Smet Rosedowns (Humberside, Reino Unido), The Dupps Co. (Germantown, Ohio), Grupo Tecnal (Sao Paulo, Brasil), Insta Pro (Des Moines, Iowa), French Oil Mili (Piqua, OH), Harburg Freudenberger (anteriormente Krupp Extraktionstechnik) (Hamburgo, Alemania), Maschinenfabrik Reinartz (Neuss, Alemania), Shann Consulting (Nueva Gales del Sur, Australia) y SKET (Magdeburg, Alemania).

La biomasa microbiana o la materia prima acondicionada se suministra a la prensa expulsora mediante una entrada. El tomillo de alimentación que rota avanza el material suministrado desde la entrada hacia dentro del barril donde se comprime después mediante la rotación del vástago de tomillo. El aceite extraído del material se recoge después en una bandeja de aceite y después se bombea a un tanque de almacenamiento. La biomasa agotada restante se extrude después fuera de la prensa como una torta y se puede colectar para su procesamiento adicional. La torta se puede granular.

El vástago de tornillo se asocia con una configuración de collar y se divide en secciones. El tornillo y la configuración de collar dentro de cada sección se pueden personalizar. El vástago de tornillo es responsable de transportar la biomasa (materia prima) a través de la prensa. Se puede caracterizar por tener un cierto diámetro y un paso de rosca. El cambio de diámetro del vástago y del paso pueden incrementar o disminuir el esfuerzo de cizalla y la presión aplicada a la materia prima cuando pasa a través de la prensa. El propósito del collar es incrementar la presión de la materia prima dentro de la prensa y también aplicar un esfuerzo de cizalla a la biomasa.

El vástago de tornillo preferentemente se estrecha de manera que incrementa su diámetro exterior a lo largo de la distancia longitudinal lejos de la entrada del barril. Esto disminuye la interrupción entre el eje del vástago de tornillo y el interior del barril por lo tanto crea una mayor presión y esfuerzo de cizalla cuando la biomasa viaja a través del barril. Adicionalmente, el interior del barril se fabrica de barras de acero planas separadas mediante espaciadores (también referidos como cufias), los cuales se exponen de canto alrededor de la periferia del barril, y se mantienen en su lugar mediante una jaula pesada de tipo soporte El ajuste de la cuña entre las barras controla la interrupción entre las barras lo cual ayuda al aceite extraído a drenar así como también ayuda a regular la presión del barril. Las cuñas son frecuentemente de 0.003" de espesor a 0.030" de espesor y preferentemente de 0.005" a 0.020" de espesor, aunque otros espesores también se pueden emplear. Adicionalmente, las barras se pueden ajustar, creando de esta manera secciones dentro del barril.

Cuando el material introducido se presiona o se mueve hacia abajo del barril, se genera un calor significativo mediante la fricción. En algunos casos, la cantidad de calor se controla usando un sistema de enfriamiento con un encamisado de agua que rodea el barril. Los sensores de temperatura se pueden disponer en diferentes lugares alrededor del barril para supervisar y ayudar en el control de la temperatura. Adicionalmente, los sensores de presión pueden también unirse al barril en varios lugares para ayudar a monitorear y controlar la presión.

Varias características de funcionamiento de la prensa expulsora (de tornillo) se pueden expresar o analizar como una relación de compresión. La relación de compresión es la relación entre el volumen de material desplazado por cada revolución del vástago de tornillo en el comienzo del barril dividido por el volumen del material desplazado por cada revolución del vástago de tornillo en el extremo del barril. Por ejemplo, debido a las relaciones de compresión crecientes la presión puede ser de 10 a 18 veces mayor en el extremo del barril en comparación con el comienzo del barril. La longitud interna del barril puede ser de al menos diez veces o incluso trece veces el diámetro interno del barril. La típica relación de compresión para un tornillo o una prensa expulsora oscila de 1 a 18, dependiendo de la materia prima El tiempo de permanencia de la materia prima en una prensa expulsora (de tornillo) puede afectar la cantidad de aceite recuperado. El incremento del tiempo de residencia en la prensa le da a la materia prima más exposición al esfuerzo de cizalla y a la presión generada por la prensa, lo cual puede rendir una mayor recuperación del aceite. El tiempo de residencia de la materia prima depende de la velocidad a la cual se ejecuta la prensa y de la longitud en función del diámetro de la prensa de tornillo (o L/D). Cuanto mayor es la relación de la longitud del vástago al diámetro del vástago, más largo es el tiempo de residencia de la la materia prima (cuando la velocidad de rotación se lleva a cabo a una temperatura constante). En algunas modalidades, el tiempo de residencia de la biomasa que se presiona con una prensa expulsora no es más de 5 a 10 minutos.

Los sólidos prensados resultantes o la torta (biomasa agotada de un contenido reducido de aceite con relación a la materia prima suministrada a la prensa de tornillo) se expulsan de la prensa expulsora a través del cono de descarga en el extremo del barril/vástago. El estrangulador utiliza un sistema hidráulico para controlar la abertura de salida en la prensa expulsora. Una operación totalmente optimizada de la prensa de aceite puede extraer la mayor parte del aceite disponible en el material que contiene aceite. Una variedad de factores pueden afectar el contenido de aceite residual en la torta prensada. Estos factores incluyen, pero no se limitan a, la capacidad de la prensa para romper las células que contienen aceite y los compartimientos celulares y la composición del material que contiene aceite en sí mismo, el cual puede tener una afinidad por el aceite expulsado. En algunos casos, el material que contiene aceite puede tener una alta afinidad por el aceite expulsado y puede absorber el aceite expulsado de vuelta al material, atrapándolo de esta manera. En este caso, el aceite restante en la biomasa agotada se puede volver a prensar o se somete a la extracción con solvente, como se describe en la presente, para recuperar el aceite. Los métodos para el uso de una prensa expulsora para preparar la biomasa agotada se describen en la publicación PCT núm. 2010/120939, que se incorpora en la presente como referencia.

Estos métodos de extracción de aceite dan como resultado la producción de biomasa microbiana de un contenido reducido de aceite (biomasa agotada también denominada como torta de prensado o biomasa prensada) con relación a la materia prima acondicionada sometida a la presión en el paso de prensado. En varias modalidades de la presente invención, el contenido de aceite en la biomasa agotada del contenido de aceite reducido es al menos 45 por ciento menos que el contenido de aceite de la biomasa microbiana antes del paso de prensado. En varias modalidades, la biomasa agotada de un contenido reducido de aceite restante después del paso de prensado se granula o se extrude en forma de una torta. La torta agotada, la cual puede someterse a procesos adicionales, que incluyen el acondicionamiento adicional y el prensado o los métodos de extracción a base de solvente para la extracción del aceite residual, es útil como un agente de control de pérdida de fluido.

En algunos casos, la torta prensada contiene un intervalo de menos de 50% de aceite a menos de 1% de aceite en peso, que incluye, por ejemplo, menos de 40% de aceite en peso, menos de 20% de aceite en peso, menos de 10%, menos de 5% de aceite en peso, y menos de 2% de aceite en peso. En todos los casos, el contenido de aceite en la torta prensada es menor que el contenido de aceite en el material sin prensar.

En algunas modalidades, la biomasa agotada o la torta prensada se recoge y se somete a uno o más de los métodos de desaguado, secado, calentamiento, y acondicionamiento descritos anteriormente antes de su uso como un agente de control de pérdida de fluido. Adicionalmente, la biomasa agotada se puede aplastar, pulverizar, o moler antes de tal uso.

IV. Fluidos para el Servicio de Perforación, Producción y Bombeo Los fluidos de la invención incluyen fluidos de perforación acuosos y no acuosos y otros fluidos bien relacionados, que incluyen aquellos usados para la producción de petróleo o gas natural, para operaciones de terminación, operaciones de control de arena, operaciones de reparación, y para los servicios de bombeo tales como cementación, fracturación hidráulica, y acidificación. En una modalidad de la invención, un fluido incluye un agente de control de pérdida de fluido que es una biomasa a partir de un microbio oleaginoso. En una modalidad, la biomasa comprende células intactas, lisadas o parcialmente lisadas con mayor del 5%, 10%, 20%, 30%, 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, o 90% de aceite. En otra modalidad, la biomasa es una biomasa agotada a partir de la cual el aceite se ha removido. Por ejemplo, el aceite se puede remover mediante un proceso de prensado y secado y opcionalmente por extracción con solvente con hexano u otro solvente adecuado. En una modalidad específica, la biomasa se seca hasta menos de 6% de humedad en peso, seguido por la aplicación de presión para liberar más de 25% del lípido. Alternativamente, las células pueden estar intactas, las cuales, cuando se usan en un fluido de perforación, pueden impartir una mejora al control de pérdida de fluido en ciertas circunstancias. Generalmente, el fluido de perforación de la invención contiene aproximadamente 0.1% a aproximadamente 20% en peso de dicha biomasa, pero en varias modalidades, esta cantidad está en el intervalo de aproximadamente 0.1% a aproximadamente 10% en peso de dicha biomasa; aproximadamente 0.1% a aproximadamente 5% en peso de dicha biomasa; aproximadamente 0.5% a aproximadamente 4% en peso de dicha biomasa; y aproximadamente 1% a aproximadamente 4% en peso de dicha biomasa.

En varias modalidades, el fluido comprende un agente de control de pérdida de fluido que no se deriva de la biomasa microbiana oleaginosa. Los agentes de control de pérdidas de fluido adecuados pueden incluir, pero no se limitan a, almidón no modificado, hidroxipropil almidón, carboximetil almidón, celulosa no modificada, carboximetilcelulosa, hidroxietil celulosa, y celulosa polianiónica.

El fluido puede incluir un solvente acuoso o no acuoso. El fluido también puede incluir opcionalmente uno o más componentes adicionales de manera que el fluido es funcional como un fluido de perforación, un fluido para perforación en la zona productora, un fluido de reacondicionamiento, un fluido de emplazamiento, un fluido de cementación, un fluido del reservorio, un fluido de producción, un fluido de fracturación, o un fluido de terminación.

En varias modalidades, el fluido es un fluido de perforación y la biomasa añadida por el microbio oleaginoso sirve para ayudar a transportar los detritos, lubricar y proteger la broca, sostener las paredes del pozo, entregar energía hidráulica a la formación debajo de la broca, y/o para suspender los detritos en el anillo cuando se detiene la perforación.

Cuando se usa en un fluido de perforación, la biomasa puede operar para ocluir los poros en la formación, y para formar o promover la formación de una torta de filtro.

En varias modalidades, el fluido es un fluido de producción y la biomasa sirve para inhibir la corrosión, separar los hidrocarburos del agua, inhibir la formación de incrustraciones, la parafína, o la corrosión (por ejemplo, los óxidos metálicos), o para mejorar la producción de petróleo o de gas natural a partir del pozo. En una modalidad, la biomasa se usa para estimular la metanogénesis de los microbios en el pozo. La biomasa puede proporcionar nutrientes y/o inhibidores de unión con el fin de incrementar la producción de gas natural en el pozo. En esta modalidad, el pozo puede ser una veta de carbón que tiene la capacidad de generación de metano. Ver, por ejemplo, las solicitudes de patentes de Estados Unidos núms. 2004/0033557, 2012/0021495, 2011/0284215, US2010/0248322, 2010/0248321, 2010/0035309, y 2007/0248531.

En varias modalidades, el fluido comprende un viscosificador. Los viscosifícadores adecuados incluyen, pero no se limitan a, un polímero alginado seleccionado del grupo que consiste de alginato de sodio, alginato de sodio y calcio, alginato de amonio calcio, alginato de amonio, alginato de potasio, alginato de propilenglicol, y mezclas de los mismos. Otros viscosifícadores adecuados incluyen arcilla organofílica, poliacrilamida, goma de xantano, y mezclas de goma de xantano y un derivado de celulosa, que incluyen aquellos en donde la relación en peso de goma de xantano respecto al derivado de celulosa está en el intervalo de aproximadamente 80:20 a aproximadamente 20:80, y en el que el derivado de celulosa se selecciona del grupo que consiste en hidroxietilcelulosa, hidroxipropilcelulosa, carboximetilcelulosa y mezclas de los mismos. Otros viscosificadores adecuados incluyen un biopolímero producido por la acción de bacterias, hongos, u otros microorganismos en un sustrato adecuado.

Las mezclas de aditivos y arcilla bentonítica pueden usarse además como viscosificadores. Los aditivos usados en tales mezclas pueden comprender, por ejemplo: (a) un polisacárido soluble en agua, no iónico seleccionado del grupo que consiste de un derivado celulósico soluble en agua no iónico, y un derivado de guar soluble en agua no iónico; (b) un polisacárido amónico soluble en agua seleccionado del grupo que consiste de una carboximetil celulosa y un polisacárido de Xanthomonas campestris o una combinación de los mismos; (c) un poliglicol de peso molecular intermedio, es decir, seleccionado del grupo que consiste en polietileno glicol, polipropileno glicol, y poli-(alcanodiol), teniendo un peso molecular medio de aproximadamente 600 a aproximadamente 30.000; y (5) mezclas compatibles de los mismos. Los componentes de las mezclas se pueden añadir individualmente al fluido para mejorar la viscosidad de baja velocidad de cizalla de la misma.

Los afrones se pueden usar como aditivos para fluidos de perforación y otros fluidos que se usan en la creación o el mantenimiento de un hoyo. Los afrones pueden concentrarse en el frente del fluido y actúan como un agente de control de pérdida de fluido y/o agente de unión para construir un sello interno de la red de poros a lo largo de las paredes laterales de un hoyo. Se cree que los afrones se deforman durante el proceso de sellado de los poros y de las lagunas encontradas durante la perforación de un hoyo. Los afrones útiles en la invención son típicamente de 50-100 µ?, de 25-100 µ?, de 25-50 µ?, de 5-50 µ?, de 5-25 µ?, de 7-15 µ? o aproximadamente de 10 µ?.

En una modalidad, un fluido de perforación de la invención comprende afrones, biomasa microbiana en la cual el aceite no se ha extraído (biomasa microbiana sin extraer), biomasa agotada o una combinación de afrones, biomasa microbiana sin extraer, y biomasa agotada.

Cuando se usa un afrón, el afrón puede tener un diámetro promedio de 5 a 50 micrómetros y puede representar aproximadamente 0.001% a un 5% en masa del fluido.

En varias modalidades, el fluido comprende un modificador de la densidad, también conocido como un agente de carga o un aditivo de ponderación. Los modificadores de densidad adecuados incluyen, pero sin limitarse a, barita, hematita, óxido de manganeso, carbonato cálcico, carbonato de hierro, óxido de hierro, sulfuro de plomo, siderato, e ilmenita.

En varias modalidades, el fluido comprende un emulsionante. Los emulsionantes adecuados pueden ser no iónicos, que incluyen los alquilfenoles etoxilados y alcoholes lineales etoxilados, o amónicos, incluidos los sulfonatos de alquilarilo, los sulfonatos de los éteres de alcoholes, los sulfonatos de alquil amina, los sulfonatos de petróleo, y ésteres de fosfato.

En varias modalidades, el fluido comprende un lubricante. Los lubricantes adecuados no limitantes, pueden incluir ácidos grasos, aceite de resina, detergentes sulfonados, ésteres de fosfato, alcanolamidas, sulfonatos de asfalto, grafito, y cuentas de vidrio.

El fluido puede ser un fluido de perforación con una viscosidad de baja velocidad de cizalla medida con un viscosímetro Brookfield a 0.5 rpm de al menos 20,000 centipoise. En algunas modalidades, la viscosidad de baja velocidad de cizalla es de al menos aproximadamente 40,000 centipoise.

Los fluidos de perforación de la invención incluyen cualquier fluido de perforación conocido en el cual uno o más agentes de control de pérdida de fluido de ese fluido se reemplaza, en totalidad o en parte, mediante la biomasa microbiana oleaginosa o la biomasa agotada derivada de la misma. Los fluidos ilustrativos de perforación conocidos incluyen aquellos comercializados por M-I-SWACO, que incluyen los sistemas a base de agua comercializados bajo los nombres comerciales DRILPLEX, DURATHERM, ENVIROTHERM NT, GLYDRIL, K-MAG, KLA-SHIELD, POLY-PLUS, SAGDRIL, SILDRIL y ULTRADRIL; los sistemas a base de aceites comercializados con los nombres comerciales MEGADRIL, VERSACLEAN, VERSADRIL y Tecnología de Fluidos WARP, y los sistemas basados en sintéticos comercializados bajo los nombres comerciales ECOGREEN, NOVAPLUS, PARADRIL, PARALAND, PARATHERM, RHELIANT y TRUDRIL. Otros fluidos de perforación ilustrativos incluyen los comercializados por Halliburton, incluyendo los sistemas a base de agua comercializados bajo los nombres comerciales de Sistema libre de arcilla HYDRO-GUARD; los sistemas de perforación a base de agua PERFORMADRIL; y los sistemas de perforación a base de agua SHALEDRIL; y los sistemas de fluidos de perforación de emulsión inversa ACCOLADE, ENCORE, INNOVERT, INTEGRADE, INVERMUL, y ENVIROMUL. Los fluidos de perforación ilustrativos adicionales incluyen aquellos comercializados por MASI Technologies LLC, incluyendo los sistemas comercializados bajo los nombres comerciales APHRON ICS y POLYPHRON ICS, así como también los aditivos de líquidos de perforación comercializados por ARC Fluid Technologies.

La biomasa añadida al fluido puede modificarse químicamente antes del uso. La modificación química involucra la formación o ruptura de enlaces covalentes. Por ejemplo, la biomasa puede modificarse químicamente por transesterificación, saponificación, reticulación o hidrólisis. La biomasa se puede tratar con una o más especies reactivas con el fin de unir las porciones deseadas. Las porciones pueden ser hidrofóbicas, hidrofílicas, anfifílicas, iónicas, o zwitteriónicas. Por ejemplo, la biomasa se puede anionizar (por ejemplo, carboximetilada), o acetilada. Los métodos para modificación covalente incluyendo la carboximetilación y acetilación de la biomasa a partir de microbios oleaginosos se describen en la solicitud provisional de patente núm. 61/615, 832 de Estados Unidos, presentada el 26 de marzo del 2012 para "Plásticos y Absorbentes de Algas", incorporado aquí como referencia en su parte pertinente. La patente de Estados Unidos núm. 3,795,670 describe un proceso de acetilación que puede usarse para incrementar la hidrofobicidad de la biomasa mediante la reacción con anhídrido acético. La carboximetilación de la biomasa puede realizarse por tratamiento con ácido monocloroacético. Ver, por ejemplo, la patente de Estados Unidos núm. 3,284,441, las patentes de Estados Unidos núms. 2,639,239; 3,723,413; 3,345,358; 4,689,408, 6,765,042, y 7,485,719, las cuales describen métodos para anionizar y/o reticular.

El fluido puede incluir uno o más aditivos tales como bentonita, goma xantana, goma guar, almidón, carboximetilcelulosa,hidroxietil celulosa, celulosa polianiónica, un biocida, un agente de ajuste de pH, poliacrilamida ,un eliminador de oxígeno, un eliminador de sulfuro de hidrógeno, un espumante, un demulsificador, un inhibidor de la corrosión, un agente de control de la arcilla, un dispersante, un floculante, un reductor de la fricción, un agente de unión, un lubricante, un viscosificador, una sal, un surfactante, un ácido, un aditivo de control de pérdida de fluido, un gas, un emulsionante, un modificador de la densidad, combustible diesel, y un afrón.

Los fluidos se pueden mezclar o agitar por los tiempos adecuados para conseguir una mezcla homogénea.

Los fluidos pueden estar sujetos a envejecimiento antes de probarse o usarse. El envejecimiento puede llevarse a cabo en condiciones que varían de estáticas a dinámicas y desde la temperatura ambiente (20-25 °C) hasta temperaturas altamente elevadas(>250°C).

Preferentemente, el fluido producido con la biomasa del microorganismo oleaginoso es un fluido no-Newtoniano. En una modalidad más específica el fluido se caracteriza por un comportamiento pseudoplástico. Se cree que la biomasa causa una desviación del comportamiento . Newtoniano. Los fluidos se pueden describir como Newtonianos o no-Newtonianos en función de su respuesta a la cizalla. El estrés de cizalla de un fluido Newtoniano es proporcional a la velocidad de cizalla. Para los fluidos no-Newtonianos, la viscosidad disminuye a medida que aumenta la velocidad de cizalla. Una clasificación del comportamiento de un fluido no-Newtoniano, el comportamiento pseudoplástico, se refiere a un tipo general de cizalla-adelgazamiento que puede ser deseable para los fluidos de perforación. Varios modelos matemáticos conocidos en esa industria se han desarrollado para describir la relación estrés de cizalla/velocidad de cizalla de los fluidos no-Newtonianos. Estos modelos, incluyendo el modelo plástico de Bingham, el modelo de Ley de Poder, y el modelo de Herschel-Buckley se describen en "The Drilling Fluids Processing Handbook, Shale Shaker Committee of the American Society of Mechanical Engineers eds, Gulf Professional Publishing, 2004". Adicionalmente, ver los manuales de referencia que incluyen "Drilling Fluids Reference Manual, 2006" disponibles de Baker Hughes.

En una modalidad, un método incluye el uso del fluido con la biomasa para crear un pozo, su mantenimiento, o la producción de un fluido de producción (por ejemplo, aceite de petróleo, gas natural, o calor geotérmico). Las modalidades de la presente invención también proporcionan los procesos que incluyen el uso del fluido con la biomasa para una operación de servicio de pozo tales como las operaciones de terminación, las operaciones de control de arena, las operaciones de reacondicionamiento, y las operaciones de fracturación hidráulica. En una modalidad específica, un método incluye perforar un pozo, en donde el fluido de perforación es un fluido de perforación de la invención y se recircula continuamente dentro del pozo mientras procede la perforación.

La presente invención proporciona además procesos para realizar las operaciones de servicio del pozo dentro del pozo, en donde el fluido para servicios del pozo es un fluido de perforación de la presente invención. Las operaciones de servicio de los pozos incluyen, por ejemplo, las operaciones de terminación, las operaciones de control de arena, las operaciones de reacondicionamiento y los paquetes de operaciones de fracturación.

Pruebas: Se determinaron las características Teológicas de los fluidos referidos en los siguientes ejemplos usando el conjunto de procedimientos establecido en la Especificación del Instituto Americano del Petróleo para los Materiales Fluidos de Perforación de Pozos de Aceite, API Spec 13A y en la publicación de la API, "Recommended Practice: Standard Procedure for Field Testing Water-Based (Oil-Based) Drilling Fluids," API RP 13B-1, 13B-2, y suplementos. Ver además API RP 131, Recommended Practice for Laboratory Testing of Drilling Fluids.

En estos ejemplos, un viscosímetro FANN® Modelo 35 del tipo Couette, un reómetro FANN® Modelo ix77, o un viscosímetro 3500LS Chandler se usaron para medir la viscosidad. Otros tipos de viscosímetros, incluyendo un viscosímetro capilar o un viscosímetro de cono-y-placa son adecuados para la medición de la viscosidad y los parámetros de flujo de un fluido. En el caso de las mediciones hechas con un viscosímetro o un reómetro FANN® se registraron lecturas del dial de 600, 300, 200, 100, 6, y 3 rpm. Se calculó la viscosidad plástica (Pv) y el punto de fluencia (YP). La Pv se determinó restando la lectura de 300 rpm de la lectura de 600 rpm. El YP se determinó restando el valor de Pv de la lectura a 300 rpm. Las mediciones de resistencia del gel de los fluidos se registraron en los intervalos de gel de 10 segundos (gel inicial) y de 10 minutos usando un viscosímetro según la práctica recomendada del estándar API.

Las propiedades de la pérdida de fluido de los fluidos preparados con muestras de biomasa referidos en los Ejemplos 9, 10, y 12-15 se determinaron usando el procedimiento de prueba de filtración estática API descrito en la Especificación API 13A y la API RP 131, Recommended Practice for Laboratory Testing of Drilling Fluids. Las pruebas se realizaron a temperatura ambiente. La muestra se colocó en una celda de prensa de filtro encima de una sola capa de papel de filtro (tal como, Whatman núm. 50 o equivalente). Se aplicaron 100 psi a la parte superior de la célula de filtro. El volumen (en centímetros cúbicos) de filtrado que pasó a través del papel de filtro se midió después de los tiempos designados de 7.5 minutos y a los 30 minutos. Cuanto menor sea el volumen de filtrado, más eficaz es la formulación de fluido en la prevención de la pérdida de fluido. Similarmente, cuanto menor sea el volumen de filtrado, mayor es el control de pérdida de fluido exhibido por la formulación de fluido.

El ejemplo 17 describe los resultados de las pruebas de pérdida de fluidos realizadas a 120°F. En este ejemplo, las muestras se colocaron en una celda de prensa de filtro encima de un disco de cerámica de masa y longitud conocidas. Se aplicaron 100 psi a la parte superior de la célula de filtro. Se midió el volumen (en centímetros cúbicos) de filtrado que pasa a través del disco de cerámica para tanto la pérdida instantánea (volumen de chorro) y para la pérdida total de fluido que ocurrió después de 60 minutos.

En ciertas modalidades, los fluidos, incluyendo la biomasa microbiana oleaginosa descrita en este documento tienen una prueba de pérdida de fluido API reducida, en comparación con los fluidos que carecen de esta biomasa. Los fluidos ilustrativos pueden tener una reducción en la pérdida de fluido de más de 2, 5 o 10 veces, con respecto a un fluido de control que carece de la biomasa microbiana oleaginosa de acuerdo con la prueba de pérdida de fluido API para una duración ya sea de 7.5 o 30 minutos. Alternativamente, o adicionalmente, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener 2 veces, 5 veces, 10 veces o un mayor incremento en el punto de fluencia, respecto a un fluido control que carece de esta biomasa, cuando se mide usando un viscosímetro de tipo Couette. Alternativamente, o en adición a cualquiera de estas características, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener una reducción de al menos 2 veces en el volumen de pérdida de chorro, respecto a un fluido control que carece de esta biomasa, medido de acuerdo con una prueba de pérdida de fluido estática desarrollada con un filtro de disco de cerámica. Alternativamente, o en adición a cualquiera de estas características, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener una disminución de por lo menos 2 veces en el volumen total de pérdida de fluido, con respecto a un fluido de control que carece de esta biomasa tal cuando se mide de acuerdo a una prueba de pérdida de fluido estática realizada con un disco de cerámica. Las pruebas de pérdida estáticas se pueden desarrollar usando discos de cerámica que tienen, por ejemplo, un tamaño de poro de 5 mieras, de 10 mieras, o de 20 mieras. En ciertas modalidades, la reducción en el volumen de pérdida de chorro o en el volumen total de pérdida de fluido se mide en la prueba de pérdida de fluido estática después de una duración de 30 minutos o 60 minutos. Alternativamente, o en adición a cualquiera de estas características, los fluidos, que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener un aumento de al menos 2 veces en la resistencia de gel, en relación con un fluido de control que carece de esta biomasa, de acuerdo con una prueba de resistencia de gel realizada con un viscosímetro de tipo Couette. En modalidades particulares, la prueba de resistencia de gel es realizada para una duración de 7.5 minutos o 30 minutos . Alternativamente, o en adición a cualquiera de estas características, los fluidos que incluyen la biomasa microbiana oleaginosa pueden tener una mayor viscosidad calculada después del envejecimiento a una temperatura de entre 18°C y 200°C durante al menos 16 horas, que antes del envejecimiento, cuando se mide a una velocidad de cizalla entre 0.01/seg y 1000/seg.

Ciertos aspectos y modalidades de la invención se ilustran por los siguientes ejemplos.

EJEMPLO 1 Cultivo de Microalgas para Lograr un Alto Contenido de Aceite Las cepas de microalgas se cultivaron para lograr un alto porcentaje de aceite por peso seco de células. Las células criopreservadas se descongelaron a temperatura ambiente, y 500 µ? de células se añadieron a 4.5 mi de medio (44.2 g/1 de K2HP04, 3.1 g/1 de NaH2P04, 0.24 g/1 de MgS04-7H20, 0.25 g/1 ácido cítrico monohidrato, 0.025 g/1 de CaCl2 2H20, 2 g/1 de extracto de levadura) más 2% de glucosa y se cultivaron durante 7 días a 28°C con agitación (200 rpm) en una placa de 6 pocilios. El peso seco de las células se determinó por centrifugación de 1 mi de cultivo a 14000 rpm por 5 minutos en un tubo Eppendorf pre-pesado. El sobrenadante de cultivo se desechó y el sedimento celular resultante se lavó con 1 mi de agua desionizada. El cultivo se centrifugó de nuevo, se desechó el sobrenadante, y el sedimento de células se colocó a -80°C hasta que se congeló. Las muestras se liofilizaron después durante 24 horas y se calculó el peso seco celular. Para la determinación de lípidos totales en los cultivos, se retiraron 3 mi de cultivo y se sometieron a análisis mediante el uso de un sistema de Ankom (Ankom Inc., Macedón, NY), de acuerdo con el protocolo del fabricante. Las muestras se sometieron a extracción por solventes con un extractor Ankom XT10 de acuerdo con el protocolo del fabricante. Los lípidos totales se determinaron como la diferencia de masa entre las muestras secas hidrolizadas con ácido y las muestras secas extraídas con solvente. Las mediciones en por ciento de aceite del peso seco celular se muestran más abajo en la Tabla 5.

Tabla 5. Cultivo de microalgas para lograr alto contenido de aceite.

Cultivo de Chlorella protothecoides para lograr alto contenido de aceite Se realizaron tres procesos de fermentación con tres formulaciones diferentes del medio con el objetivo de generar biomasa de algas con un alto contenido de aceite. La primera formulación (Medio 1) se basó en el medio descrito en Wu y otros (1994 Science in China, vol. 37, núm. 3, págs. 326-335) y que consiste por litro de: H2P04, 0.7g; K2HP04, 0.3g; MgS04-7H20, 0.3g; FeS04-7H20, 3mg; clorhidrato de tiamina, 10 µg; glucosa, 20g; glicina, O.lg; H3B03, 2.9mg; MnCl2-4H20, 1.8mg; ZnS0 -7H20, 220µg; CuS04-5H20, 80µg; y NaMo04-2H20, 22.9mg. El segundo medio (Medio 2) se derivó del medio del matraz descrito en el Ejemplo 1 y que consiste por litro de: K2HP04, 4.2g; NaH2P04, 3.1g; MgS04-7H20, 0.24g; ácido cítrico monohidrato, 0.25g; cloruro de calcio deshidratado, 25mg; glucosa, 20g; extracto de levadura, 2g. El tercer medio (Medio 3) era un híbrido y consistía por litro de: K2HP04, 4.2g; NaH2P04, 3.1g; MgS04-7H20, 0.24g; ácido cítrico monohidrato, 0.25g; cloruro de calcio deshidratado, 25mg; glucosa, 20g; extracto de levadura, 2g; H3B03, 2.9mg; MnCl2-4H20, 1.8 mg; ZnS04-7H20, 220µg; CuS04-5H20, 0µg; y NaMo04-2H20, 22.9mg. Las formulaciones de los tres medios se prepararon y esterilizaron en autoclave en recipientes fermentadores a escala de laboratorio por 30 minutos a 121°C. Se añadió glucosa estéril a cada recipiente siguiendo con esterilización en autoclave con enfriamiento posterior.

El inoculo para cada fermentador fue Chlorella protothecoides (UTEX 250), preparada en dos etapas del matraz usando las condiciones de medio y temperatura del fermentador inoculado. Cada fermentador se inoculó con 10% (v/v) del cultivo semi-logarítmico. Los tres fermentadores a escala de laboratorio se mantuvieron a 28°C por la duración del experimento. El crecimiento celular de microalgas en el Medio 1 se evaluó también a una temperatura de 23°C. Para todas las evaluaciones de fermentación, el pH se mantuvo de 6.6-6.8, las agitaciones a 500 rpm, y el flujo de aire en 1 wm. Los cultivos de fermentación se cultivaron durante 11 días. La acumulación de biomasa se midió mediante la densidad óptica a 750 nm y el peso seco celular.

La concentración de lípido/aceite se determinó usando la transesterificación directa con los métodos estándares de cromatografía de gases. Brevemente, las muestras de caldo de fermentación con biomasa se secaron en un papel secante y se transfirieron a tubos de centrífuga y se secaron en un horno de vacío a 65-70°C durante 1 hora. Cuando las muestras se secaron, 2ml de H2S04 al 5% en metanol se añadieron a los tubos. Los tubos se calentaron después en un bloque térmico a 65-70°C durante 3.5 horas, mientras se agitaron y se sonicaron intermitentemente. Se añadieron después 2ml de heptano y los tubos se agitaron vigorosamente. Se añadieron 2ml de 6% K2C03 y los tubos se agitaron vigorosamente para mezclar y después se centrifugaron a 800rpm por 2 minutos. El sobrenadante se transfirió después a viales de GC que contienen el agente de secado Na2S04 y se corrió usando los métodos de cromatografía de gases. El por ciento de aceite/lípido se basó en una base de peso seco celular. Los pesos secos celulares para las células cultivadas usando: medios 1 a 23°C fue de 9.4g/l; Medio 1 a 28°C fue de 1.0g/l, Medio 2 a 28°C fue 21.2g/l; y Medio 3 a 28°C fue de 21.5g/l. La concentración de lípidos/aceite para las células cultivadas con: Medio 1 a 23°C fue de 3g/l; Medio 1 a 28°C fue de 0.4g/l; Medio 2 a 28°C fue de 18g/l; y Medio 3 a 28°C fue de 19g/l. El por ciento de aceite basado en el peso seco celular para las células cultivadas con : Medio 1 a 23 °C fue del 32%; Medio 1 a 28°C fue del 40%; Media 2 a 28°C fue de 85%; y Medio 3 a 28°C fue del 88%.

EJEMPLO 2 Cultivo de Levaduras Oleaginosas Para Lograr Altos Contenidos de Aceite La cepa de levadura Rhodotorula glutinis (DSMZ-DSM 70398) se obtuvo de la Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH (Colección Alemana de Microorganismos y Cultivos Celulares, Inhoffenstrafie 7B, 38124 Braunschweig, Alemania). Las células criopreservadas se descongelaron y se añadieron a 50 mi de medio YPD (descrito anteriormente) con una solución de vitamina lx DAS (lOOOx: 9g/l tricina; 0.67g/l de tiamina-HCl; 0.01 g/1 de d-biotina; 0.008 cianocobalamina; 0.02 pantotenato de calcio; y 0.04 g/1 de ácido p-Aminobenzoico) y se cultivaron a 30°C con agitación a 200 rpm durante 18-24 horas hasta una lectura de OD de más de 5 OD (A600). El cultivo se transfirió a entonces a fermentadores de 7-L y se cambió a medio YPl (8.5 g/1 de Base Nitrogenada de Levadura Difco sin Aminoácidos y Sulfato de Amonio, 3 g/1 Sulfato de Amonio, 4 g/1 de extracto de levadura) con solución de vitamina lx DAS. Los cultivos se muestrearon dos veces por día y se ensayaron para OD (A600), peso seco celular (DCW) y concentración de lípidos Cuando los cultivos alcanzaron más de 50g/l DCW, se cosecharon los cultivos. Basado en el peso seco celular, la biomasa de levadura contiene aproximadamente 50% de aceite.

Las cepas de levaduras oleaginosas usadas en este ejemplo se obtienen ya sea de la Deutsche Sammlung von Mikroorganismen sin Zellkulturen GmbH ( DSMZ ), ubicado en Inhoffenstrabe 7B, Centro de Biodiversidad fungica 38124 Braunschweig, Alemania o Centraalbureau voor Schimmelscultures (CBS) situado en P.O. Box 85167, 3508 Utrecht, Países Bajos. Ciento ochenta y cinco cepas de levaduras oleaginosas fueron comprobadas para la tasa de crecimiento y la producción de lípidos.

Todas las cepas fueron hechas axénicas a través de rayar colonias aisladas en placas de agar YPD (medio YPD como se describe más abajo con 2% de agar añadido). Colonias individuales de las placas YPD de cada cepa se seleccionaron y se crecieron hasta la fase logarítmica tardía en medio YPD (lOg de Bacto-extracto de levadura, 20g de Bacto-peptona y 20g de glucosa/ 1 1 de volumen final en agua destilada) en un agitador rotativo a 200 rpm a 30°C.

Para la evaluación de la productividad de lípidos, 2ml de medio YPD fueron añadidos en un tubo de Bioreactor tarado de 50ml (Midsci, Inc.) e inoculadas a partir de un stock congelado de cada cepa. Los tubos se colocaron después en un incubador a 30°C y se cultivaron por 24 horas, se agitaron a 200 rpm para generar un cultivo de siembra. Después de 24 horas, 8 mi de medio Yl (Base de nitrógeno de levadura sin aminoácidos, Difco) que contiene 0.1M de tampón de ftalato, pH 5.0 se añadieron y se mezcló bien pipeteando suavemente. El cultivo resultante se dividió en partes iguales en un segundo tubo de biorreactor tarado. Los cultivos duplicados resultantes de 5ml cada uno se colocaron después en un incubador a 30°C con 200rpm de agitación por 5 días. Las células se cosecharon entonces para la productividad de lípidos y el perfil lipídico. Se usaron 3ml de cultivo para la determinación del peso seco celular y del contenido total de lípidos (productividad de lípidos) y 1 mi se utilizó para la determinación del perfil de ácidos grasos. En cualquiera de los casos, los cultivos se colocaron en tubos y se centrifugaron a 3500 rpm durante 10 minutos con el fin de sedimentar las células. Después de decantar el sobrenadante, 2ml de agua desionizada se añadieron a cada tubo y se usaron para lavar el sedimento celular resultante. Los tubos se centrifugaron de nuevo a 3500rpm durante 10 minutos para sedimentar las células lavadas, los sobrenadantes se decantaron entonces y los sedimentos celulares se colocaron en un congelador a -70°C durante 30 minutos. Los tubos se transfirieron después a un liofílizador toda la noche para secarse. Al día siguiente, el peso del tubo cónico más la biomasa seca resultante de 3ml de cultivo fue registrado y el sedimento celular resultante se sometió a extracción de lípidos totales usando un sistema de Hidrólisis Ácida Ankom (de acuerdo con las instrucciones del fabricante) para determinar el contenido total de lípidos.

De las 185 cepas estudiadas, se seleccionaron 30 cepas en base a la tasa de crecimiento y a la productividad de lípidos. La productividad de lípidos (expresada como por ciento de lípidos de peso seco celular) de estas 30 cepas se resume en la tabla más abajo.

Productividad de lípidos de las cepas de levaduras oleaginosas.

EJEMPLO 3 Cultivo de Rhodococcus opacus para Lograr Alto Contenido de Aceite Un cultivo de siembra de Rhodococcus opacus PD630 (DSM 44193, Deutsche Sammlung von und Mikroorganismen Zellkuttwen GmbH) se generó usando 2ml de un stock crio-conservado inoculado en 50 mi de medio MSM con 4% de sacarosa (ver Schlegel, y otros, (\96 \)Arch Mikrobiol 38, 209-22) en una matraz deflector de 250 mi. El cultivo de siembra se cultivó a 30°C con 200 rpm de agitación hasta que alcanzó una densidad óptica de 1 .16 a 600 nm. 10ml del matraz de siembra se usaron para inocular cultivos para la producción de lípidos bajo dos condiciones diferentes de nitrógeno: lOmM NH4CI and 18.7mM NH4CI (cada uno por duplicado). Los cultivos de crecimiento se cultivaron a 30°C con agitación a 200 rpm por 6 días. Las células crecidas en la condición 10 mM NH4CI alcanzaron un máximo de 57.2% (promedio) de lípidos por DCW después de 6 días de cultivo. Las células cultivadas en la condición 18.7 mM NH4CI alcanzaron un máximo de 1.8% (promedio) de lípidos por DCW después de 5 días de cultivo.

EJEMPLO 4 Preparación de Biomasa Agotada a partir de Microalgas Los métodos de extracción de aceite a partir de microalgas, y de ese modo producir biomasa agotada, usando una prensa de aceite de semillas se describe en detalle en la solicitud PCT número PCT/US10/031108, incorporada aquí por esta referencia. En resumen, Prototheca moriformis (UTEX 1435) que contiene aproximadamente 66% de aceite (por peso seco celular) se secó en tambor a un contenido de humedad de aproximadamente 2.7%. La biomasa seca fue entonces se condicionó por calor en un acondicionador de calor vertical de apilado. El contenido de humedad de la biomasa después del acondicionamiento por calor fue de aproximadamente 0.6-1.4%. La biomasa de algas se introdujo entonces en una prensa de tornillo de semillas de aceite de 3,5" (French Oil Mili Company, Piqua OH), con la jaula precalentada hasta 195 -220° F. La biomasa se aceitó bien con alguna base. La biomasa agotada se coleccionó entonces y era adecuada para su uso en los métodos de la invención.

Chlorella protothecoides (UTEX 250) que contiene aproximadamente 38% de aceite (por peso seco celular) se secó en tambor hasta un contenido de humedad de 3 a 5%. La biomasa seca se acondicionó por calor entonces en un acondicionador de calor vertical de apilado a 250°F. La biomasa de algas se introdujo entonces en una prensa de tornillo de semillas de aceite de 3,5" (French Oil Mili Company, Piqua OH), con la jaula precalentado a aproximadamente 200°F La biomasa se aceitó bien con alguna base. La biomasa agotada se coleccionó entonces y era adecuada para su uso en los métodos de la invención.

Una generación similar de biomasa agotada con biomasa seca de microalgas se combinó con de 5 a 20% de auxiliadores de prensa, como mijo y cáscaras de soja. Biomasa de microalgas (Chlorella protothecoides UTEX 250) que contiene aceite al 38% por DCW se secó usando un secador de tambor a un contenido de humedad resultante de aproximadamente 3.5% (medido por un analizador de humedad). De cinco a 20% (p/p) de mijo seco o cáscaras de soja se combinaron con la biomasa de microalgas secadas por tambor. La biomasa entonces se acondicionó entonces por calor en un acondicionador de calor vertical de apilado en condiciones similares a las descritas anteriormente La biomasa acondicionada por calor fue entonces introducida en una prensa francesa a escala de tornillo de semillas de aceite L- 250 (3,5 " de diámetro) (French Oil Mili Machinery Company, Piqua, Ohio) con el núcleo del barril principal (o caja) con un diámetro de 3,5 pulgadas. La jaula y el eje se precalientaron a entre 180°F y 260°F mediante vapor indirecto. La biomasa se aceitó bien con alguna base. La biomasa agotada (que incluyó la adición de mijo seco o cascara de soja) se coleccionó entonces y era adecuada para su uso en los métodos de la invención.

EJEMPLO 5 Preparación de Biomasa Agotada de Levaduras Oleaginosas por Extracción Mecánica Cepa de levadura Rhodotorula glutinis (DSMZ-DSM 70398) se obtuvo de la Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH (Colección Alemana de Microorganismos y Cultivos Celulares, Inhoffenstrafie 7B, 38124 Braunschweig, Alemania. Las células criopreservadas se descongelaron y se añadieron a 50 mi de medio YPD (descrito anteriormente) con una solución de vitamina lx DAS (lOOOx: 9g/l tricina; 0.67g/l de tiamina-HCl; 0.01 g/1 de d-biotina; 0.008 cianocobalamina; 0.02 pantotenato de calcio; y 0.04 g/1 de ácido p-Aminobenzoico) y se cultivaron a 30°C con agitación a 200 rpm durante 18-24 horas hasta una lectura de OD de más de 5 OD (A600). El cultivo se transfirió a entonces a fermentadores de 7-L y se cambió a medio YPl (8.5 g/1 de Base Nitrogenada de Levadura Difco sin Aminoácidos y Sulfato de Amonio, 3 g/1 Sulfato de Amonio, 4 g/1 de extracto de levadura) con solución de vitamina lx DAS. Los cultivos se muestrearon dos veces por día y se ensayaron para OD (A600), peso seco celular (DCW) y concentración de lípidos. Cuando los cultivos alcanzaron más de 50g/l DCW, se cosecharon los cultivos. Basado en el peso seco celular, la biomasa de levadura contiene aproximadamente 50% de aceite.

El caldo de levadura cosechada se secó usando tres métodos diferentes para la comparación: (1) secado en bandeja en un horno de aire forzado a 75°C durante la noche; (2) secado en un secador de tambor sin concentración; y (3) el caldo de levadura se concentró hasta un 22% de sólidos y la suspensión se secó después en un secador de tambor. El material de cada una de las tres condiciones de secado diferentes se acondicionó por calor y se introdujo a través de una prensa de tornillo para la extracción de aceite. La temperatura de la prensa fue de 150°F y la biomasa de levadura seca acondicionada se mantuvo a aproximadamente 190°F hasta que estuvo lista para ser introducida en la prensa.

El contenido de humedad de la levadura seca en bandeja fue de 1.45% y la levadura seca se acondicionó entonces en un horno a 90°C por 10 minutos. El contenido de humedad después del acondicionamiento fue de 0.9%. El material acondicionado seco en bandeja se introdujo entonces en una prensa de tornillo Taby de banco (prensa de aceite Taby Pressen Tipo 70 con un motor 2.2 Hp y diámetro de tornillo de 70 mm) para la extracción de aceite. Este material no dio ninguna cantidad significativa de aceite y se observó una base pesada con la prensa.

El contenido de humedad del caldo de levadura secado por tambor sin concentración fue de 5.4% y la levadura secada por tambor se acondicionó entonces en un horno a 90°C durante 20 minutos. El contenido de humedad después del acondicionamiento fue de 1.4%. La levadura acondicionada secada por tambor se introdujo entonces en una prensa de tornillo Taby de banco para la extracción de aceite. Este material se aceitó bien con una base mínima.

El contenido de humedad del caldo de levadura concentrado secado por tambor fue del 2.1% y la levadura concentrada secada por tambor fue acondicionada en un homo a 90°C durante 20 minutos. El contenido de humedad después del acondicionamiento fue de 1.0%. La levadura acondicionada secada por tambor se introdujo entonces en una prensa de tornillo Taby de banco para la extracción de aceite. Este material se aceitó bien, con base mínima, creando biomasa agotada adecuada para su uso como un agente de control de pérdida de fluido.

EJEMPLO 6 Secado y Extracción de Aceite a partir de Bacterias Oleaginosas La cepa bacteriana oleaginosa de Rhodococcus opacus PD630 (DSMZ-DSM 44193) se cultivó de acuerdo a los métodos del Ejemplo 1 para producir biomasa de bacterias oleaginosas con aproximadamente 32% de lípidos por DCW.

El caldo cosechado de Rhodococcus opacus se concentró usando centrifugación y entonces se lavó con agua desionizada y se resuspendió en 1.81 de agua desionizada. 50 gramos de celulosa purificada (PB20-pre-co-Floc, EP Minerals, Nevada) se añadieron a la biomasa resuspendida y los sólidos totales se ajustaron con agua desionizada al 20%. La biomasa de Rhodococcus se secó entonces en un secador de tambor y el contenido de humedad de Rhodococcus después del secado en tambor fue de aproximadamente 3%.

El material secado por tambor se acondicionó por calor entonces en un horno a 130°C durante 30 minutos con un contenido de humedad resultante de aproximadamente 1.2%. La biomasa acondicionada por calor se introdujo entonces en una prensa Taby de banco (prensa de tornillo) para la extracción de aceite. La temperatura de la prensa fue de 209°F y la biomasa seca de levadura acondicionada se mantuvo a aproximadamente 240°F hasta que estuvo lista para ser introducida en la prensa. La recuperación de aceite se acompañó por una base pesada, creando biomasa agotada adecuada para su uso en las composiciones de la invención.

EJEMPLO 7 Análisis de Biomasa Agotada La biomasa agotada de Prototheca moriformis (UTEX 1435) generada de acuerdo con los métodos descritos anteriormente se sometió a análisis proximal usando los métodos estándares de la AOAC. Los resultados fueron: 4.21% de humedad; 8.9%) de proteína cruda; 9.01% de grasa (por hidrólisis ácida); 7.11%> de ceniza; y niveles no detectables de nitrógeno no proteico. La biomasa agotada también se sometió a análisis del perfil de aminoácidos usando los métodos estándares. La distribución normalizada de aminoácidos fue la siguiente: metionina (3.19); cistina (2.64); Usina (1.81); fenilalanina (4.86); leucina (9.03); isoleucina (4.31); treonina (6.25); valina (5.97); histidina (1.67); arginina (5.00); glicina (5.83); ácido aspártico (8.61); serina (7.08); ácido gmtámico (11.25); prolina (6.11); hidroxiprolina (3.61); alanina (8.75); tirosina (3.33); y triptófano (0.69).

La biomasa seca de Chlorella protothecoides (UTEX 250) se sometió a una serie de análisis analíticos. La determinación de azúcares por solución acuosa al 80% de etanol de extracción por HPLC se incluyó en el análisis analítico. Cuatro lotes diferentes de biomasa se analizaron y compararon con sacarosa, glucosa y fructosa estándar. En los cuatro lotes solo se detectó sacarosa en los siguientes porcentajes: 5.47%; 4.72%; 7.35%; y 4.86%.

El análisis de contenido de fibra de la biomasa seca que contenía un 30-40%» de lípidos por peso seco celular o un 45-46% de proteínas se desarrolló usando los métodos AOAC 985.29 y 91 1.43 En la biomasa que contenía un 30-40% de lípidos en peso seco celular se detectaron, un 4,70-6,51% de fibra insoluble; un 20,68%-32,02% de fibra soluble, y un 27,19 a 36,72% de fibra dietética total. En la biomasa que contenía 45-46% de proteína, se detectaron un 22.73-23.44% de fibra insoluble; un 6.82-9.85% de fibra soluble; y un 30.26-32.57% de fibra dietética total. La biomasa seca se sometió después a un análisis adicional de monosacáridos. Los resultados tanto de la determinación de hidrolizados ácidos solubles de azúcares por cromatografía de gases de la biomasa y de la determinación de los azúcares por cromatografía de gases en las muestras dietéticas solubles e insolubles de la biomasa se resumen a continuación. Para las muestras de biomasa, los azúcares se determinaron como derivados de acetato de alditol y los monosacáridos se encontraron en polímeros de carbohidratos presentes en el material extraído. Adicionalmente a los monosacáridos enumerados más abajo en la Tabla 7, se detectó un número significativo de azúcares no neutrales no identificados.

Tabla 7. Determinación de los azúcares La biomasa de alga desgrasada a partir de Chlorella protothecoides (UTEX 250) fue sometida a un tratamiento con etanol al 80% y entonces se analizó para el porcentaje de carbohidratos. Los resultados de este análisis se resumen más abajo: Extracto Soluble Muestra % de Sólidos % de Secado % de Carbohidratos lípido 1 30.14 18.63 1 1.64 proteína 1 36.88 22.40 13.53 Ejemplo 8 : Preparación de Biomasa de Microalgas La biomasa agotada seca de microalgas, del cultivo del heterótrofo obligado, Prototheca moriformis (UTEX 1435) se preparó de acuerdo con los métodos dados en el Ejemplo 4, el Ejemplo 7, y los descritos en detalle en la solicitud PCT número PCT/US 10/031 108. La biomasa agotada seca de Prototheca moriformis (UTEX 1435) biomass que comprende 2-10% de aceite fue sometida a varias manipulaciones físicas antes de su inclusión en la preparación de fluidos.

La biomasa agotada de microalgas descrita en los Ejemplos 9-14 se preparó con biomasa que primero se fragmentó por percusión con un martillo, y después se molió en un molino de bolas. El material molido resultante se tamizó usando un Tamiz de Prueba Estándar de Estados Unidos, núm. 100 (150 mieras) Las partículas de biomasa molida más pequeñas que 150 mieras se usaron en las preparaciones de fluidos. Las partículas de biomasa más grandes que 150 mieras se volvieron a moler hasta que se logró un tamaño de partículas de menos de 150 mieras.

Los fluidos que contienen biomasa de microalgas descritos en los Ejemplos 15 y 16 se prepararon con biomasa agotada de microalgas que fue primero molida en una licuadora Waring. El material molido resultante se tamizó usando un Tamiz de Prueba Estándar de Estados Unidos núm. 40 (425 mieras). Las partículas de biomasa molida más pequeñas que 425 mieras se usaron en las preparaciones de los fluidos.

Ejemplo 9: Reología y Mediciones de Pérdida de Fluidos API de fluidos preparados con KC1 y microalgas En este ejemplo, los fluidos a base de agua que contienen la biomasa agotada de Prototheca moriformis (UTEX 1435) del Ejemplo 8 se evaluaron para las propiedades Teológicas y de pérdida de de fluido. Las composiciones de muestras de fluidos A-L se prepararon mediante la mezcla de 350 mi de agua, 2% de KC1 (p/v), 0,15% de goma de xantano (p/v), el tipo y el porcentaje (p/v) de un producto químico de campo petrolero indicado en la Tabla 9, y el tipo y el por ciento (p/v) de biomasa agotada seca de microalgas indicado en la Tabla 8. Los químicos de campo petrolero incluyen carboximetil celulosa (CMC), almidón, o bentonita. Las muestras se llevaron a un pH final de 8.0-9.0. Las mediciones de reología, registradas en la Tabla 9 se realizaron usando un viscosímetro FANN® Modelo 35 a las revoluciones indicadas. La prueba de pérdida de fluido de API se realizó a temperatura ambiente. Para cada muestra A-L, el volumen del fluido que pasa a través del filtro después de 7.5 minutos y 30 minutos se indica en la Tabla 9.

Tabla 8. Tipo y Cantidad de Biomasa en los fluidos a base de agua Muestra Tipo de Biomasa de Biomasa de Microalgas (% Microalgas p/v) A, E, I Biomasa agotada de 0.25 microalgas B, F, J Biomasa agotada de 0.25 microalgas, prensada con cáscaras de soja al 15% C, G, K Biomasa agotada de 3.0 microalgas D, H, L Biomasa agotada de 3.0 microalgas, prensada con cáscaras de soja al 15% Tabla 9. Mediciones de pérdida de fluido API y Teológicas realizadas en los fluidos a base de agua que comprenden la biomasa de microalgas Los datos presentados en la Tabla 9 demuestran que el control de pérdida de fluido de las muestras de fluidos a base de agua preparadas con la biomasa de microalgas se mejoró con el aumento concentraciones de biomasa de microalgas. El aumento del por ciento de la biomasa de microalgas de 0.25% (Muestra A) a 3.0% (Muestra C) dio lugar a una disminución de la pérdida de fluido de 180 mi a 16 mi a los 7.5 minutos y de 189 mi a 18 mi a los 30 minutos, una disminución de >10 veces en la pérdida fluido. La muestra de fluido a base de agua preparado con CMC y 3.0% de biomasa agotada de microalgas prensada con cascaras de soja demostraron disminuciones de >30 veces en la pérdida de líquidos en 7.5 minutos, y disminuciones de >20 veces en la pérdida de fluido a los 30 minutos por encima de la muestra comparativa de fluido preparada con sólo 0.25% de biomasa agotada de microalgas prensada con cáscaras de soja (comparar la Muestra B con D). Estos datos demuestran que la adición de biomasa microbiana agotada mejoró el control de la pérdida de fluido y condujo a una disminución en las propiedades de pérdida de fluido de los fluidos a base de agua que comprenden un químico de campo petrolero.

Ejemplo 10: Mediciones de reología y de pérdida de fluido API de fluidos preparados con agua de mar y biomasa de microalgas En este ejemplo, los fluidos a base de agua de mar que comprenden biomasa agotada de Prototheca moriformis del Ejemplo 8 fueron evaluados para las propiedades Teológicas y de pérdida de fluido. Las muestras A-L se prepararon mezclando 350 mi de agua de mar, 0,15% de goma de xantano (p/v), el tipo y el porcentaje (p/v) de químicos de campo petrolero indicados en la Tabla 11, y el tipo y porcentaje (p/v) de biomasa seca de microalgas indicado en la Tabla 10. Los químicos de campo petrolero incluyen carboximetil celulosa (CMC), almidón, o bentonita. Las muestras se llevaron a un pH final de 8.0-9.0. Las mediciones de reología, registradas en la Tabla 11 se realizaron usando un viscosímetro FANN® Modelo 35 a las revoluciones indicadas. La prueba de pérdida de fluido API se realizó a temperatura ambiente (20-25°C). Para cada muestra A-L, el volumen del fluido que pasa a través del filtro después de 7.5 minutos y 30 minutos se indica en la Tabla 1 1.

Tabla 10. Tipo y Concentración de Biomasa en los fluidos a base de agua de mar Tabla 1 1. Mediciones de pérdida de fluido API y de reología realizadas en los fluidos a base de agua de mar que comprenden biomasa de microalgas Los datos presentados en la Tabla 1 1 demuestran que el control de pérdida de fluido de las muestras de fluidos a base de agua de mar preparados con biomasa de microalgas se mejoró con el aumento de las concentraciones de biomasa de microalgas. El incremento de la biomasa de microalgas de 0.25% (Muestra A) a 3.0% (Muestra C) condujo una disminución en la pérdida de fluido de 285 mi a 13 mi a 7.5 minutos y de 292 mi a 17 mi a 30 minutos, una disminución de >17 veces en la pérdida de fluido. La muestra de fluido a base de agua de mar preparada con CMC y 3,0% de biomasa agotada de microalgas prensada con cáscaras de soja demostraron una disminución en la pérdida de fluido de >9 veces en 7.5 minutos, y una disminución de >8 veces en la pérdida de fluido a los 30 minutos por encima de la muestra de fluido comparativo preparado con sólo 0.25% de biomasa agotada de microalgas prensada con cáscaras de soja (comparar la Muestra B a D). Estos datos demuestran que la adición de biomasa agotada microbiana mejoró el control de la pérdida de fluido y disminuye la pérdida de fluido de los fluidos a base de agua de mar que comprenden un producto químico de campo petrolero.

Ejempol 11. Efectos de la temperatura sobre la reología del fluido preparado con KCl y biomasa de microalgas En este ejemplo, el impacto de la temperatura sobre las propiedades Teológicas de un fluido a base de agua que comprende biomasa agotada de Prototheca moriformis (UTEX 1435) del Ejemplo 8 fue investigado. El fluido se preparó mezclando 350 mi de agua, 2% de KCl (p/v), 0,15% de goma de xantano (p/v), y 4% (p/v) de biomasa seca de microalgas. La muestra se calentó desde 60°C hasta 140°C, se mantuvo a 140°C por 30 minutos, entonces se enfrió a 60°C. Las mediciones de reología, realizadas empleando un reómetro FAN ® Modelo ix77 a las temperaturas y revoluciones indicadas en la Tabla 12, se condujeron en la muestra a incrementos de 20°C a lo largo del gradiente de temperatura. Los datos resultantes se muestran en la Tabla 12.

Tabla 12. Impacto de la temperatura sobre la reología de los fluidos a base de agua que comprenden la biomasa de microalgas.

El resultado de calentar el fluido preparado fue una disminución en sus valores reológicos. La viscosidad plástica y el punto de fluencia se bajaron ambos con un aumento de la temperatura. Los valores reológicos para cada temperatura fueron más bajos en la reversión de la temperatura, pero mostraron un aumento de la estabilidad a medida que el fluido se enfrió desde 120°C hasta 60°C.

Ejemplo 12: Mediciones de Reología y Pérdida de Fluido API de fluidos preparados con C1 y biomasa de microalgas En este ejemplo, los fluidos basados en agua que comprenden biomasa agotada de Prototheca moriformis (UTEX 1435) del Ejemplo 8 fueron evaluados para las propiedades Teológicas y el control de pérdida de fluido. Las composiciones de las muestras de fluido A- F se prepararon cada una mezclando lo siguiente: 350 mi agua, 2% KCl (p/v), 0.15% goma de xantano (p/v), y el porcentaje (p/v) de biomasa agotada de microalgas, en el intervalo de 0.3% a 4% como se indica en la Tabla 13. Las muestras se llevaron a un pH final de 8.0-9.0.

Las mediciones de reología para cada muestra, hechas usando un viscosímetro FANN® Modelo 35 a las rpm indicadas, se presentan en la Tabla 13. Los cálculos de la viscosidad plástica y del punto de fluencia se determinaron a partir de las lecturas del viscosímetro. La resistencia del gel para cada muestra, presentadas en la Tabla 13, fue medida a 3 rpm después de períodos de incubación de 10 segundos y 10 minutos. Cada muestra se sometió además a la prueba de pérdida de fluido de API a temperatura ambiente. Para cada muestra, el volumen del fluido que pasa a través del filtro después de 7.5 minutos y 30 minutos se reporta en la Tabla 13.

Tabla 13. Las mediciones de reología, resistencia del gel, y pérdida de fluido realizadas en los fluidos basados en agua que comprenden biomasa de microalgas La viscosidad plástica y el punto de fluencia se incrementaron con el incremento en la cantidad de biomasa de microalgas añadida.

La resistencia del gel de los fluidos preparados se incrementó con un incremento en la cantidad por ciento de biomasa de microalgas añadida. Tanto la lectura de resistencia del gel a los 10 segundos como a los 10 minutos fueron mejores para los fluidos que comprenden 3% o 4% de biomasa que para los fluidos que comprenden menos cantidad de biomasa. Mientras que el incremento de la biomasa en los fluidos preparados resultó en un aumento de la resistencia del gel después de períodos de incubación de 10 segundos y 10 minutos, para una concentración dada de biomasa, las resistencias de gel de los geles de 10 segundos y 10 minutos se mantuvieron relativamente sin cambios.

La pérdida de fluido mostró una tendencia decreciente con una concentración creciente de biomasa agotada de microalgas. Una disminución en la pérdida de fluidos se observó con un incremento en la cantidad de biomasa de microalgas añadida al fluido. Los datos presentados en la Tabla 13 demuestran que la biomasa agotada de microalgas aumenta la viscosidad del fluido y la resistencia del gel y mejora el control de pérdida de fluido.

Ejemplo 13: Estudios de Reología y de Pérdida de Fluidos API de fluidos Base de Agua preparados con biomasa de microalgas y químicos de campo petrolero En este ejemplo, los fluidos a base de agua que comprenden biomasa agotada de Prototheca moriformis (UTEX 1435) del Ejemplo 8 y diferentes químicos de campo petrolero se examinaron para viscosidad, resistencia del gel, y control de pérdida de fluido. Las composiciones de muestras de fluido A-N fueron cada una preparadas mezclando 350 mi de agua, 2% de KC1 (p/v), el tipo y el porcentaje de concentración (p/v) de producto químico de campo petrolero indicados en la Tabla 15, y la concentración por ciento (p/v) de biomasa seca de microalgas indicada en la Tabla 14. Los químicos del campo petrolero probados en este ejemplo fueron hidroxiethilcelulosa (HEC), goma de xantano (XG), poliacrilamida (PA), goma de guar, carboximethilcelosa (CMC) con un bajo grado de sustitución (LDS- CMC), alto grado de sustitución CMC (HDS - CMC), y bentonita. Las muestras se llevaron a un pH final de 8.0-9.0.

Las mediciones de reología para cada muestra, medidas usando un viscosímetro FANN® Modelo 35 a las rpm indicadas, se presentan en la Tabla 15. Los cálculos de la viscosidad plástica y del punto de fluencia se determinaron a partir de las lecturas del viscosímetro. Las resistencias del gel, presentadas en la Tabla 15, se midieron a 3 rpm después de períodos de incubación de 10 segundos y 10 minutos. Cada muestra se sometió además a la prueba de pérdida de fluido de API a temperatura ambiente (20-25°C). Para cada muestra A-N, el volumen del fluido que pasa a través del filtro después de 7.5 minutos y 30 minutos se indica en la Tabla 15 más abajo.

Tabla 14. Porcentaje (p/v) de biomasa de microalgas usado en los fluidos a base de agua Tabla 15. Perfiles de reología, resistencia del gel y mediciones de Pérdida de Fluidos API de fluidos a base de agua preparados con biomasa de microalgas y químicos de campo petrolero La adición incrementada de biomasa de microalgas a los fluidos a base de agua incrementó la viscosidad plástica de los fluidos que comprenden los químicos de campo petrolero probados. La adición incrementada de biomasa de microalgas a los fluidos a base de agua incrementó el punto de fluencia de los fluidos a base de agua preparados con HEC, XG, goma de guar, LDS-CMC, o HDS-CMC. Un incremento de >10 veces en la Pv y el YP se observó en los fluidos a base de agua que comprenden HEC como resultado del incremento de la concentración de biomasa de microalgas de 0.4% al 4%. Un incremento de >10 veces en el YP se observó para los fluidos a base de agua que comprenden goma de xantano como resultado de la concentración de biomasa de microalgas de 0.4% al 4%. Un incremento de 3 veces en el YP se observó para los fluidos a base de agua como resultado de la concentración de biomasa de microalgas del 0.4% al 4%. Una disminución en el YP se observó para los fluidos a base de agua que comprenden PA o bentonita como resultado de la concentración de biomasa de microalgas de 0.4% a 4%. No hubo efecto de un incremento en la biomasa de microalgas en la resistencia del gel de los fluidos a base de agua que comprende LDS-CMC o HDS-CMC.

La adición incrementada de biomasa de microalgas a los fluidos a base de agua incrementó la resistencia del gel de los fluidos preparados con HEC, XG, y goma guar. Un aumento de 2 veces o más en la resistencia del gel se expuso por los fluidos a base de agua que comprenden HEC o XG como resultado del incremento de la concentración de biomasa de microalgas de 0.4% a 4%. Un aumento del 33% en la resistencia del gel se expuso por los fluidos a base de agua que comprenden goma guar como un resultado del aumento de la concentración de biomasa de microalgas de 0.4% a 4%. El resultado de un incremento en la concentración de biomasa de microalgas de 0.4% a 4% en a los fluidos a base de agua que comprenden ya sea PA o bentonita fue una disminución de la resistencia del gel.

La adición incrementada de la biomasa de microalgas a los fluidos a base de agua incrementó el control de pérdida de fluido de fluidos que comprenden los químicos de campos de aceite probados por la Prueba de Pérdida de Fluido API. Después de 30 minutos, se observó una disminución de >10 veces en la pérdida de fluido para el fluido a base de agua que comprende PA o HDS-CMC como resultado del aumento de la concentración de biomasa de microalgas de 0.4% a 4%. El resultado del incremento de la concentración de biomasa de microalgas de 0.4% a 4% en el control de pérdida de fluido de los fluidos a base de agua que comprenden goma guar estuvo cerca de una interrupción completa de la pérdida de fluido. Para la Muestra G, que comprende goma de guar y 0.4% de biomasa agotada de microalgas, todo el fluido probado pasó por el filtro en menos de 6 minutos (como se indica en la Tabla 15 por un (*)). La Muestra H, que comprende goma de guar y 4.0% de biomasa agotada de microalgas, exhibió una pérdida de fluido de sólo 4.5 mi y 7.0 mi después de 7.5 minutos y 30 minutos, respectivamente.

Estos datos demuestran que la adición de biomasa agotada de microalgas mejoró el control de pérdida de fluido y disminuye la pérdida de fluido de los fluidos a base de agua que comprenden químicos de campos de aceite. Además, estos datos indican la utilidad del uso de la biomasa de microalgas como aditivo de control de pérdida de fluido en los fluidos de perforación.

Ejemplo 14: Estudios de Reología y de Pérdida de Fluidos API Fluid de fluidos a base de agua preparados con biomasa de microalgas y químicos de campos de aceite En este ejemplo, los fluidos a base de agua que comprenden biomasa agotada de Prototheca moriformis (UTEX 1435) del Ejemplo 8 y diferentes químicos de campo petrolero se examinaron para viscosidad, resistencia del gel, y control de pérdida de fluido. Las composiciones de las muestras de fluido A-S se prepararon cada una mezclando 350 mi de agua, 2% de KC1 (p/v), el tipo y el por ciento (p/v) de químico de campo petrolero indicado en la Tabla 16, y el por ciento (p/v) de biomasa secada de microalgas indicado en la Tabla 16. Los químicos del campo petrolero probados en este ejemplo fueron goma de xantano (XG), poliacrilamida (PA), celosa polianiónica (PAC), almidón, y bentonita. Las muestras se llevaron a un pH final de 8.0-9.0.

Las mediciones de reología para cada muestra, medidas usando un viscosímetro FANN® Modelo 35 a las rpm indicadas, se presentan en la Tabla 17. Los cálculos de la viscosidad plástica y del punto de fluencia se determinaron a partir de las lecturas del viscosímetro. Las resistencias del gel, presentadas en la Tabla 17, se midieron a 3 rpm después de períodos de incubación de 10 segundos y 10 minutos. Cada muestra se sometió además a la prueba de pérdida de fluido de API a temperatura ambiente (20-25°C). Para cada muestra A-S, el volumen del fluido que pasa a través del filtro después de 7.5 minutos y 30 minutos se indica en la Tabla 17 más abajo.

Tabla 16. Por ciento (p/v) de biomasa de microalgas y químicos de campo petrolero usados en los fluidos a base de agua Tabla 17. Perfiles de reología, foratelza de gel y mediciones de la Pérdida de Fluido API de los fluidos basados en agua preparados con biomasa de microalgas y químicos de campo petrolero Ejemplo 15: Efectos de la temperatura sobre las propiedades reológicas y la pérdida de fluido de fluidos a base de agua preparados con biomasa de microalgas y un eliminador de oxígeno En este ejemplo, el efecto de la temperatura en las propiedades reológicas y de control de pérdida de fluido de fluidos basados en agua que comprenden biomasa agotada de Prototheca moriformis (UTEX 1435) del Ejemplo 8 y un eliminador de oxígeno se examinó. El fluido se preparó mezclando 350 mi de agua, 2% de KC1 (p/v), 0,15% de goma de xantano (p/v), 4% (p/v) de biomasa seca de microalgas, y 75 ppm del eliminador de oxígeno. El fluido se ajustó a un pH final de 8.0-9.0. El perfil reológico a temperatura ambiente, resistencia del gel, y las propiedades de pérdida de fluido del fluido antes y depués de un tratamiento de 30 minutos a 120°C se presentan en la Tabla 18.

Tabla 18. El impacto del tratamiento térmico sobre el perfil reológico, la resistencia del gel, y las propiedades de pérdida de fluido API del fluido a base de agua preparado con la biomasa agotada de microalgas y un eliminador de oxígeno El resultado del tratamiento con calor por 30 minutos a 120°C en el perfil reológico del fluido fue una disminución menor en la viscosidad. Sin embargo, la viscosidad plástica del fluido no se afectó. El fluido tratado con calor mantuvo el 89% de su punto de fluencia. La resistencia del gel del fluido se incrementó después del tratamiento con calor. Las propiedades de pérdida de fluido no cambiaron apreciablemente como resultado del tratamiento con calor. Estos datos indican que la reología a la temperatura ambiente, la resistencia del gel, y las propiedades de pérdida de fluido de un fluido preparado con 4% de biomasa agotada de microalgas y 75 ppm de un eliminador de oxígeno son estables a una exposición de calor de 120°C.

Ejemplo 16: Propiedades de la pérdida de fluidos de fluidos a base de agua que contienen diversas cantidades de biomasa agotada de microalgas En este ejemplo, los fluidos a base de agua que comprenden biomasa agotada de Prototheca moriformis del Ejemplo 8 y goma de xantano se examinaron para las propiedades de control de pérdida de fluido a 120°F (48.9°C). Las composiciones de muestra de fluido A-H se prepararon cada una mezclando en agua el tipo y por ciento (p/v) de la sal de salmuera indicada en la Tabla 19, el por ciento (p/v) de biomasa agotada de microalgas indicado en la Tabla 19, y 0,15% p/v de goma de xantano. La goma de xantano Kelco Xanvis® se usó en la preparación de los fluidos descritos en este ejemplo. Después de mezclados, los fluidos se envejecieron por 16 horas a la temperatura indicada en las Tablas 19, 20, y 21, y entonces se sometieron a los análisis de pérdida de fluido estático. Las pruebas de pérdida de fluido estático se llevaron a cabo en discos de cerámica de tamaño de poro 5, 10, o 20 mieras. Los discos de cerámica se pesaron previamente y se empaparon en salmuera antes de su uso. Las pruebas de pérdida de fluido se realizaron a 120°F y un diferencial de presión de 100-psi por 1 hora o hasta que se alcanzó la pérdida máxima de fluido. La pérdida instantánea, que el fluido que pasa a través del disco de cerámica por la aplicación inicial del fluido, así como la pérdida total de fluido, que el fluido que pasa a través del disco de cerámica después de 1 hora, se informó en mililitros.

Las mediciones de peso de la torta de filtro, la pérdida instantánea, y la pérdida total de líquido se presentan en la Tabla 20, Tabla 21 y Tabla 22.

Tabla 19. Tipo y por ciento (p/v) de los materiales añadidos a los fluidos a base de agua Tabla 20. Efecto de la Temperatura de Envejecimiento en las propiedades de pérdida de fluido de fluidos a base de agua que comprenden KCl y varios porcentajes de biomasa agotada de microalgas Como se muestra en la Tabla 20, los fluidos que comprenden biomasa agotada de microalgas oleaginosa se caracterizaron por un incremento del peso de la torta de filtro y una disminución en la pérdida total de líquido cuando son sometidos a una prueba de filtro estático con respecto a los fluidos que carecen de biomasa de microalgas oleaginosa. Cuando se envejeció a 120°F, la Muestra B (la cual comprende 2% p/v de biomasa agotada de microalgas) exhibió una disminución de >5 veces en la pérdida de fluido sobre un filtro de 5 mieras y una disminución de > 3 veces en la pérdida de fluido sobre un filtro de 10 mieras con respecto a la Muestra A (que carecen de biomasa gatada de microalgas).

Tabla 21. Propiedades de la pérdida de fluidos de fluidos a base de agua que comprenden NaCl y varios porcentajes de microalgas gastadas Como se muestra en la Tabla 21 , los fluidos que comprenden biomasa agotada de microalga oleaginosa se caracterizaron por un incremento en el peso de la torta de filtro, una disminución en la pérdida de la aceleración, y una disminución en la pérdida total de fluido cuando se sometieron a una prueba de filtro estático con respecto a los fluidos que carecen de biomasa de microalgas oleaginosa. Cuando se envejeció a 120°F, la Muestra E (la cual comprende 2% p/v de biomasa agotada de microalgas respectivamente) exhibió una disminución de >7 veces en la pérdida de fluido sobre un filtro de 5 mieras y una disminución de >3 veces en la pérdida de fluido sobre un filtro de 10 mieras con respecto a la muestra C (que carece de biomasa agotada de microalgas) envejecido a 120°F. La muestra D, que comprende 1 % (p/v) de biomasa agotada de microalgas, exhibió valores de pérdida instantánea y de pérdida total de fluido intermedios cuando se sometió a una prueba de filtro estático usando filtros de cerámica de tamaño de poro de 5 mieras y 10 mieras.

Tabla 22. Propiedades de la pérdida de fluidos de fluidos a base de agua que comprenden NaBr y varios porcentajes de biomasa agotada de microalgas Como se muestra en la Tabla 22, los fluidos que comprenden biomasa agotada de microalgas oleaginosa se caracterizaron por un incremento en el peso de la torta de filtro, una disminución en la pérdida de la aceleración, y una disminución en la pérdida total de fluido cuando se somete a una prueba de filtro estático con respecto a los fluidos que carecen de biomasa de microalgas oleaginosa. Cuando se envejeció a 120°F, la Muestra H (la cual comprende 2% p/v de biomasa agotada de microalgas respectivamente) exhibió una disminución de >5 veces en la pérdida de fluido sobre un filtro de 5 mieras y una disminución de >4 veces en la pérdida de fluido sobre un filtro de 10 mieras respecto a la Muestra F (que carece de biomasa agotada de microalgas) envejecido a 120°F. La Muestra G, que comprende 1% (p/v) de biomasa agotada de microalgas oleaginosa, exhibió valores de pérdida de chorro y de pérdida de fluido total intermedios cuando se sometió a la prueba de filtro estático usando un filtro de cerámica de tamaño de poro de 5 mieras.

Estos datos demuestran que la adición de biomasa agotada microbiana disminuye la pérdida de fluido y la pérdida instantánea de fluidos que comprenden un químico de campo petrolero.

Ejemplo 17: Propiedades reológicas de los fluidos a base de agua que comprenden varios porcentajes de biomasa agotada de microalgas En este ejemplo, los fluidos a base de agua que comprenden biomasa agotada de Prototheca moriformis (UTEX 1435) del Ejemplo 8, goma de xantano, y sales se examinaron para las propiedades reológicas a 120F (48.9C). Las composiciones de las muestras de fluido A-H se prepararon cada una mezclando en agua el tipo y porcentaje (p/v) de la sal de salmuera indicada en la Tabla 19 (véase el Ejemplo 16), el por ciento (p/v) de biomasa agotada de microalgas indicado en la Tabla 19, y 0,15% de goma de xantano. Kelco Xanvis® goma de xantano se usó en la preparación de los fluidos descritos en este ejemplo. Después de mezclados, los fluidos se calentaron a 120°F y entonces analizados para las propiedades reológicas usando un viscosímetro Chandler 3500LS. Los fluidos fueron envejecidos por 16 horas a la temperatura indicada en las Tablas 23, 24, y 25, y entonces de nuevo sometidos a medidas de reología. Las Tablas 23, 24, y 25 enumeran los resultados de estas pruebas reológicas.

Tabla 23. Efecto de la Temperatura de Envejecimiento en las propiedades reológicas de los fluidos a base de agua que comprenden KCl y varios porcentajes de biomasa agotada de microalgas Como se muestra en la Tabla 23, la Muestra B, que comprende 2% p/v de biomasa agotada de microalgas oleaginosa, respecto a la Muestra A que carece de biomasa de microalgas oleaginosa, se caracterizó por un incremento en la viscosidad calculada, medida a una velocidad de cizalla de 1 seg" , 10 seg" , y 100 seg" , en la medida en que la temperatura de envejecimiento se incrementa de 120°F a 325°F. Además, la Muestra B, respecto a la Muestra A se caracterizó por una disminución en el índice de comportamiento de flujo (?') en la medida en que se incrementó la temperatura de envejecimiento de 120°F a 325°F.

Tabla 24. Las propiedades reológicas de los fluidos a base de agua que comprenden NaCl y varios porcentajes de biomasa agotada Como se muestra en la Tabla 24, los fluidos que comprenden biomasa agotada de microalgas oleaginosa, respecto al fluido control que carece de biomasa de microalgas oleaginosa, se caracterizaron por un incremento en la viscosidad calculada, medida a una velocidad de cizalla de 1 seg"1, 10 seg"1, and 100 seg"1. Después del envejecimiento 120°F, la Muestra E, que comprende 2% p/v de biomasa agotada de microalgas oleaginosa se caracterizó por un incremento en la viscosidad calculada medida a una velocidad de cizalla de 1 seg-1 , 10 seg-1, and 100 seg-1, mientras que la Muestra C, después del envejecimiento a 120°F exhibió una disminución de las viscosidades calculadas a todas las velocidades de cizalla probadas.

Tabla 25. Propiedades Teológicas de los fluidos a base de agua que comprenden NaBr y varios porcentajes de biomasa agotada de microalgas Como se muestra en la Tabla 25, los fluidos que comprenden biomasa agotada de microalgas oleaginosa, respecto al fluido control que carece de biomasa de microalgas oleaginosa, se caracterizaron por un incremento en la viscosidad calculada, medidada a una velocidad de cizalla de 1 seg"1, 10 seg*1, y 100 seg"1. Después del envejecimiento a 120°F, las Muestras G y H, que comprenden 1% y 2% p/v de biomasa agotada de microalgas oleaginosa, respectivamente, se caracterizaron por un incremento en la viscosidad calculada medida a una velocidad de cizalla de 1 seg"1, 10 seg"1, y 100 seg"1, mientras que la muestra F después del envejecimiento a 120°F, exhibió una disminución en la viscosidad calculada a una velocidad de cizalla de 1 seg"1.

Se entiende que los ejemplos y modalidades descritas en la presente descripción son para propósitos ilustrativos solamente y que, a la luz de lo anterior, varias modificaciones o cambios serán sugeridos a las personas expertas en la materia y deben incluirse dentro del espíritu y ámbito de esta solicitud y alcance de las reivindicaciones adjuntas.

Claims

REIVINDICACIONES Un fluido para usar en la creación o mantenimiento de, o producción de, un orificio de pozo o pozo, el fluido comprende biomasa de un microbio oleaginoso.
2. El fluido de la reivindicación 1 , en donde la biomasa funciona como un agente de unión, un agente de control de pérdida de fluido, un modificador de la viscosidad, un emulsionante, un lubricante, o un modificador de densidad.
3. El fluido de la reivindicación 1 , en donde el fluido comprende un solvente acuoso o no acuoso y opcionalmente comprende uno o más componentes adicionales de modo que el fluido es operable como un fluido de perforación, un un fluido para perforación en la zona productora, un fluido de reacondicionamiento, un fluido de emplazamiento, un fluido de cementación, un fluido del reservorio, un fluido de producción, un fluido de fracturación hidráulica, o un fluido de terminación.
4. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 3, en donde el microbio oleaginoso se selecciona del grupo que consiste de microalgas, levadura, hongos, y bacterias.
5. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 4, en donde la biomasa microbiana comprende células intactas, células lisadas, una combinación de células intactas y lisadas, células a partir de las cuales se extrae aceite, o polisacárido a partir del microbio oleaginoso.
6. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 5 en donde la biomasa microbiana se modifica químicamente.
7. El fluido de la reivindicación 6, en donde la modificación química comprende unión covalente de porciones hidrófobas, hidrófilas, amónicas, y catiónicas.
8. El fluido de la reivindicación 7 en donde la biomasa microbiana se modifica químicamente a través de una o más reacciones químicas seleccionadas del grupo que consiste de transesterificación, saponificación, reticulación, anionización, acetilación, e hidrólisis.
9. El fluido de la reivindicación 8, en donde la anionización es carboximetilación.
10. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 9, en donde la biomasa microbiana es aproximadamente 0.1% a aproximadamente 20% en peso del fluido.
11. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 10, el fluido además comprende uno o más aditivos seleccionados del grupo que consiste de bentonita, goma de xantano, goma de guar, almidón, carboximetilcelulosa, hidroxietilcelulosa, celulosa polianiónica, biocida, un agente de ajuste de pH, un eliminador de oxígeno, un espumante, un demulsificador, un inhibidor de la corrosión, un agente de control de la arcilla, un dispersante, un floculante, un reductor de la fricción, un agente de unión, un lubricante, un viscosificador, una sal, un surfactante, un ácido, un aditivo de control de pérdida de fluido, un gas, un emulsionante, un modificador de la densidad, combustible diesel, y un afrón.
12. El fluido de la reivindicación 11 en donde el fluido comprende un afrón con un diámetro promedio de 5 a 50 micrómetros a una concentración de aproximadamente 0.001 % a 5% en masa del fluido.
13. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 12, en donde la biomasa resulta de uno o más de secado, prensado, y extracción con solvente de aceite del microbio oleaginoso.
14. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 13, en donde la biomasa se produce por el crecimiento heterótrofo del microbio oleaginoso.
15. El fluido de la reivindicación 14, en donde el microbio oleaginoso es un heterótrofo obligado.
16. El fluido de la reivindicación 15, en donde el microbio oleaginoso es Prototheca moriformis.
17. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 16, en donde el fluido tiene una reducción de la prueba de pérdida de fluido API en comparación con los fluidos que carecen de la biomasa.
18. Un fluido de cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en donde el fluido se caracteriza por una reducción de la pérdida de fluido mayor que 2, 5, o 10 veces en relación con un fluido control que carece de biomasa microbiana oleaginosa de acuerdo con la prueba de pérdida de fluido API por una duración de 7.5 o 30 minutos.
19. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones anteriores en donde el fluido se caracteriza por un aumento de 2 veces, 5 veces, 10 veces o más en el punto de fluencia con relación a un fluido de control que carece de biomasa microbiana oleaginosa medido usando un viscosímetro tipo Couette.
20. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones anteriores en donde el fluido se caracteriza por una disminución de al menos 2 veces en el volumen de pérdida de chorro respecto a un fluido control que carece de la biomasa microbiana oleaginosa medido de acuerdo con una prueba de pérdida de fluido estática realizada con un filtro de disco de cerámica.
21. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones anteriores en donde el fluido se caracteriza por una disminución de al menos 2 veces en el volumen de pérdida total de fluido respecto a un fluido control que carece de la biomasa microbiana oleaginosa medido de acuerdo con una prueba de pérdida de fluido estática realizada con un disco de cerámica.
22. El fluido de la reivindicación 20 o 21, en donde la prueba de pérdida de fluido estática se realiza con un disco de cerámica que tiene un tamaño de poro seleccionado del grupo que consiste de 5 mieras, 10 mieras, y 20 mieras.
23. El fluido de la reivindicación 21 o 22 en donde la pérdida total de fluido se mide después de una duración de 30 minutos o 60 minutos.
24. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en donde el fluido se caracteriza por un aumento de al menos 2 veces en la resistencia del gel con respecto a un fluido control que carece de biomasa microbiana oleaginosa de acuerdo con una prueba de resistencia del gel realizada con un viscosímetro tipo Couette.
25. El fluido de la reivindicación 24 en donde la prueba de resistencia del gel se realiza para uan de las duraciones seleccionada de 7.5 minutos y 30 minutos.
26. El fluido de cualquiera de las reivindicaciones anteriores en donde el fluido se caracteriza por una viscosidad superior calculada después del envejecimiento a una temperatura de entre 18°C y 200°C por al menos 16 horas, que antes del envejecimiento, cuando se mide a una velocidad de cizalla entre 0.01/seg y 1000/seg.
27. Un método para crear un pozo, o mantener, o producir un fluido de producción a partir de un pozo, el método comprende introducir un fluido de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones anteriores.
28. El método de la reivindicación 27, que comprende usar el fluido para una operación de servicio de pozo seleccionada del grupo que consiste de: operaciones de terminación, operaciones de control de arena, operaciones de reacondicionamiento, y operaciones de fracturación hidráulica.
29. El método de la reivindicación 27, que comprende perforar un pozo a través de una formación por funcionamiento de un ensamblaje de perforación para perforar un pozo mientras que se circula un fluido de perforación a través del pozo.
30. Un método de cualquiera de las reivindicaciones 27 a 29, en donde la biomasa ocluyes los poros en orificio del pozo o pozo.
31. Un método de la reivindicación 29, en donde la biomasa proporciona lubricación para una broca del ensamblaje de perforación.
32. Un método de la reivindicación 28, en donde la biomasa aumenta la viscosidad del fluido.
33. Un método para estimular producción de metano de microbios metanogénicos en un pozo que comprende introducr biomasa producida al cultivar un microbio oleaginoso en el pozo.